灌流取脑

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大鼠灌注取脑培训资料

大鼠灌注取脑1.用于常规HE 染色，免疫组化分析。

2.冰冻切片可以不做脑组织固定。

3.不可用于western blot 和PCR 。

4.如果观察脑组织的缺血、损伤或者其它病变时，不作灌注固定，而是在取出脑组织后作固定，将大大影响效果。

心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定,避免了组织的自溶现象,是脑组织切片观察的常用方法。

多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变，从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。

1.脑组织较软，且细胞成份不易保留，脑组织是较易软化的组织之一，血供也较为丰富，所以最好是在取脑组织前用4％多聚甲醛灌注固。

2.经前固定后，取脑操作时，可减少脑组织损伤。

3.脑内血液都在，HE 染色后，可去除红细胞背景影响。

1) 麻醉2)开胸3)心脏左心室穿针,剪开右心耳4)生理盐水冲水5)4%多基甲醛固定6)取脑7)保存或者切片.大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上,置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏,经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳,先灌注冰冻无菌生理盐水(4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃)4% 多聚甲醛XmL,断头取脑,多聚甲醛浸泡固定24 小时。

1.多聚甲醛的配置：普通方法为：4％多聚甲醛PBS 缓冲液配法：称取40g PFA 溶于装有500mlDEPC 水的玻璃容器(烧杯或者烧瓶)中，持续加热磁力搅拌至60 ~ 65℃，使成乳白色悬液。

用1.0mol/L 的NaOH 值至7.4，使呈清澈状(滴加)，再加入约500ml PBS，充分混匀(在冰浴或者冷水浴中)，可再检测一下pH，过滤后定容至1000ml，室温或者4℃保存备用。

简便方法：先配好PBS ，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或者温箱密封放置2 天，就能全溶。

若是很急，55℃水浴一天，期间不时震荡。

注意，4%的多聚甲醛需临用前配制,配制后需过滤去除小的杂质,避免心脏灌流时造成栓塞影响灌流效果。

小鼠灌注取脑

成年小鼠心脏灌流及取脑组织步骤
实验步骤：
1、小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。

用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。

2、将注射针头插入小鼠左心室，同时将小鼠肝脏减掉，以使血液流出。

灌注生理盐水，时间维持在1min（10~20ml）灌注液左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白。

3、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后，用4%PFA#流固定，当PFA 流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有），此时可将灌流速度下调，以使固定更加充分。

整个PFA灌流时间约为5min。

（固定原理：多聚甲醛可以使蛋白质交联）4、将导管始端从PFA中拿出，待管中液体流尽后，将心脏上的针头拔下，如果固定的较好，可发现小鼠眼球呈现白色。

将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。

取脑及脱水:
1、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。

将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。

需要注意的时，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。

2、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。

3、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。

4、将剥离出来的脑浸泡在4%PF/中，过夜固定。

5、将PFA液换为30%蔗糖进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。

此时可将脑取出进行冷冻切片。

灌流取脑

大鼠灌注固定取脑准备物品：37℃的温生理盐水500ml、10%的中性甲醛或4%的多聚甲醛固定液500 ml、500 ml的输液瓶2个、输液管2副、三通1个,镊子、剪刀、止血钳各2把、灌注针(将12号注射用针头的针尖掐断磨钝圆、光滑即可)1个、麻醉剂、步骤1)将两个输液瓶中分别装满生理盐水和固定液并将输液管安装在生理盐水瓶上并调整好,使管内没有气泡。

2)将动物麻醉,数分钟后,待动物前后肢放松,即可准备灌注。

3)将已麻醉的动物仰卧在解剖台上,固定四肢,用左手持镊子夹起腹部皮肤,右手持剪刀自腹部剪一小口,由此沿腹中线和胸骨剑突中线向上将皮肤剪至下颌,分离皮下组织,将皮肤翻向两侧,再沿腹中线和胸骨中线向上剪开胸骨,沿膈肌向两侧剪开,并用止血钳将胸骨和胸部的皮肤钳紧,将止血钳翻向外侧以充分暴露心脏。

小心用镊子将心包打开,滴一些生理盐水保持湿润。

4)分离出主动脉,穿一根丝线,准备结扎灌针。

5)将左心室尖用眼科剪刀剪开一小口,将灌注针插入心室并送至主动脉内,用丝线结扎牢固,使之不能退出,打调节阀,灌注生理盐水,灌注时的灌流量约20 ml/分钟。

时,剪开右心耳,使血液排出。

观察肝脏逐渐变为白色为止6)旋转三通使之对准灌注液,开始灌注固定液。

固定液进大鼠血管后,逐渐出现四肢抽动,表明灌注液进入大鼠大脑,待抽动完全停止,全身组织器官变硬后即可取材。

7)取脑：枕骨大孔处用剪刀横断，小心地于枕骨大孔斜插入剪刀剪开顶骨，用止血钳掰断两边地顶骨，注意嗅球上地顶骨也要仔细去掉，用剪刀于一侧剪断视神经并探到颅底，就可以将整块的脑组织翘起。

取出的脑在同样固定液中4℃再固定4-6小时。

8)保存或切片注意事项： 1、将灌注针插入主动脉内是灌注固定的关键,也是难点。

首先准确找到主动脉,这是此步骤的要点。

可用温生理盐水将胸腔内的血液冲洗干净,用眼科镊子轻轻夹住心外膜(夹的越少越好,以免影响取材)将心脏向左上方提起,即可看清主动脉,又可使灌注针很容易地插入主动脉内。

大鼠灌注取脑

大鼠灌注取脑用途：1.用于常规HE染色，免疫组化分析。

2.冰冻切片可以不做脑组织固定。

3.不可用于western blot和PCR。

4.如果观察脑组织的缺血、损伤或其它病变时，不作灌注固定，而是在取出脑组织后作固定，将大大影响效果。

原理：心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定,避免了组织的自溶现象,是脑组织切片观察的常用方法。

多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变，从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。

必要性：1.脑组织较软，且细胞成分不易保留，脑组织是较易软化的组织之一，血供也较为丰富，所以最好是在取脑组织前用4％多聚甲醛灌注固。

2.经前固定后，取脑操作时，可减少脑组织损伤。

3.脑内血液都在，HE染色后，可去除红细胞背景影响。

大鼠灌注取脑标准操作规程(SOP)：流程：1)麻醉2)开胸3)心脏左心室穿针,剪开右心耳4)生理盐水冲水5)4%多基甲醛固定6)取脑7)保存或切片.具体过程：大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上,置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏,经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳,先灌注冰冻无菌生理盐水(4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃)4%多聚甲醛XmL,断头取脑,多聚甲醛浸泡固定24小时。

Tips：1.多聚甲醛的配置：一般方法为：4％多聚甲醛PBS缓冲液配法：称取40g PFA溶于装有500mlDEPC水的玻璃容器（烧杯或烧瓶）中，持续加热磁力搅拌至60～65℃，使成乳白色悬液。

用1.0mol/L的NaOH 值至7.4，使呈清亮状（滴加），再加入约500ml PBS，充分混匀（在冰浴或冷水浴中），可再检测一下pH，过滤后定容至1000ml，室温或4℃保存备用。

简便方法：先配好PBS，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或温箱密封放置2天，就能全溶。

若是很急，55℃水浴一天，期间不时震荡。

注意，4%的多聚甲醛需临用前配制,配制后需过滤去除小的杂质,避免心脏灌流时造成栓塞影响灌流效果。

小鼠灌注取脑

成年小鼠心脏灌流及取脑组织步骤
实验步骤：
1、小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。

用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。

2、将注射针头插入小鼠左心室，同时将小鼠肝脏减掉，以使血液流出。

灌注生理盐水，时间维持在1min（10~20ml）灌注液左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白。

3、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后，用4%PFA灌流固定，当PFA 流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有），此时可将灌流速度下调，以使固定更加充分。

整个PFA灌流时间约为5min。

（固定原理：多聚甲醛可以使蛋白质交联）
4、将导管始端从PFA中拿出，待管中液体流尽后，将心脏上的针头拔下，如果固定的较好，可发现小鼠眼球呈现白色。

将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。

取脑及脱水：
1、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。

将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。

需要注意的时，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。

2、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。

3、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。

4、将剥离出来的脑浸泡在4%PFA中，过夜固定。

5、将PFA液换为30%蔗糖进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。

此时可将脑取出进行冷冻切片。

老鼠灌注取脑

3. 用 4%多聚甲醛固定但保存了 2 周才做石蜡切片，不知对免疫组化
有无影响？
答：固定时间过长蛋白多肽链都交连在一起了,抗原性就很弱了，很可能没有阳性结果,抗原修复时一般的修复很难把抗原性恢复. 可能会有影响，但不会太大。固定时间长，抗原修复时间也要长一些。 4.灌注多长时间？灌注液多少？
看了很多经验，每个人的灌注液用量都不一样，灌注速度也能没有很清楚的说法，灌注时间也不确定。我的总结为，还是看灌注成功的标志。现将看到的比较详细的处理方法列出。灌注速度，大家比较公认的是先快后慢。
灌注压过小,不利于灌注液在组织中的灌流,灌注压过大,会造成毛细血管和器官组织的损害,不利于组织切片的观察。一般灌注生理盐水时灌注压在 20 伏左右,快速灌流多聚甲醛时一般在 10 伏左右,待大鼠四肢出现明显抽搐后,再缓慢灌流多聚甲醛 30 min,灌注压一般在 5 伏左右。
大鼠灌注取脑标准操作规程(SOP)：流程： 1)麻醉 2)开胸 3)心脏左心室穿针,剪开右心耳 4)生理盐水冲水 5)4%多基甲醛固定 6)取脑 7)保存或切片. 具体过程：大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上,置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏,经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳,先灌注冰冻无菌生理盐水(4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃)4%多聚甲醛 XmL,断头取脑,多聚甲醛浸泡固定 24 小时。 Tips： 1.多聚甲醛的配置：
简便方法：先配好 PBS，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或温箱密封放置 2 天，就能全溶。若是很急，55℃水浴一天，期间不时震荡。注意，4%的多聚甲醛需临用前配制,配制后需过滤去除小的杂质,避免心脏灌流时造成栓塞影响灌流效果。 2.制作灌注装置，用两瓶塑料包装的输液瓶装灌注液。同时配好输液器备用。 3.10％水合氯醛按 4mL/100g 的剂量腹腔注射麻醉动物。 4.沿两侧肋弓剪开皮肤，打开腹腔，用一血管钳夹持剑突并向上提拉，用弯剪在膈肌与胸骨柄相连处剪一小口，造成人工气胸，然后向两侧顺延，剪断膈肌及肋骨，夹持剑突的血管钳将剑突连带胸廓上翻固定，充分暴露心脏，直视下穿刺针左心室心尖处，用血管钳固定。 5.快速滴注生理盐水(室温)，同时剪开右心耳。约注入 100~150mL，至流出液体血色较浅基本澄清，停止灌注。肝脏、眼珠、爪子迅速变白是排出血液的有效观察指标。 6.继续用 4%多聚甲醛灌流 250ml 固定。 7.后固定：灌流后的脑组织置于 4％PFA 置 4 度冰箱内进行后固定，时间>2h，过夜最好。补充：还有一种省时省剂的方法。夹闭腹主动脉：只灌注上肢及头脑，固定的好又快，又省试剂。先灌注生理盐水约 100ml，见到老鼠两前肢及两肺变白可改灌注多聚甲醛。多聚甲醛用 100ml 以下即可。灌注成功的标志：刚开始灌注时老鼠前肢剧烈抽动（下肢不抽动证明腹主动脉夹闭完全）；前肢及颈部僵硬；所灌注的脑组织白而硬。

灌注取脑

大鼠灌注取脑流程一、麻醉10%水合氯醛（0.4ml/100g）腹腔注射二、开胸1、沿两侧肋弓剪开皮肤，打开腹腔，用一血管钳夹持剑突并向上提拉。

2、用弯剪在膈肌与胸骨柄相连处剪一小口，造成人工气胸，然后向两侧顺延，剪断膈肌及肋骨，夹持剑突的血管钳将剑突连带胸廓上翻固定，充分暴露心脏。

三、穿刺将灌注针插入主动脉内是灌注固定的关键，也是难点。

1、首先准确找到主动脉，这是此步骤的要点。

可用温生理盐水将胸腔内的血液冲洗干净，用眼科镊子轻轻夹住心外膜（夹的越少越好，以免影响取材）将心脏向左上方提起（剪开心包壁层的前壁，暴露升主动脉和肺动脉干的根部）。

2、穿刺之前要用适当大小的血管钳夹住心室以固定心脏，但不要夹得过紧，要让心腔内留有一定的间隙。

用小剪刀在心尖处先剪开一个小口，再插入穿刺针。

3、插入时动作要慢，针尖方向不要偏向右侧，以免刺入右心房，如果感到有阻力，则将针退后、调整方向重新进针，直到进入主动脉，灌注针进入主动脉后可在心脏的上方看到其位置，灌注针进入主动脉的长度最好为3~5毫米，然后用丝线扎紧。

4、灌注针插入成功后，用小剪刀剪开右心耳。

四、灌注1、用量（夹闭腹主动脉）4℃生理盐水（50-100ml/只），4℃的4%多聚甲醛（50-100ml/只）2、速度先快后慢，共用30分钟左右3、成功标志生理盐水：右心耳流出液体血色较浅基本澄清，肺脏、眼珠、爪子迅速变白是排出血液的有效观察指标。

多聚甲醛：刚开始灌注时老鼠前肢剧烈抽动（下肢不抽动证明腹主动脉夹闭完全）；前肢及颈部僵硬；所灌注的脑组织白而硬。

五、取脑1、枕骨大孔处用剪刀横断，小心地于枕骨大孔斜插入剪刀剪开顶骨。

2、用止血钳掰断两边地顶骨，注意嗅球上地顶骨也要仔细去掉。

3、用剪刀于一侧剪断视神经并探到颅底，就可以将整块的脑组织翘起。

六、保存取出的整个脑组织块再置于4%多聚甲醛4℃保存。

大鼠灌注取脑

大鼠灌注取脑用途：1.用于常规HE染色，免疫组化分析。

2.冰冻切片可以不做脑组织固定。

3.不可用于western blot和PCR。

4.如果观察脑组织的缺血、损伤或其它病变时，不作灌注固定，而是在取出脑组织后作固定，将大大影响效果。

原理：心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定,避免了组织的自溶现象,是脑组织切片观察的常用方法。

多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变，从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。

必要性：1.脑组织较软，且细胞成分不易保留，脑组织是较易软化的组织之一，血供也较为丰富，所以最好是在取脑组织前用4％多聚甲醛灌注固。

2.经前固定后，取脑操作时，可减少脑组织损伤。

3.脑内血液都在，HE染色后，可去除红细胞背景影响。

大鼠灌注取脑标准操作规程(SOP)：流程：1)麻醉 2)开胸 3)心脏左心室穿针,剪开右心耳 4)生理盐水冲水 5)4%多基甲醛固定 6)取脑 7)保存或切片.具体过程：大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上,置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏,经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳,先灌注冰冻无菌生理盐水(4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃)4%多聚甲醛XmL,断头取脑,多聚甲醛浸泡固定24小时。

简便方法：先配好PBS，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或温箱密封放置2天，就能全溶。

若是很急，55℃水浴一天，期间不时震荡。

[医学]大鼠灌注固定取脑,解剖取材

• 2.制作灌注装置，用两瓶塑料包装的输液瓶装灌注液。同时配好输液器备用。
• 3.10％水合氯醛按4mL/100g的剂量腹腔注射麻醉动物。
• 4.沿两侧肋弓剪开皮肤，打开腹腔，用止血管钳夹持剑突并向上提拉，用弯 • 剪在膈肌与胸骨柄相连处剪一小口，造成人工气胸，然后向两侧顺延，剪断 • 膈肌及肋骨，夹持剑突的血管钳将剑突连带胸廓上翻固定，充分暴露心脏， • 直视下穿刺针左心室心尖处，用血管钳固定。
• 5.关于生理盐水的温度的选择，有人认为因为是快速冲刷血管里的血液，低温造成血管收缩，灌注的效果反而没有室温的好。但是用低温的认为，低温有利于组织完整。
• 6.灌注成功的标志：刚开始灌注时老鼠剧烈抽动；成功后老鼠后肢绷直，尾部竖起成一直线；所灌注的脑组织白而硬。
• 7.去颅骨后脑表面有一层硬脑膜,要去掉。
省时省剂的方法
夹闭腹主动脉：只灌注上肢及头脑，固定的好又快，又省试剂。先灌注生理盐水约100ml，见到老鼠两前肢及两肺变白即可改灌注多聚甲醛。多聚甲醛用100ml以下即可。
灌注成功的标志：刚开始灌注时老鼠前肢剧烈抽动（下肢不抽动证明腹主动脉夹闭完全）；前肢及颈部僵硬；所灌注的脑组织白而硬
从小脑处将脑组织向上推起，用小剪刀剪断脑神经
注意事项 • 1.多聚甲醛气味刺激，配置时做好自我保护。 • 2.暴露心脏这一步骤，容易损伤肺、心脏或者肝脏，“夹持剑
突并向上提拉，用弯剪在膈肌与胸骨柄相连处剪一小口，造成人工气胸”，人工气胸后，肺萎缩，胸腔里的空间增大，提拉剑突后，不容易损伤肺、心及肝脏，出血少。
生理盐水冲洗
4%多基甲醛固定
取脑
保存或切片.
具体过程
大鼠经深度麻醉后胸暴露并游离出心脏,经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳,先灌注冰冻无菌生理盐水(4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃)4%多聚甲醛XmL,断头取脑,多聚甲醛浸泡固定24小时。

小鼠心脏灌流与全脑剥离固定

小鼠心脏灌流与全脑剥离固定1、小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。

用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。

2、将注射针头插入小鼠左心室，同时将小鼠肝脏剪掉，以使血液流出。

灌注生理盐水（0.9%，0.36g for 40ml），时间维持在10min左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白。

3、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后，用4%PFA灌流固定，当PFA流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有），此时可将灌流速度下调，以使固定更加充分。

整个PFA 灌流时间约为 20min。

将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。

取脑及脱水：5、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。

将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。

需要注意的是，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。

6、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。

7、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。

8，将剥离出来的脑浸泡在4%PFA中，过夜固定。

9、将PFA液换为30%蔗糖（6g for 20ml）进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。

此时可将脑取出进行冷冻切片。

大鼠灌注取脑培训资料

大鼠灌注取脑大鼠灌注取脑用途：1.用于常规HE染色，免疫组化分析。

2.冰冻切片可以不做脑组织固定。

3.不可用于western blot和PCR。

4.如果观察脑组织的缺血、损伤或其它病变时，不作灌注固定，而是在取出脑组织后作固定，将大大影响效果。

原理：心脏灌流术能够快速冲净血液并在动物死亡前进行组织的前固定,避免了组织的自溶现象,是脑组织切片观察的常用方法。

多聚甲醛使组织蛋白发生交联，以保持蛋白的原位和表面结构不变，从而能使其对应的抗体准确检测其表达位置和量。

必要性：1.脑组织较软，且细胞成分不易保留，脑组织是较易软化的组织之一，血供也较为丰富，所以最好是在取脑组织前用4％多聚甲醛灌注固。

2.经前固定后，取脑操作时，可减少脑组织损伤。

3.脑内血液都在，HE染色后，可去除红细胞背景影响。

大鼠灌注取脑标准操作规程(SOP)：流程：1)麻醉 2)开胸 3)心脏左心室穿针,剪开右心耳 4)生理盐水冲水 5)4%多基甲醛固定 6)取脑 7)保存或切片.具体过程：大鼠经深度麻醉后，固定于自制的手术木板上,置于解剖盘中,开胸暴露并游离出心脏,经左心室插入灌流针并固定, 切开右心耳,先灌注冰冻无菌生理盐水(4℃)XmL，直到肝和肺脏颜色转白及右心房流出液澄清,后再灌注冰冻(4℃)4%多聚甲醛XmL,断头取脑,多聚甲醛浸泡固定24小时。

用1.0mol/L的NaOH值至7.4，使呈清亮状（滴加），再加入约500ml PBS，充分混匀（在冰浴或冷水浴中），可再检测一下pH，过滤后定容至1000ml，室温或4℃保存备用。

简便方法：先配好PBS，称好相应的多聚甲醛，37℃水浴或温箱密封放置2天，就能全溶。

若是很急，55℃水浴一天，期间不时震荡。

灌注取脑实验报告

一、实验目的1. 掌握动物解剖技术，熟悉小鼠心脏灌流及取脑的方法。

2. 了解脑组织在生理学、病理学等研究中的重要性。

3. 提高实验操作技能，培养严谨的科学态度。

二、实验原理灌注取脑实验是研究脑组织生理、生化及病理变化的重要方法。

通过心脏灌流，将生理盐水或特定试剂注入动物体内，达到清除脑组织中的血液、细胞等杂质，便于后续实验研究。

本实验采用小鼠作为实验动物，通过心脏灌流及取脑，获取脑组织样本。

三、实验材料1. 实验动物：成年小鼠2. 仪器：解剖显微镜、手术器械、灌流装置、剪刀、镊子、注射器、注射针、泡沫板、生理盐水、固定液等3. 药品：戊巴比妥钠、肾上腺素、生理盐水、固定液等四、实验步骤1. 麻醉：将小鼠放入戊巴比妥钠溶液中，待小鼠失去意识后，立即用针头固定在泡沫板上。

2. 解剖：扯起小鼠胸部皮肤，用剪刀剪开胸部肌肉，暴露心脏。

3. 心脏灌流：用注射针连接灌流装置，将生理盐水注入小鼠心脏，使血液流向脑部。

4. 取脑：待生理盐水灌流完成后，将小鼠头部朝下，用剪刀剪开颅骨，暴露脑组织。

5. 固定：将脑组织取出，放入固定液中固定，以便后续实验研究。

6. 清洗：将固定好的脑组织用生理盐水清洗，去除杂质。

7. 标本保存：将清洗后的脑组织放入装有固定液的容器中，密封保存。

五、实验结果与分析1. 实验结果：通过心脏灌流及取脑，成功获取了小鼠脑组织样本。

2. 结果分析：本次实验操作规范，脑组织样本质量良好，为后续实验研究提供了有力支持。

六、实验讨论1. 实验过程中，应注意操作规范，避免损伤脑组织。

2. 灌流速度不宜过快，以免损伤脑组织。

3. 固定液的选择对脑组织样本质量有重要影响，应选用合适的固定液。

4. 实验过程中，应注意动物福利，尽量避免动物痛苦。

七、实验总结本次实验成功进行了小鼠心脏灌流及取脑操作，掌握了动物解剖技术，为后续实验研究奠定了基础。

在实验过程中，我们应注重操作规范，确保实验结果的准确性。

同时，本次实验也使我们认识到动物福利的重要性，为今后实验研究提供了有益经验。

灌流取脑

大鼠灌注固定取脑准备物品：37℃的温生理盐水500ml、10%的中性甲醛或4%的多聚甲醛固定液500ml、500ml的输液瓶2个、输液管2副、三通1个,镊子、剪刀、止血钳各2把、灌注针(将12号注射用针头的针尖掐断磨钝圆、光滑即可)1个、麻醉剂、步骤1)将两个输液瓶中分别装满生理盐水和固定液并将输液管安装在生理盐水瓶上并调整好,使管内没有气泡。

2)将动物麻醉,数分钟后,待动物前后肢放松,即可准备灌注。

小心用镊子将心包打开,滴一些生理盐水保持湿润。

4)分离出主动脉,穿一根丝线,准备结扎灌针。

时,剪开右心耳,使血液排出。

观察肝脏逐渐变为白色为止6)旋转三通使之对准灌注液,开始灌注固定液。

固定液进大鼠血管后,逐渐出现四肢抽动,表明灌注液进入大鼠大脑,待抽动完全停止,全身组织器官变硬后即可取材。

取出的脑在同样固定液中4℃再固定4-6小时。

8)保存或切片注意事项：1、将灌注针插入主动脉内是灌注固定的关键,也是难点。

首先准确找到主动脉,这是此步骤的要点。

灌流取脑的原理

灌流取脑的原理全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：灌流取脑，是一种特殊的治疗手段，主要应用于脑部疾病的治疗和研究。

其原理是通过将特定药物或液体注入患者的头部，从而实现对脑部组织的治疗或取样。

灌流取脑的原理虽然看似简单，但背后却有许多复杂的生理和医学机制。

灌流取脑的关键在于通过注射液体直接到达脑部组织，以达到治疗疾病或提取样本的目的。

这种技术主要通过穿刺手术进入患者的颅内，在脑脊液中或直接灌注到脑组织中。

通过这种方式可以有效地将药物输送到脑部的特定部位，同时避免了药物经过血脑屏障的限制。

灌流取脑的原理涉及到药物的选择和配比。

在灌流取脑过程中，医生需要根据患者的病情和需要，选择合适的药物类型和浓度。

这些药物可以是抗生素、激素、细胞因子等，通过直接注入到脑部实现针对性的治疗作用。

医生还需要根据患者的疾病情况，调整药物的剂量和频率，以达到最佳的治疗效果。

灌流取脑的原理还涉及到操作的精准度和安全性。

由于灌流取脑需要穿刺到患者的颅内，因此手术操作必须非常精细和准确。

医生需要借助影像学技术如CT、MRI等，精确定位到脑部的特定区域，避免误伤重要神经血管结构。

医生还需要注意手术过程中的感染风险和并发症的防范，确保患者的安全和手术的成功。

在临床上，灌流取脑主要应用于脑部疾病的治疗和研究。

对于脑肿瘤患者，医生可以通过灌流取脑的方式将抗肿瘤药物直接输送到肿瘤组织中，以提高治疗效果并减少毒副作用。

对于脑血栓、脑梗死等疾病，灌流取脑也可以帮助患者恢复神经功能并减少并发症的发生。

灌流取脑是一种治疗脑部疾病的有效手段，其原理涉及到药物输送、操作精准和安全性等多方面因素。

通过灌流取脑，医生可以有效地将药物输送到脑部组织，实现针对性的治疗作用，并帮助患者尽快康复。

随着医学技术的不断发展，灌流取脑将在脑部疾病治疗和研究领域发挥越来越重要的作用。

第二篇示例：灌流取脑，又称头颅灌流取脑术，是一种用来保存脑部器官并进行研究的技术手段。

灌流取脑的原理-概述说明以及解释

灌流取脑的原理-概述说明以及解释1.引言1.1 概述灌流取脑是一种用于实验室动物的神经科学研究中的常用技术。

该技术的原理是通过将药物或其他物质直接注入动物的脑组织中，以模拟特定疾病或研究特定神经通路的功能和调控机制。

灌流取脑技术可以帮助科研人员更好地理解神经系统的结构和功能，探索与神经相关的疾病的发病机制，并寻找新的治疗方法。

本文将对灌流取脑技术的定义、原理和应用进行详细解析，以期为神经科学领域的研究和发展提供有益的参考。

1.2 文章结构本文主要分为引言、正文和结论三个部分。

在引言部分，将对灌流取脑的概述进行介绍，包括其定义、背景和目的。

通过引入相关背景知识，引出本文的研究重点和意义。

在正文部分，将进一步展开对灌流取脑的定义和背景进行深入分析，探讨其原理解析和应用领域。

通过对灌流取脑的原理解析，读者可以更清晰地了解其工作机制和实现原理；同时，探讨其应用领域，展示其在实际生活中的重要性和应用前景。

在结论部分，将对整篇文章进行总结，强调灌流取脑的重要性，并展望其未来发展方向。

通过对灌流取脑的未来发展进行展望，可以为读者提供更具体的参考意见和思考方向，为相关研究和实践提供指导。

最后，通过结束语，对整篇文章进行总结，并为读者留下深刻印象和思考。

1.3 目的本文的目的在于探讨灌流取脑技术的原理，并分析其在不同领域的应用潜力。

通过深入剖析灌流取脑的工作机制，我们可以更好地理解其在神经科学领域的重要性和意义。

此外，对于该技术未来的发展趋势和可能的应用场景进行展望，有助于启发更多相关领域的研究和创新。

最终，希望能够为读者提供全面的信息，促进灌流取脑技术在科学研究和医学实践中的广泛应用。

2.正文2.1 灌流取脑的定义和背景灌流取脑是一种特殊的技术手段，用于在动物实验或医学研究中获取活体动物的脑组织。

通过将药物或缓冲液注入动物的血管系统，可以使脑组织保持生物活性，以进行进一步的实验或研究。

这种技术起源于20世纪初期的生物医学研究中，主要用于研究神经系统、药物作用等方面。

小鼠心脏灌流与全脑剥离固定

小鼠心脏灌流与全脑剥离固定小鼠心脏灌流与全脑剥离固定1、小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。

用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。

2、将注射针头插入小鼠左心室，同时将小鼠肝脏剪掉，以使血液流出。

灌注生理盐水（0.9%，0.36g for 40ml），时间维持在10min 左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白。

3、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后，用4%PFA灌流固定，当PFA流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有），此时可将灌流速度下调，以使固定更加充分。

整个PFA 灌流时间约为20min。

将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。

取脑及脱水：5、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。

将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。

需要注意的是，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。

6、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。

7、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。

8，将剥离出来的脑浸泡在4%PFA中，过夜固定。

9、将PFA液换为30%蔗糖（6g for 20ml）进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。

此时可将脑取出进行冷冻切片。

小鼠灌注取脑

成年小鼠心脏灌流及取脑组织步骤
实验步骤：
1、小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。

用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。

2、将注射针头插入小鼠左心室，同时将小鼠肝脏减掉，以使血液流出。

灌注生理盐水，时间维持在1min（10~20ml）灌注液左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白。

整个PFA灌流时间约为5min。

（固定原理：多聚甲醛可以使蛋白质交联）
4、将导管始端从PFA中拿出，待管中液体流尽后，将心脏上的针头拔下，如果固定的较好，可发现小鼠眼球呈现白色。

将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。

取脑及脱水：
1、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。

将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。

需要注意的时，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。

2、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。

3、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。

4、将剥离出来的脑浸泡在4%PFA中，过夜固定。

5、将PFA液换为30%蔗糖进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。

此时可将脑取出进行冷冻切片。