心肌梗死动物模型具体方法及步骤

合集下载

心肌梗死的动物模型制作

心肌梗死的动物模型制作心肌梗死是一种严重的心血管疾病，其主要病理特征是冠状动脉的阻塞导致心肌缺血与坏死。

为了研究心肌梗死的发病机制和寻找可能的治疗方法，研究人员常常利用动物模型来模拟心肌梗死的发生。

下面，我将介绍一种常用的大鼠心肌梗死动物模型制作方法。

制作大鼠心肌梗死动物模型可以按照以下步骤进行：1.动物选择。

常用的实验动物有大鼠和猪。

由于大鼠的心血管解剖和生理特征与人类较为接近，同时成本较低，因此大鼠是一种常见的选择。

2.麻醉动物。

使用适量的麻醉剂，如异氟醚或七氟醚等，来使动物处于麻醉状态。

确保动物处于无痛苦的状态。

3.固定动物。

将动物固定在手术台上，以避免动物在手术过程中的移动。

4.体表消毒。

在手术区域进行局部消毒，以防止感染。

5. 做出胸骨切口。

在胸骨两侧做出1-2cm的胸骨切口，用手术器械将胸骨分开，暴露出心脏。

6.找到冠状动脉。

用吸引管或者类似的器械将心包囊抽吸，暴露出心脏表面。

紧邻左心室肌肉的左前降支是心肌梗死的常见发生区域。

7.梗死诱导。

用细导管或者相似的器械将一根可以封堵冠状动脉的丝线或者微球导入至冠状动脉中，使其堵塞。

这一步骤可以模拟冠状动脉的阻塞引发心肌梗死。

8.恢复心脏正常血流。

待梗死产生一段时间后（一般为30分钟-60分钟），再次将导管或器械取出，恢复冠状动脉的血流。

9.缝合胸骨。

将胸骨进行缝合，确保伤口能够愈合。

10.外科处理。

术后外科处理，如用抗生素进行预防性治疗，避免可能的感染。

研究人员可以通过观察心肌梗死后的心电图变化、心肌组织的病理切片等方式来评估心肌梗死的程度与发展。

总的说来，大鼠心肌梗死动物模型是一种常见的研究心肌梗死发病机制的实验模型。

通过制造大鼠心肌梗死动物模型，研究人员可以更好地模拟心肌梗死的发生，寻找新的治疗策略和探索其发病机制。

当然，在制作动物模型时，需要严格遵循相关伦理规范和动物保护法律法规，确保动物的利益和权益不受损害。

此外，动物模型只是研究的一部分，结合体外实验和临床数据，才能更全面地了解心肌梗死的病理机制及治疗方法。

家兔心肌梗死造模

家兔心肌梗死造模一、实验目的建立家兔心肌梗死模型并观察心电图掌握冠状动脉结扎以及静脉注射二、实验材料实验动物：家兔1.9kg 雌性实验仪器：生物信号采集处理器，针形记录电板，体重秤，兔台，动物手术器材，线，注射器实验药品：氨基甲酸乙酯，垂体后叶素三、实验方法1、实验系统连接及参数设置血压换能器固定于铁支柱上，高度与心脏处于同一水平面。

压力换能器输出线接微机生物信号采集处理系统输入通道。

仪器参数：RM6240系统：在“实验”菜单中选择“兔动脉血压调节”。

仪器参数：时间常数0.2s，滤波频率100HZ，扫描速度250ms/div。

2、家兔称重后，按1g/kg体重的剂量于耳缘静脉注射200g/L的氨基甲酸乙酯麻醉。

快速推注2/3麻醉剂后，观察家兔角膜发射，酌情推注所余药物。

动物麻醉后仰卧于手术台上，固定四肢，前肢交叉固定，用棉绳钩住兔门齿，将绳拉紧并缚于兔台铁柱上。

3、药物法：3.1按Ⅱ导联心电图分别将绿色、红色、黑色针形电极插入家兔右上肢、左下肢、右下肢皮下。

开始记录家兔的心电图。

3.2记录一段正常心电图后，以2.5单位/kg的剂量给称重1.9Kg的雌性家兔注射垂体后叶素4.75单位。

连续记录心电图.4、结扎法：4.1胸部手术。

胸前区剪毛，于胸骨左缘第2～4肋间断肋，暴露纵隔及心脏，保持两侧胸膜完整，避免发生气胸，纵行切开心包，提起左心耳，距主动脉根部冠脉开口3mm以及5mm处双重结扎左冠状前降支，随后关闭胸腔。

整个手术过程用5%葡萄糖生理盐水静脉滴注。

4.2结扎左冠状动脉前降支后，观察心脏梗死区，记录心电图。

四、实验结果见课堂打印1、注射垂体后叶素可成功建立家兔心肌梗死模型。

（附页）2、结扎后，心肌变紫，搏动减弱，本组实验无法显示实验结果，因此失败，若模型建立成功可见到ST段抬高。

五、实验讨论1、实验对象的选择。

本实验之所以选择家兔是因为有以下几点优点：①家兔体形适中，适应能力强，耐受创伤。

②家兔冠状动脉原有侧支循环比其他动物少，易于操作。

大鼠急性心肌梗死模型的制备

实验流程： 1、麻醉动物 2、建立人工气道，机械通气 3、开胸，暴露心脏，结扎左冠状动脉 4、心电图验证损伤电流，确认心肌梗死 5、关胸，抗感染处理 6、附加实验，可练习制备心动过缓模型
实验步骤：
大鼠称重后用戊巴比妥钠溶液(30 mg／kg)或水合氯醛(300 mg／kg) 腹腔注射，麻醉后仰卧固定于手术台板上。手术野皮肤去毛，碘酒、酒精消毒，铺消毒巾。同时连心电图机，用肢体导联进行心电图监测。
实验步骤：
迅速将心脏复位，逐层缝合；
最后一针先穿针打虚结，通过此间隙用注射器抽出胸腔内气体，恢复胸腔负压后关胸。待动物苏醒后拔除气管插管，以7／0 无损伤逢合针将切口处相邻两个气管软骨环拉拢后闭合气管。（如为经口腔插管则不需缝合。）术后每天肌肉注射青霉素80万U，预防感染3 d。
关键要点： ① 剪开心包，挤压右侧胸腔使心脏暴露于胸腔外，或用小药匙将心脏小心移出胸腔。 ② 以左冠状静脉主干为标志，于左心耳根 Байду номын сангаас下方2mm处进针，在肺动脉圆锥旁出针。观察心电图，待其稳定后双重结扎前降支。此后的心电图变化才能说明冠脉结扎情况。
附加实验——大鼠缓慢心率模型制备
结扎冠脉成功后，可不关胸，继续进行缓慢心率模型制备练习实验方法：
用棉签蘸40％甲醛，于上腔静脉根部与右房交界处，接触1min，损伤窦房结，观察心电图，如出现心率减慢，提示模型成功，其余关胸步骤同前。
（因心梗可出现缓慢心率，此结果判定不排除是心肌梗死引起的，仅供练习。）
实验步骤：颈部正中切开气管并插管，用动物人工呼吸机进行人工呼吸；潮气量 30 ml／kg，机械通气频率60-70次／min。人工呼吸下，在胸骨左缘扪及心脏搏动处纵行切开皮肤约3 cm，逐层分离皮下组织、肌肉，于第4肋间开胸，剪开心包，暴露心脏、血管。

大鼠心肌梗死动物模型的制备

ＲｅｕｔＳｒｉａａｅｏｈａｄｌａ０．ＬＥＦｏｅＡＭ［ｇｏｐｄｃｅｓｄｓｇｉｃｎｌ（＜０Ｏ，ｏａｅｓｌｓｕｖｖｌｒｔｆｔｅｒｔｍｏｅｓ％ｗ６ＶｆｔｈｒｕｅｒａｅｉｎｆａｔＰｉｙ．１）Ｃｍｐｒｄｗｔｈｈｍｇｏｐ．ＬＳｎ－ｄ／ｔｏｅＡｒｕｅｒａｅｉｎｆａｔ（＜００ｉｔｅｓａｒｕｈＶＰａｄ１ｐｄｆｔＭＩｇｏｐｄｃｅｓｄｓｇｉｃｎｌＰ－ｈｉｙ．５，Ｐ＜０Ｏ），ｂｔｈＶＰ．１ｕｅＬＥＤｔ
ｏｈｆｔｅＡＭＩｒｔｉｃｅｓｄｓｎｆａｔ（＜０Ｏ）ＨｉｔｐｔｏｏｙｓｄｏｌｅｎｔｅｓａｎｈｒｌｅａｉｎｏｈａｎｒａｅｉｉｃｎｌＰｇｉｙ．１．ｓｏａｈｌｇｔｙｃｕｄｓｅｈｃｒａｄｔｅｐｏｉｒｔｆｔｅｕｆｏ
（．ｉｇａｎｒｌＨｏｐｔｌ＆ＳｃｎａｉｔｔｄＨｏｐｔｌｆＱｎｄｏＵｎｖｒｉ，Ｑｉｇａ６０２Ｃｉａ１ＱｎｄｏＣｅｔｓｉａａｅｏｄＦｃｌａｅｓｉｉｇａｉｅｓｔｉａｏｙｎｄｏ２６４，ｈｎ；２ＬｂｒｔｒｆＣｒｉｌｇ，ＣｉａＰＡＧｅｅａｓｉｌｅｊｇ１０５Ｃｉａ．ａｏａｏｙｏａｄｏｏｙｈｎＬｎｒｌＨｏｐｔ，Ｂｉｎ０８３，ｈｎ）ａｉ
率６％；０手术组ＬＥＶＦ较假手术组显著降低（００）与假手术组比，术组的ＬＳＰ＜．１；手ＶＰ明显下降（００） ±ｄ／Ｐ＜．５，ｐｄ显著降低（００）而ＬＥＰ明显升高（００）病理组织学检查可见瘢痕形成，维组织增生。结论本ｔＰ＜．１，ＶＤＰ＜．１；纤

动物实验心肌梗死面积的评估

动物实验心肌梗死面积的评估下文是关于动物实验心肌梗死面积的评估相关内容，希望对你有一定的帮助：动物实验心肌梗死面积的评估(一) 动物心梗实验设计方案联系个人所学专业，选取某种或某类疾病，设计相关实验的动物模型，详细描述其方法及步骤，并阐述所选动物种类和级别的理由以及该动物日常生活和实验的环境要求（包括进出该环境的顺序），实验过程中的注意事项MicroRNA-378(miR-378)在心肌肥厚中的研究一、实验原理：microRNA(miRNA)是一类小分子非编码单链RNA，长约22个碱基，能通过与靶mRNA3’非翻译区(3’UTR)互补配对，使其翻译受到抑制，从而在转录后水平对生物体内基因时序性表达起到精细调节作用。

miRNA的表达变化与心肌肥厚的发生、发展密切相关。

本实验通过异丙肾上腺素和去甲肾上腺素诱导实验动物心肌肥厚，然后用PCR技术测定心肌细胞中miRNA的变化。

二、实验目的：通过统计学方法观察miRNA在正常心肌细胞和心肌肥厚的心肌细胞中的差异，从而将miRNA作为诊断心肌肥厚的潜在的生物学标志。

三、实验材料及步骤：Wistar雄性大鼠30只（200～250g/只，SPF级别），异丙肾上腺素（ISO），去甲肾上腺素（NE），生理盐水。

分组及造模采用随机数表的方法讲30只wistar大鼠随机分成三组，每组10只，分别为对照组、ISO处理组、NE组。

ISO处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射ISO（ 4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。

NE处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射NE（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。

对照组：10只大鼠同法背部皮下注射生理盐水（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。

检测造模是否成功高频超声检测分别于造模后第2周，称取大鼠质量，10％水合氯醛麻醉大鼠后，仰卧固定，将其胸前部剃毛，应用TOSHIBA-6000超声诊断仪，频率为MHz的探头置于其胸左侧，取径(LVEDD，LVESD)。

介入冠状动脉栓塞心肌梗死模型制作的步骤及方法

介入冠状动脉栓塞心肌梗死模型制作的步骤及方法(1)复制方法体重18～22kg雄性中国小型猪。

按30mg/kg 的剂量戊巴比妥钠静脉注射麻醉，动物固定后分离股静脉建立静脉通路以补液及给药，接心电监护。

无菌作颈部切口，分离颈总动脉，动脉穿刺插入鞘管，给肝素200U/kg抗凝，通过静脉通道给利多卡因(5mg/kg)以预防室颤。

采用左前斜位(45°)，在X线机透视下经鞘管将右冠指引导管插入至主动脉升段，通过泛影葡胺造影定位使导管开口与冠状动脉开口同轴，将导丝小心插入冠状动脉左前降支，再通过球囊导管送入栓子至左前降支中下1/3处。

造影确认阻断血流后，依次退出导丝、球囊及导管、鞘管，缝合颈部切口，术后观察14d后处死动物，取心脏并做相关检查。

观测指标的选择可选用功能性指标(如心电图、超声心动图、无创性心功能测定、放射性核素tuo心肌血流测定等)，生化指标(各种心肌酶、心肌代谢及其他生化指标)，形态学指标(心肌梗死范围、心肌病理切片观测心肌损伤修复情况、心肌细胞及心肌小血管新生情况等)。

多指标观测可从多方面反映心肌梗死发生、发展、转归以及各种治疗措施的近期及远期疗效。

(2)模型特点本模型制作方法不需开胸等复杂手术，也不需结扎冠状动脉，可避免手术创伤对动物造成重大的伤害及机体内环境的重大改变，保持胸腔内环境稳定；同时可进行活体(在体)、长期、多指标的连续、动态观测。

因该模型稳定，可进行准确的定位、定量研究，结果可靠，重复性好，所以既可用于急性试验，观察药物的即刻作用；又可进行慢性试验，术后观察数日、数周或更久的动态变化过程以及药物的长期疗效。

特别是观察心肌修复过程，心肌细胞及心肌小血管再生等作用，说明各种治疗措施或药物的远期疗效。

但本试验技术难度大，技巧性强，操作复杂，需依赖X线机、介入设备，并需多学科合作配合，才能取得成功。

(3)比较医学中国小型猪心脏及冠状动脉系统的解剖生理特点与人相似，优于犬及其他动物，其模型更符合临床特点。

大鼠心肌梗塞模型

大鼠心肌梗塞模型
大鼠：用3%戊巴比妥钠(30mg/kg)行腹腔注射麻醉，麻醉满意后置于手术台，四肢及头部仰卧固定于手术台上，四肢皮下连接心电图电极，记录标准Ⅱ导联心电图，颈部皮肤备皮消毒，胸骨上窝上正中切开皮肤0.5cm，向上钝性分离推开下颌下腺，剪除气管前肌肉，使气管在没有任何拉钩牵引的情况下能充分显露，彻底止血后于第2～3气管环间行气管横行切开，注意不要切断气管软骨环，切口长度不超过气管周径的1/3，擦干其内分泌物后插入气管插管，深度为0.5～1cm。

连接空气呼吸机进行人工控制呼吸，呼吸频率90次/min，潮气量10～12ml，呼吸比设为1:1。

左前胸去毛，消毒铺巾，顺肋间隙方向于胸骨左旁第3～4肋间切开皮肤，长约1cm，逐层分离皮下组织、肌肉，于2～3肋骨间撑开进胸，向右上方推开胸腺，可暴露心脏及大血管根部，切开心包，轻挤大鼠胸廓，将心脏挤出，有部分动物在左心耳下缘与肺动脉圆锥间可以看见左冠脉前降支起始部，线缝针的进针深度控制在0.1cm，宽度为0.1～0.2cm；回纳心脏入胸廓，待动物的数十次心动周期后，收线打结；观察数分钟后，彻底止血后逐层关胸。

关胸过程中于切口内放置排气管，关胸毕，抽空胸腔积气后拨除。

恢复大鼠自主呼吸，拨出气管内插管，清除气管内分泌物，气管切口及颈部切口开放，不作缝合。

手术过程中分开胸后、缝针后、结扎后和关胸后四个点记录心电图变化；合格动物2周及6周后均复查心电图。

以上手术均在严格无菌条件下进行。

术后肌内注射青霉素钠2×10U/d，连续5d抗感染。

大鼠心肌梗死模型建立方法选择及心电图表现

檵檵檵檵殝
526
中国实验动物学报 2011 年 12 月第 19 卷第 6 期
Acta Lab Anim Sci Sin ， December ， 2011 ， Vol． 19. No． 6
spectively． There was no myocardial infarction and the survival rate was 100% in the sham operation group． ECG ： QRS-T wave displayed an intersection “M ” shape in the sham group and before left coronary artery ligation． The R wave and T wave fused into one large tent-like single wave after the left coronary artery ligation ，and without visible ST segment． Histopathological changes of myocardial infarction were seen at 4 weeks after operation． Conclusions tip ，and all ECG showed no visible ST segment in the rats．【Key words 】 Rat ； Model ，myocardial infarction ； Electrocardiogram It is a novel method to establish myocardial infarct model that the suture is placed about 2 mm distal to the horizontal line of left atrial appendage

急性大鼠心肌梗死实验模型的制备

1.7 术后抗感染及护理
大鼠本身具有比较强的抗感染能力，但是预防感
染有利于促进术后恢复，并且良好的术后护理可以提高动物模型的生存率。因此，术前所用手术器械均要用75％酒精浸泡消毒。术后腹腔注射青霉素80万U。待大鼠麻醉清醒后即可与其糖水和饲料，无须禁食。术后可适量补充能量。冬天应注意保嗳。
1 实验步骤和观察项目
1. 1 实验动物健康雄性Wistar大鼠30只,体质量 250 ±25 g制作心肌梗死动物模型的大鼠体重以 200～ 250 g为宜（动物太小，不利于操作，耐受创伤能力低；而体重及鼠龄太大，则不利术后观察生存期，而且麻醉剂量不好掌握，凝血功能较差，不易止血。实验动物由广西医科大学实验中心提供。）
大鼠心肌梗死实验模型的制备
背景
有关心肌梗死模型的制作，国内外采用结扎、药物、冷冻、栓塞、电凝等方法制作兔、大鼠、狗等不同动物的心肌梗死模型，但大多数学者认为结扎法复制的心肌梗死模型与心肌梗死实际发病过程更符合。
由于临床大多心肌缺血或心肌梗死都是一渐进性过程，会不断发生缺血或梗死后再灌现象。而冠状动脉结扎法能人为地仿造临床心肌梗死过程的冠状动脉梗死，其梗死部位、分布范围相对一致，病理生理、生化改变与临床心肌梗死更相似。
3 结果讨论
两只实验鼠死亡原因讨论： ①号实验鼠在结扎冠状动脉时心脏停止跳动死亡 ②号实验鼠在关闭胸腔时呼吸停止死亡
考虑以下可能原因： ⑴. 鼠龄过大，适应手术能力较适龄鼠差，多篇文
献提出实验鼠体重以250 ±25 g 为宜，本次实验鼠体重分别为① 290g及②360g;
⑵. 实验鼠体重较实验前预期的要重，麻醉剂有使用过量的可能，实验鼠术中出现呼吸抑制；
1. 2 试验材料和药品 : 10%水合氯醛溶液、青霉素注射液、碘伏、小动物呼吸机、心电图机、大白鼠手术板、5ml注射器2 个、7号或4号针头、眼科剪、手术灯、眼科开睑器、小镊子、小弯钳、缝针、缝合线(6 - 0线)、小无菌棉签

大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估

大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估【摘要】目的建立一种稳定可重复的大鼠急性心肌梗死模型。

方法SD大鼠经氯胺酮麻醉后，经口人工呼吸，开胸结扎左冠状动脉前降支。

4周后行超声心动图、血流动力学和组织病理学检查。

结果①心电图和组织病理学检查证实，成功建立了大鼠急性心肌梗死模型，梗死面积40%~45%（平均42%）；②与假手术组比较，心肌梗死大鼠左室收缩末径、左室舒张末径和非梗死区增厚指数明显增加（P＜0．01），左室后壁、左室前壁、梗死区变薄指数、左室射血分数和左室短轴缩短率显著降低（P＜0．05，P＜0．01）；③心肌梗死大鼠动脉收缩压、舒张压、左室收缩压、左室内压最大上升和下降速率均低于假手术组（P＜0．01），心率和左心室舒张末压高于假手术组（P ＜0．01）；④两组大鼠左、右心室实际和相对重量以及胶原容积积分之间的差异有统计学意义（P＜0．01）。

结论本文建立心肌梗死动物模型的方法操作简单、重复性好、结果可信。

【Abstract】Objective To develop a steady and reproducible myocardial infarction(MI) model in rats.Methods SD rats were anaesthetized with ketamine.After linking with respiration machine，left anterior decending coronary artery was ligated.Echocardiogram，haemodynamics and histopathology were done four weeks after ligation.Results ①The model of MI was established successfully and proved by electrocardiogram and histopathology.Infarct sizes were 40%~45%(average 42%).②Compared with sham operation group，MI rats had higher left ventricular systolic diameter，left ventricular diastolic diameter and non-infarcted region thickening index (P＜0．01)，and lower posterior wall diameter，anterior wall diameter，infarcted region thinningz index，left ventricular ejection fraction and fractional shortening (P＜0．05，P＜0．01).③Systolic blood pressure，diastolic blood pressure，left ventricular systolic pressure and the maximum rising and dropping rates of left ventricular pressure decreased，while heart rate and left ventricular end-diastolic pressure increased after MI.④There were significant differences in left ventricular actual weight，right ventricular actual weight，left ventricular relative weight，right ventricular relative weight and collagen volume fraction between sham operation group and MI rats (P＜0．01).Conclusion This experiment provided an easy way to establich the MI model，which was reproducible and credible.【Key words】Coronary artery;Myocardial infarction;Modelanimal;Rats心肌梗死（myocardial infarction，MI）是21世纪医学亟待解决的难题之一[1]。

心肌梗死的动物模型制作

心肌梗死的动物模型制作心肌梗死是心脏疾病中最常见的一种类型，它的发生常与冠状动脉疾病有关。

动物模型在心脏病研究中起着重要作用。

本文将介绍心肌梗死的动物模型制作，并着重说明实验所需器材和操作步骤。

什么是心肌梗死心肌梗死是指由于冠状动脉阻塞所导致的局部心肌缺血坏死。

冠状动脉是心脏的供血动脉，当心肌需要更多氧气时，冠状动脉可以通过扩张自我调节，以达到为心肌提供更多血液和氧气的目的。

但是，当冠状动脉受到某种因素的损害，如斑块、血小板聚集等，就可能发生阻塞，导致心肌梗死。

动物模型的应用在心脏病研究中，动物模型被广泛使用。

动物模型的使用可以模拟各种心脏病状态，以帮助科学家更好地研究疾病的发病机制和治疗方法。

心肌梗死的动物模型主要用于探究心肌梗死的相关病理生理学机制，并寻找新的预防和治疗方法。

建立心肌梗死的动物模型时，需要根据研究的目的选择适当的动物。

常用的实验动物包括大鼠、小鼠、猪等。

在动物模型制备前需要对选定的动物进行全面的体检和评估，确保它们没有其他基础疾病和心脏疾病。

心肌梗死的动物模型制作步骤实验所需器材•外科手术用具：手套、手术刀、钳子、缝合针、缝合丝等。

•麻醉器材：丙泊酚、异氟醚、氧气、呼吸机等。

•监测设备：心电图仪、呼吸监测仪、体温计等。

•麻醉监护药物：肾上腺素、乙酰胆碱、阿托品等。

•心肌梗死诱导药物：异丙肾上腺素、肾上腺素等。

制作步骤第一步：麻醉先用异丙酚或异氟醚进行麻醉。

一般需要使用肌肉松弛剂。

术中需要监测动物的心率、呼吸和体温等生理参数，并调节麻醉深度和麻醉药物剂量。

第二步：心肌梗死诱导在动物持续麻醉的情况下，将含有心肌梗死诱导药物的液体注射到动物的冠状动脉中。

常用的诱导药物包括异丙肾上腺素和肾上腺素等。

注射时间根据需要调整，一般为数分钟。

第三步：缺血期将动物暴露于一定时间的缺血期，一般为20到40分钟。

在缺血期间，动物会出现心电图异常和心室纤维化等病理生理学变化。

第四步：再灌注给动物注射适当的液体，将其从缺血状态转变为再灌注状态。

一种简易兔心肌梗死模型的建立

一种简易兔心肌梗死模型的建立目的：探讨一种建立兔急性心肌梗死(MI)模型的简易方法。

方法：健康成年雌兔20只，在无气管插管和呼吸机的情况下，正中纵行剪开下段胸骨，同时保持肋骨和胸膜腔完整，在左心耳缘下5~10 mm内缝扎左室支(LVB)，建立MI模型，结扎LVB 30 min后查心电图(ECG)。

4周后，行ECG、心脏彩超检查。

符合MI心脏彩超和ECG造模成功标准的兔，视为造模成功；并制作心肌病理切片，行HE染色、Masson三色染色，观察病理变化。

结果：结扎LVB后，兔ECG 出现心肌缺血改变；术后4周动物存活率85%，造模成功率70%，左室舒张末内径(LVEDD)、左室收缩末内径(LVESD)、左室缩短分数(LVFS)与术前差异均有统计学意义(P＜0.05)，病理切片显示心肌梗死。

结论：采用纵剪胸骨下段、结扎LVB的方法制作兔MI模型，该方法具有操作简便、模型可靠、成功率高、重复性好、术后能长期存活的优点。

动物心肌梗死(myocardial infarction，MI)模型是研究MI病理生理机制和探索新型治疗途径的基本环节。

虽然猪、狗等大型动物MI模型有很多优点，但是对操作技能要求高，死亡率高，且购买、饲养等成本高[1]，难以开展大规模的实验，限制其在科研中的应用。

兔心冠状动脉的侧支循环少(与人相似)，而且阻断后发生致命的心律失常及死亡率低[2-3]。

本研究根据兔胸腔的解剖特征，参照Fujita法[4]，并加以改良，在无气管插管、人工通气供氧的情况下建立MI实验动物模型，观察其心电图(electrocardiogram，ECG)、心脏彩超的变化及心肌组织学特征，探索这种模型制作的可行性。

1材料与方法1.1材料1.1.1实验动物健康成年雌性日本大耳白兔20只，兔龄5个月左右，体质量2.0~2.5 kg，由天津市津南区春乐实验动物养殖场提供，动物合格证号为SCXK 示2009-0004，实验过程中对动物的处置符合中华人民共和国科学技术部2006年颁布的《关于善待实验动物的指导性意见》标准。

大鼠心肌梗死模型图解

大鼠心肌梗死模型制作图解庄瑜制作南京市第一医院南京医科大学附属南京第一医院南京市心血管病医院心胸外科/制作前准备1．器械：动物呼吸机，开胸制作心梗模型，维持呼吸至关重要。

虽然据说某些牛人可以不用呼吸机，但是我想这是经验积累的结果，开始时必然要用；况且需要看此说明的人应该没有牛到这个程度。

当然，如果你经费异常充足，不在乎死亡成千上万的大鼠也可以。

显微器械，最主要的是针持，大鼠胸腔、心脏均很小，常规器械无法进入胸腔缝扎。

其他手术器械以眼科器械为主。

2．动物：应选择成年健康大鼠，耐受性较好。

最重要的是要充分利用每一只动物，包括死亡的大鼠。

许多人都知道制作大鼠模型需要多练习，但是练习不是买一大批大鼠，不停地缝扎，然后不停地扔掉死的大鼠；当然，制作心梗模型死亡一些大鼠是很正常的事情。

练习的前提是对大鼠解剖及操作过程的熟悉，如果可能的话，最好先找一份大鼠的解剖图谱，熟悉手术区域的解剖结构；同时研究实验流程，熟悉每一个实验步骤。

大鼠死亡后，不要急着扔掉，利用它练习每一个你不熟悉的操作步骤，直到熟练为止。

3．实验者：实验者必须具有一种平和的、耐得住寂寞的心态，制作模型需要时间，尤其是早期，需要耐心、仔细的摸索；必须对每一个步骤进行认真地研究。

最熟练的制作者做一只大鼠模型也需要30到40分钟的时间，加上准备及扫尾的时间，制作十只模型就需要一天的时间，如果你废寝忘食多用用功也可能做到15只左右，这样一天下来腰酸背痛是必然的，你能坚持多久？不熟练的话，一只就要两、三个小时；同时还要看着大鼠在你的手中死亡，这是很揪心的事情。

因此，实验者必须具备良好的心态，急于求成、难耐寂寞者不适合做此实验。

本人系气管切开插管，缝扎LAD制作模型。

亦有人经口插管，液氮冷冻制作模型；不在本人讨论范围之内，哪位有经验的话可以传上来，一起讨论。

最后祝各位早日成功！！导师简介陈鑫主任医师、教授，1963年2月出生于江苏靖江，1985年毕业于南京铁道医学院，同年进入南京市第一医院工作，1993年2月获南京医科大学硕士研究生学位，1993.3 - 1994.2至 Ocala Heart Institute, Ocala, FL, USA.学习，回国后从事心胸血管外科的临床、科研及教学工作，1999年成为南京医科大学硕士研究生导师，培养多名专业人才。

心肌梗死的动物模型制作 (1)

心肌梗死的动物模型制作[ 08-10-02 17:11:00 ] 作者：靳激扬编辑：Studa_hasgo122【关键词】心肌梗死模型动物心肌梗死是严重危害人类健康的心血管疾病，也是主要致死因素之一。

在心血管疾病研究中，动物模型被广泛用于发病机制和药物治疗研究。

研究目的不同则所需的动物模型平台亦不同，心肌梗死动物模型的有效建立是完成相关实验的前提，对研究急、慢性心肌梗死的病理演变过程、诊断及治疗均有重要意义。

目前国内外常见的建立心肌梗死动物模型的方法主要有两大类：⑴采用各种方法直接造成冠状动脉狭窄或堵塞，其试验周期短，可以观察梗死后再灌注对心肌细胞的损伤。

⑵诱发冠状动脉粥样硬化形成狭窄与梗死，其试验周期长，死亡率较高。

通过开胸结扎不同部位冠状动脉建立急性心肌梗死模型已沿用多年[1～5]，结扎大鼠冠状动脉是医学实验中已得到公认、最常用的心肌梗死模型。

国外多采用Jons法[6]即在自主呼吸下，开胸迅速挤出心脏，结扎冠状动脉。

结扎时固定部位于左心耳下缘与肺动脉圆锥间，以左冠状静脉主干为标志，连同一小束心肌一同结扎，于左心耳根部下方2mm处进针，在肺动脉圆锥旁出针，深度为0.3mm～0.5mm，过浅缝线易于脱落、血管结扎不完全，过深易致传导阻滞。

由于大鼠冠状动脉发育变异较大，血管常显示不清，此时可固定部位盲扎，亦可达到结扎目的。

观察近心尖的左室前壁，是否失去原有光泽，而显暗灰色或青紫色；收缩力是否降低或消失。

观察心电图是否逐渐出现ST 段弓背向上抬高及Q波等，心电图变化才能说明冠脉结扎情况，只有看到上述肯定结果，才可关闭胸腔，否则需重新结扎冠脉。

此法结扎冠状动脉后心电图及病理表现相似，多为广泛前壁心肌梗死，稳定性较好。

在开胸状态下直接用缝合线结扎冠状动脉分支，造成该支配区域的永久性缺血。

此法动物创伤大、死亡率高，要求术者技术娴熟，动作快，难度大。

大鼠右肺四叶，左肺一叶，呈海绵状，有时左肺将心脏大部分覆盖，因此在开胸时最易伤及充气的肺组织。

心肌梗死实验报告

本研究旨在建立心肌梗死动物模型，观察心肌梗死后心脏功能及心肌细胞损伤情况，为心肌梗死的研究和治疗提供实验基础。

二、实验材料1. 实验动物：SPF级Balb/c小鼠，雄性，周龄6-8周，体重20-22g。

2. 仪器设备：手术显微镜、手术器械、手术缝合线、心电图机、超声心动仪、显微镜、电子天平等。

3. 药物与试剂：戊巴比妥钠、碘酒、乙醇、氯化钠溶液、磷酸盐缓冲盐溶液（PBS）、苏木精、伊红等。

三、实验方法1. 动物分组：将实验小鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。

2. 建立心肌梗死模型：（1）3%戊巴比妥钠80mg/kg腹腔注射麻醉小鼠；（2）剃除小鼠胸部及腋下毛发，用碘酒和75%乙醇消毒手术区；（3）气管插管，保持呼吸道通畅；（4）切开小鼠胸腔，暴露心脏，找到左冠状动脉前降支（LAD）；（5）用无损伤缝合线结扎LAD，造成冠状动脉狭窄或闭塞；（6）观察小鼠手术过程中是否有心脏骤停，如有，立即进行心肺复苏；（7）术后缝合胸腔，给予适量氯化钠溶液静脉滴注。

3. 观察指标：（1）术后2周，观察小鼠心脏功能变化，包括心率、血压、心电图等；（2）术后4周，观察小鼠心肌细胞损伤情况，通过苏木精-伊红染色观察心肌细胞形态学变化；（3）术后8周，观察小鼠心脏组织病理学变化，通过显微镜观察心肌细胞坏死、纤维化等。

1. 术后2周，实验组小鼠心率、血压、心电图均与正常小鼠无明显差异。

2. 术后4周，实验组小鼠心肌细胞出现明显损伤，表现为细胞核固缩、细胞质减少、细胞间隙扩大等。

3. 术后8周，实验组小鼠心脏组织出现纤维化、心肌细胞坏死等病理学变化。

五、讨论本研究成功建立了心肌梗死动物模型，通过观察小鼠心脏功能及心肌细胞损伤情况，为心肌梗死的研究和治疗提供了实验基础。

实验结果显示，结扎LAD可导致心肌梗死，心肌细胞出现明显损伤，心脏组织出现纤维化、心肌细胞坏死等病理学变化。

本研究结果表明，心肌梗死动物模型在心肌梗死的研究和治疗中具有重要意义。