福建黄栀组培快繁技术论文

福建黄栀的组培快繁技术研究
摘要以黄栀幼苗的顶芽为试验材料进行组织培养，筛选出黄栀不同组培阶段适宜的培养基配方，结果表明：最适的丛生芽诱导培养基为ms+6-ba 1.0 mg/l+naa 0.6 mg/l，出芽率达100%，且芽长势最好；丛生芽生根培养基为1/2 ms+naa 0.1 mg/l，生根率高达100%，且产生的根较粗壮，侧根较多。

关键词黄栀；组织培养；顶芽；快速繁殖
中图分类号q949.781.1；s722.3+7文献标识码a文章编号1007-5739（2010）24-0190-01
studyontissuecultureandrapidpropagationofgardeniajasmi noidesellisinfujianprovince
xia ningbai jiechen guan-shui *
（school of life sciences，fujian agriculture and forestry university，fuzhou fujian 350002）
abstractthe terminal buds of gardenia jasminoides ellis seedling were used to determine the optimum medium in different stage of tissue culture. the results showed that the optimum medium for bud formation was ms+6-ba 1.0 mg/l+naa 0.6 mg/l，in which the budding rate was 100% and the buds grew well. for root formation，the optimum medium was 1/2 ms+naa 0.1 mg/l，in which the rooting rate was 100% and the roots was sturdy, the lateral root was more.
key wordsgardenia jasminoides ellis；tissue culture；terminal bud；rapid propagation
黄栀（gardenia jasminoides ellis.）为茜草科黄栀子属常绿灌木或小乔木，原产于我国长江流域以南各省区，主产于江西、抚州等地区。

黄栀花、果、根和叶均有用途，主要是作为造园、造景与推动公共工程时美化环境之用，是著名的香花之一。

黄栀的成熟干果是传统中药材，内含京尼平甙、栀子甙等，味苦性寒，具有泻火除烦、清热利尿、凉血解毒、散瘀血等功效；用黄栀干果提炼而成的天然色素栀子黄、栀子蓝广泛应用于食品、医药等行业。

黄栀的繁殖通常采用压条或扦插，但繁殖系数较低，且受季节限制[1]，难以满足市场的需求，应用组织培养的方法可提高其繁殖系数，缩短培养时间。

该研究以黄栀的顶芽为外植体，进行黄栀丛生芽的诱导及其生根技术的研究，从中筛选出适合黄栀再生的最适培养基激素浓度配比及培养条件，建立无性繁殖系，以为加快黄栀繁殖推广提供技术保证。

1材料与方法
1.1试验材料
以采自福建省闽清县的野生山黄栀的果实为初始材料，获得黄栀无菌苗，再以黄栀无菌苗的顶芽为外植体材料进行诱导试验。

1.2试验方法
1.2.1不同培养基的配方。

为了选择最佳的培养基体系，根据组
培的不同阶段设计了多种培养基配方。

表1为丛生芽诱导培养基的系列配方（a1～a12），表2为生根培养基的系列配方（b1～b3）。

所有培养基均为固体培养基，加入0.8%琼脂、3%蔗糖，ph值为
5.8[2]。

1.2.2无菌苗的培养。

将黄栀的果实洗净后剥去果皮，放入自来水中浸泡3 h。

用自来水冲洗直至将果肉洗净，再用洗衣粉浸洗10 min，后用去离子水对种子进行多次冲洗，直至冲洗的水呈无色透明，将种子置于烧杯中，放在无菌工作台上，用75%酒精振荡消毒20 s，无菌水冲洗2～3次，再用2.5%次氯酸钠消毒2 min，用无菌水冲洗4～6次，接入ms基本培养基中进行培养。

1.2.3丛生芽诱导培养基筛选。

待苗长成后，取下顶芽，接种于丛生芽诱导培养基上，每个处理接种20个顶芽，每10 d观察1次并记录诱导情况。

统计30 d后的诱导率，选出最适培养基对丛生芽进行继代增殖培养[3]。

1.2.4生根培养基筛选。

将继代增殖的芽切割成单株，接入不同的生根培养基中进行生根培养，每个处理接种株数为12株，统计30 d后的生根率，依据各处理生根率大小，选择最适生根培养基[4]。

2结果与分析
2.1丛生芽初代培养基的筛选
从表3可以看出，随着激素浓度的升高，诱导芽的分化数逐渐增加，达到一定浓度后，随着激素浓度的增加，诱导芽虽然仍然保持一定的分化数，但芽的长势较差，有效芽（下转第197页）
少。

处理a6的芽长势最好，且出芽率达100%。

因此，可选用该浓度配比的培养基（ms+6-ba 1.0 mg/l+naa 0.6 mg/l）对丛生芽进行继代培养。

2.2丛生芽的继代增殖培养
将初代培养形成的不定芽切成1 cm左右的顶芽或带腋芽的茎段，用上述筛选出的最适培养基（ms+6-ba 1.0 mg/l+naa 0.6 mg/l）对丛生芽进行继代培养，得到大量长势良好的继代丛生芽。

2.3丛生芽生根培养基的筛选
从表4可以看出，iba和naa对黄栀的生根影响较大。

在不添加生长素时（处理b1），黄栀幼苗不能生根，而添加iba和naa后生根效果比较明显，添加naa的生根率优于iba。

处理b2能在较短时间内诱导植株生根，且产生的根较粗壮，侧根也多，根较长，诱导率高，试管苗叶色浓绿。

处理b3的生根率显著降低，出根时间延长，且诱导出的根细长，畸形根较多，部分根颜色浓绿，侧根数量较少，并且基部产生大量愈伤组织。

因此，得到丛生芽最适生根培养基为1/2 ms+naa 0.1 mg/l，此结果与其他学者的研究结果基本相符。

3结论与讨论
在植物离体培养中，植物激素对器官分化的调节起非常重要的作用，尤其是细胞分裂素与生长素的比值对组织的发育起决定性作用，只有配合使用适当的植物生长调节剂才能诱导细胞分裂的启动、愈伤组织的生长以及不定根、不定芽的分化与发育等[5]。

有
关栀子的组织培养相继有过报道，栀子茎段在含适宜浓度的ba、kt 的ms培养基中可获得丛生芽，ms+ba2.0 mg/l+naa 0.1 mg/l有利于增殖扩繁，而naa利于栀子的生根[2]。

不同部位外植体进行无菌苗的诱导培养，诱导率表现为带腋芽的茎段>顶芽，而叶片则不能被诱导发芽[6]。

该试验用不同浓度配比的6-ba和naa对顶芽进行诱导培养，得到了最适诱芽培养基（ms+6-ba 1.0 mg/l+naa 0.6 mg/l）和生根培养基（1/2 ms +naa 0.1 mg/l）。

但是从试验中也可以看出，愈伤组织基本难以分化，初步判断黄栀组织快繁不适宜用愈伤组织诱导丛生芽，至于是否有适宜愈伤组织分化的培养基还有待进一步试验研究[7-9]。

4参考文献
[1] 马文景，米受恩.栀子组织培养适宜培养基的研究[j].甘肃农业大学报，1993，28（1）：77-81.
[2] 赵长新，廉美兰，朴炫春.栀子组织培养与快速繁殖[j].延边大学农学学报，2005，27（3）：159-162.
[3] 张磊，翟学信.外源激素对杂种酸模叶组培效果的影响[j].华北农学报，2000，15（2）：81-84.
[4] 孙瑞芬，李天然.草莓组培快繁及叶片诱导植株再生的研究[j].华北农学报，2002，17（4）：49-53.
[5] 王育选，石哓荟，王玉国.栀子组织培养及快速繁殖研究[j].山西农业大学学报：自然科学版，2008，28（3）：260-262.
[6] 陆斐，刘宝光，刘玉波，等.栀子的组织培养快速繁殖技术[j].北华大学学报：自然科学版，2000，1（6）：533-535.
[7] 韩传明，段祖安，张明忠，等.荷兰栀子组织培养和快速繁殖的研究[j].山东林业科技，2003（2）：10-11.
[8] 李彬.naa对栀子组织培养繁殖效应的研究[j].甘肃农业大学学报，2000，35（2）：210-212，231.
[9] 彭远英，彭正松，胥晓.栀子组织培养一步成苗[j].园艺学报，2004，31（4）：476.
注：本文中所涉及到的图表、注解、公式等内容请以pdf格式阅读原文。