血管内皮细胞体外培养(赵)

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巨细胞病毒在体外培养血管内皮细胞中的增殖及对细胞形态和ATP酶活性的影响

巨细胞病毒在体外培养血管内皮细胞中的增殖及对细胞形态和ATP酶活性的影响

m d l f MV i et nt c l t i e n m tr ne t n 1 , 4 4 , 2 ) h u il a o h n e o e o HC c o e .A f r t i ea e c o ( 2 2 , 8 7 h ,tem l p ct n c a g s f n i o 1 dfe t f i i f t i i
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巨细 胞 病 毒 在体 外培 养 血 管 内皮细 胞 中 的 增 殖 及 对 细 胞 形 态 和 A P酶 活 性 的影 响 T
姚 磊 , 作云 何
【 摘要 】 目的
酶 活性 的影 响。方法
探讨 巨细胞病毒 ( C V 在体外 培养血 管 内皮 细胞 中增 殖及对 细胞形态 和 A P HM ) T

人视网膜血管内皮细胞的分离与培养

人视网膜血管内皮细胞的分离与培养

人视网膜血管内皮细胞的分离与培养作者:李琼徐国兴来源:《海峡科学》2007年第12期[摘要] 目的:探讨人视网膜血管内皮细胞的体外分离和选择性培养方法。

方法:将人视网膜通过剪碎、匀浆、过筛、胶原酶消化处理后,结合密度梯度离心和物理刮除等分离方法获得较纯的视网膜血管内皮细胞,接种于纤维连接蛋白包被的培养瓶中,并采用含内皮细胞生长因子和肝素的培养基促进内皮细胞贴壁生长,观察细胞生长状况,并应用免疫组化方法进行鉴定。

结果:培养的细胞成典型的铺路石样生长,Ⅷ因子相关抗原免疫组化染色为阳性,细胞纯度达98%以上。

结论:本实验方法简单易行,培养出的人视网膜血管内皮细胞纯度高、生长状态良好,并可稳定传代,为视网膜血管疾病的基础研究提供有效的模型建立方法。

[关键词] 视网膜微血管内皮细胞细胞培养许多视网膜疾病如糖尿病性视网膜病变、年龄相关性黄斑变性等均与视网膜血管病理性改变密切相关。

随着对视网膜血管性疾病的研究深入发现视网膜血管内皮细胞是血管病变过程中的关键细胞。

通过体外分离培养视网膜血管内皮细胞获得大量完整、纯度高的内皮细胞,从而对其进行形态、结构、生理功能和病理变化等方面的观察,为视网膜血管性疾病研究提供体外模型。

本实验综合国内外几种方法,以人视网膜为材料,探索简便、有效的人视网膜微血管内皮细胞的培养方法。

现报告如下:1 材料与方法1.1 材料0.1%Ⅱ型胶原酶(Sigma公司,美国)、胎牛血清(Gibco公司,美国) 、DMEM培养液(Gibco公司,美国)、含0.02%EDTA的0.25%胰酶(Gibco公司,美国)、纤维连接蛋白(Sigma 公司,美国)、内皮细胞生长因子ECGF(Sigma公司,美国) 、Percoll分离液(Gibco公司,美国)、肝素(Sigma公司,美国)、PBS(Sigma公司,美国)、培养瓶、培养皿、眼科器械、匀浆器、吸管、离心管、细胞筛、第Ⅷ因子相关抗原抗体(北京中杉金桥生物技术有限公司),完全培养液:DMEM培养液+15%FBS+90ug/ml肝素+0.1ug/L的ECGF,培养瓶:培养前1天用10ug/cm2纤维连接蛋白包被。

血管内皮细胞培养方法

血管内皮细胞培养方法

血管内皮细胞培养方法全文共四篇示例,供读者参考第一篇示例:血管内皮细胞(vascular endothelial cell,VEC)是血管内膜上的一种细胞,它们起着维持血管结构和功能的重要作用。

近年来,血管内皮细胞的培养方法逐渐成为生物医学领域的研究热点之一。

良好的血管内皮细胞培养方法不仅有助于研究心血管疾病的发生机制,还可以为新药的研发提供重要参考依据。

本文将详细介绍血管内皮细胞培养的方法和技巧,希望对相关研究人员和医学工作者有所帮助。

一、血管内皮细胞来源血管内皮细胞可以从多种来源获得,包括人类或动物的血管组织。

通常情况下,从人体的脐带血、外周血或组织中分离得到的血管内皮细胞具有较高的纯度和活性,适合于体外培养。

一些商业生物技术公司也提供血管内皮细胞的原代细胞培养服务,可以方便地购买到高质量的细胞用于研究。

二、血管内皮细胞培养基的选择血管内皮细胞培养基是培养血管内皮细胞的基本营养液,不同类型的细胞需要不同种类的培养基。

一般来说,常用的血管内皮细胞培养基包括Eagle's minimum essential medium(EMEM)、Dulbecco's modified Eagle's medium(DMEM)和Medium 199等。

这些培养基通常含有必需氨基酸、维生素、矿物质、生长因子、胎牛血清等营养成分,可以提供适宜的环境促进细胞生长。

1、原代细胞的分离和培养将采集到的组织样本进行酶消化处理,分离出血管内皮细胞,并通过贴壁法或悬浮培养法将其传代培养。

在传代培养的过程中,需要定期更换培养基、观察细胞的形态和数量变化,以确保细胞的健康生长。

2、细胞的传代和冻存随着细胞的传代次数增加,细胞的增殖能力和活性逐渐下降,需要进行细胞的传代和冻存。

传代前需要对细胞进行细胞数计数和活力检测,传代后要及时观察细胞的形态和生长情况,确保细胞的健康状态。

3、细胞的实验处理在进行实验前,需要对培养的细胞进行处理,如细胞分裂抑制(如丙酮酸、羟基脲等)、细胞增殖刺激(如VEGF、EGF等)等。

脑微血管内皮细胞的培养及鉴定

脑微血管内皮细胞的培养及鉴定

试验步骤
10.混匀后放入37℃摇床中消化,30分钟左右取出一 滴至镜下观察,如见到大量细短串状的微血管(3、 4个细胞一串),则表示消化适度,3000- 4000rpm 5分钟离心;如为大团状或已成单个细胞, 则消化不足或消化过度。
beforeafter Nhomakorabea试验步骤
11.离心后弃上清,以PBS 3000-4000rpm 5分钟 离 心,得到的沉淀以2-3ml细胞培养液冲散、混匀, 放入37℃、5%CO2孵箱培养,5个小时左右后再加 入1-2ml培养液。此为原代细胞P1([=parental generation]亲代) 之后每日观察细胞状况,贴壁前2-3日半换液,全 部细胞贴壁后视培养液情况每1-2日全换液一次。 细胞铺满瓶底80%左右即可考虑传代及冻存。
6.培养基(以下各浓度均为终浓度):RMPI 1640,10%FBS, 10%NuSerum,ECGS 30μg/ml,1%双抗,肝素5 U/ml,L谷氨酰胺2mmol/L,1mmol/L丙酮酸钠,MEM non-essential amino acids,MEM vitamins各1%。各组分过滤后混合。 4°c保存。
试验步骤
7.吸出上层液体及白色脂质, 以1-2ml PBS小心冲散红 色目标沉淀物(即含有微血 管的组织),尽量将目标物 冲洗尽,然后将PBS-组织 悬液吸入干净的离心管。
试验步骤
8.取40-45mlPBS加入离 心管中, 3000rpm,4°c离心 5min。重复2次。其 目的是将葡聚糖洗脱。
4. 组织洗涤液:2%FBS,10%双抗(如为无菌手术标 本则为2%),DMEM。4℃保存。 FBS需先56℃灭活过滤、分装。-20℃保存。
试剂配制
5.100ml 10×PBS(其中不能含有钙以及镁离子): 80ml蒸馏水中溶解8g NaCl,0.2g KCl,1.44g Na2HPO4,0.24g KH2PO4,用NaOH调节pH至 7.4加水定容到100mL,取20ml 10×PBS,加入 180ml去离子水,配成200ml PBS,高压灭菌,室 温或4°c保存。

体外培养大鼠心肌微血管内皮细胞缺氧模型的建立

体外培养大鼠心肌微血管内皮细胞缺氧模型的建立
The CM ECs we r e c ul t ur e d b y t he me t h od of pl a nt i ng my o c a r d i um t i s s u e .I t s s pe c i f i c a nt i ge n we r e obs e r v e d by i m m un oc yt o c he mi s t r y .
r a t i o n o f l o w o x y g e n d a ma g e mo d e l ( I ) , wi t h n o r ma l s e r u m f r e e o x y g e n t r a i n i n g a s t h e c o n t r o l g r o u p ( N) . I n v e r t e d p h a s e c o n t r a s t mi — c r o s c o p e o b s e r v a t i o n o f c e l l mo r p h o l o g i c a l c h a n g e s b e f o r e a n d a f t e r h y p o x i a , M TT d e t e r mi n a t e c e l l v i t a l i t y , An n e x i n V —F I TC a n d P I d o u b l e ma r k i n g me t h o d t o d e t e r mi n e c e l l a p o p t o s i s r a t e . Re s u l t s Cu l t u r e d r a t CM ECs h a s t h e t y p i c a l c h a r a c t e r i s t i c s o f mi c r o v a s c u l a r

小鼠心肌微血管内皮细胞的体外培养

小鼠心肌微血管内皮细胞的体外培养

切、 蛋 白酶 消化 、 过滤方法 , 并进 行 了相 关鉴 定 , 可 获得 较 纯 的 小 鼠 心 肌微 血 管 内 皮 细胞 , 这 为研 究 心 肌 微 血 管 内皮 细 胞
的迁移 、 血 管再 生 等提 供 了实 验 来 源 。 【 关 键 词】 心 肌 ; 微 血 管 内皮 细胞 ;培 养
4 ~ 6周 的 清 洁级 C 5 7小 鼠 的 心 室 肌 , 利用胰蛋 白
酶 及 Ⅱ型 胶 原 酶 消化 过 滤 收 集 的 滤 液 进 行 重 新 悬 浮 种 植 于 明胶 包被 的 培 养 瓶 中 , 通 过 倒 置 电 镜 观 察 细 胞 的 生 长 形 态 及 生长状 态, 得 出生 长 曲 线 , 并 利 用免 疫 荧 光 鉴 定 ( ・ A肌 微 血 管 内皮 细 胞 特 异 性 抗 原 v C WF ) 培 养 出的小鼠・ A肌 微 血 管 内皮 C 细 胞 。 结 果 通 过 形 态 学观 察 及 免 疫 荧 光 鉴 定 证 实为 小 鼠 心 肌 微 血 管 内皮 细胞 。 培 养 的 小 鼠 心 肌 微 血 管 内皮 细胞 第 l 、 2天 生 长 相 对 缓 慢 , 而到 第 3 、 4天 细 胞 呈 对数 生 长 , 第6 、 7天 细胞 达 到 融 合 。 结 论 采 用 明胶 包被 培 养 瓶 , 通 过 机 械 剪
西部 医学 2 0 1 3年 3月 第 2 5卷 第 3期 Me d J We s t C h i n a , Ma r c h 2 0 1 3 , Vo 1 . 2 5 , No . 3
・ 34 3 ・
Байду номын сангаас
小 鼠心 肌微 血 管 内皮 细胞 的体 外培 养 *
陈桂 秀 , 杨 明涛 , 刘 涛 , 王 浩宇 , 刘 康。 , 冯 刚。

内皮实验报告

内皮实验报告

实验目的:本研究旨在通过体外实验,探讨内皮细胞在不同条件下的生物学特性,包括细胞增殖、凋亡、迁移和血管生成能力,以期为内皮细胞在疾病发生发展中的作用提供实验依据。

实验材料:1. 人脐静脉内皮细胞(HUVECs)2. DMEM培养基(高糖)3. 胎牛血清(FBS)4. 0.25%胰蛋白酶5. 细胞培养箱6. 倒置显微镜7. 流式细胞仪8. 实验试剂(如Annexin V-FITC/PI双染试剂盒、血管内皮生长因子(VEGF)检测试剂盒等)实验方法:一、细胞培养与鉴定1. 将HUVECs接种于培养皿中,置于37℃、5%CO2的培养箱中培养。

2. 每2-3天更换一次培养基。

3. 利用免疫荧光染色法鉴定内皮细胞,观察细胞形态和内皮细胞标记物(如VE-cadherin)的表达。

二、细胞增殖实验1. 将细胞分为实验组和对照组。

2. 实验组给予不同浓度的VEGF处理,对照组给予等量DMEM培养基。

3. 在不同时间点收集细胞,利用CCK-8法检测细胞增殖情况。

三、细胞凋亡实验1. 将细胞分为实验组和对照组。

2. 实验组给予不同浓度的肿瘤坏死因子α(TNF-α)处理,对照组给予等量DMEM 培养基。

3. 利用Annexin V-FITC/PI双染试剂盒检测细胞凋亡情况。

四、细胞迁移实验1. 将细胞分为实验组和对照组。

2. 实验组给予不同浓度的细胞外基质(ECM)蛋白处理,对照组给予等量DMEM培养基。

3. 利用Transwell小室检测细胞迁移能力。

五、血管生成实验1. 将细胞分为实验组和对照组。

2. 实验组给予不同浓度的VEGF处理,对照组给予等量DMEM培养基。

3. 利用血管生成实验试剂盒检测细胞血管生成能力。

实验结果:一、细胞培养与鉴定成功培养出HUVECs,细胞形态为长梭形,细胞表面表达VE-cadherin。

二、细胞增殖实验VEGF处理组细胞增殖能力明显增强,与对照组相比,增殖率显著提高。

三、细胞凋亡实验TNF-α处理组细胞凋亡率显著升高,与对照组相比,凋亡率显著增加。

大鼠脑微血管内皮细胞的体外培养及鉴定

大鼠脑微血管内皮细胞的体外培养及鉴定

ie t e y i d n i d b mmu o u rs e c .W e as ee mi e h rwt u" f B i f n f oec n e l lo d tr n d t e g o h c I e o ME y MT sa .T e c l o k d 1 e sa s n ” v Cs b r a s y h el lo e i ”lb t e . s k o
(. o e e o nma S in e a d V t iay Me i n , i n U ies y C a g h n 1 0 6 , hn ; . e a me to nma S in e a d 1 C l g fA i l c c n ee n r dc e J i n v r t, h n c u 3 0 2 C ia 2 D p r n fA i l ce c n l e r i l i t
T cnlg, e igA r utr olg, eig1 20 ,C ia .Cl g fA i lS i c n tr ayMeiie hna gh 6 utr eh o y B in gi l a C l e B in 0 2 6 hn;3 ol eo nma ce eadVe i r dcn,S eyn g cl a o j c ul e j e n en ul U ie i , hn ag 10 6,C ia 4 C l g fB s dclS i cs C pi dclU ie i , e ig1 0 6,C ia nvr t S eyn 8 6 hn . ol eo ai Meia ce e, at a Meia nvr t B in 00 8 hn) sy 1 ; e c n c l sy j Ab ta t T e meh d fc l rn a ri coa c lr e d teilc i BMEC )w r tde o b i p te b s o h sr c : h to s o uti g rtb an mirv s ua n oh l el f u a s s ee su id t ul u h ai fr te d s

[硕士论文]血管内皮细胞和成纤维细胞在瘢痕发生和演变中的生物学功能变化及其意义的研究

[硕士论文]血管内皮细胞和成纤维细胞在瘢痕发生和演变中的生物学功能变化及其意义的研究

上海第二医科大学博士学位论文血管内皮细胞和成纤维细胞在瘢痕发生和演变中的生物学功能变化及其意义的研究姓名:***申请学位级别:博士专业:外科学(烧伤)指导教师:***20050501学位论文独创性声明y759816本人所星交的学位论文是我在导师的指导下进行的研究工作及取得的研究成果。

据我所知,除文中已经注明引用的内容外,本论文不包含其他个人已经发表或撰写过的研究成果。

对本文的研究做出重要贡献的个人和集体,均已在文中作了明确说明并表示谢意。

作者签名:透垒‰:逊:堇:牛学位论文使用授权声明本人完全了解上海第二医科大学有关保留、使用学位论文的规定,学校有权保留学位论文并向国家主管部门或其指定机构送交论文的电子版和纸质版。

有权将学位论文用于非赢利目的的少量复制并允许论文进入学校图书馆被查阅。

有权将学位论文的内容编入有关数据库进行检索。

有权将学位论文的标题和摘要汇编出版。

保密的学位论文在解密后适用本规定。

学位论文作者签名:吼显&蚣导师签名钐/7莎7日期:劾受【f眵—————————堂幽丛壁墼趟墼血管内皮细胞和成纤维细胞在瘢痕发生和演变中的生物学功能交化及其意义的研究摘要瘢痕的发生发展到消退成熟,伴随皮肤颜色由红到紫、再到逐渐消退的过程。

瘢痕表面颜色的变化是瘢痕内微血管动态变化的反映,这种微血管的动态改变联动着瘢痕的发生与成熟。

由此提示我们:是否瘢痕中的微血管启动了瘢痕的发生与成熟?瘢痕中成纤维细胞功能的加强,是由于微血管中的内皮细胞分泌了大量细胞因子。

而瘢痕的成熟是由于内皮细胞分泌生长因子减少而导致。

而既往诸多研究表明:成纤维细胞是瘢痕发生的始动细胞,瘢痕中成纤维细胞在基因表达、增殖凋亡、合成分泌、胶原代谢等方面都发生了改变,这些改变最终导致胶原的过度沉积和瘢痕的形成。

因此,究竟哪种细胞是增生性瘢痕发生的始动细胞?是血管内皮细胞,还是成纤维细胞?在瘢痕发生发展和成熟过程中,其各自的生物学功能又是如何动态改变的呢?是什么原因启动了瘢痕的消退和成熟?本课题将聚焦以上问题开展研究,探索瘢痕发生和成熟的机制。

血管内皮细胞培养方法

血管内皮细胞培养方法

血管内皮细胞培养方法全文共四篇示例,供读者参考第一篇示例:血管内皮细胞是一种位于血管内壁的重要细胞,它们在维持血管结构稳定、调控血管张力和血液循环等方面发挥着重要作用。

对血管内皮细胞进行培养研究具有重要的生物学意义和临床应用前景。

下文将介绍一种常见的血管内皮细胞培养方法,希望能为相关研究工作提供一些帮助。

一、血管内皮细胞的来源:血管内皮细胞主要来源于人体的血管组织,通过合适的方法可以从血管中分离和提取。

通常来说,可以选择人体动脉、静脉等血管组织作为细胞来源,从中分离得到血管内皮细胞进行培养。

在实验动物中,也可以选择小鼠、大鼠等动物的血管组织来获取血管内皮细胞。

1. 血管组织的分离和处理:需要将血管组织从人体或动物中取出,并去除周围的结缔组织和肌肉组织。

然后,将血管组织切成小段,并用适当的消化酶进行消化处理,使内皮细胞从血管组织中释放出来。

2. 血管内皮细胞的分离和纯化:经过消化处理后,将获得的细胞悬液进行离心分层,采集含有内皮细胞的上清液。

然后,可以通过负性筛选或CD31抗体磁珠等方法将内皮细胞进行进一步的分离和纯化。

3. 血管内皮细胞的培养和传代:将得到的血管内皮细胞接种到预先涂有明胶或基底膜的培养皿中,加入适当的培养基和生长因子,将细胞放入细胞培养箱中进行培养。

随着细胞的增殖和扩张,可以进行细胞的传代,维持内皮细胞培养的稳定性。

4. 血管内皮细胞的鉴定与应用:在进行内皮细胞培养的过程中,需要对细胞进行鉴定,确认其具有内皮细胞的特征和功能。

通过免疫组化染色、PCR检测等方法,可以检测内皮细胞表面标记物和相关基因的表达情况。

血管内皮细胞在动脉粥样硬化、血管疾病等方面的研究应用也具有广泛的前景。

1. 培养环境的控制:血管内皮细胞对培养环境的要求比较严格,需要在无菌条件下进行培养,并保持适当的温度、湿度和CO2浓度等参数。

2. 培养基的选择:选择适合血管内皮细胞生长和扩张的培养基是培养过程中的关键。

大鼠血管内皮细胞的分离、鉴定及传代培养

大鼠血管内皮细胞的分离、鉴定及传代培养

关键词 血 管 内皮细胞
分 离培养
大 鼠主动脉
文献标识码 :A 文章编号:1 0 0 7 — 1 7 3 3 ( 2 0 1 3 ) 0 4 - 0 0 0 8 - 0 3
主 动 脉 。 取 出胸 主 动 脉 , 用 P B S 冲洗3 - 4次 后 , 放 入 另一‘
中图分 类号:¥ 8 5 2 . 1 6 3
1 . 3 . 1 细胞形 态 倒 置显 微镜 下观察 不 同代 次的细 胞形 态 ,是否呈现 内皮 细胞典型 的折光性强 、“ 铀路石” 样等特
点t , 。
和磷 酸二氢钾 ,天津 科密 欧化 学试剂 有 限公司 :多聚 甲 醛 、甲醇 、硫酸铜 、碳酸氢C t  ̄ J S n Na 2 H P O 4 ・ 1 2 H2 O,国药集
含2 0 %F BS 、4 n g / ml V EG F 1 6 5  ̄ l f l O 0  ̄ g / ml 肝素的D ME M培 养液培养[ 1 ,液体 仅遮盖 主动脉 即可 。培 养4 d 后 ,弃去 主动脉植块 ,2 ~ 3 d 换液 1 次。
细胞 的体 外培养方 法对 于研 究 内皮 细胞特 性 、对作用 于 血管 的药 物及抗 肿瘤药 物 的研 究 具有重 要意 义 。本试 验
采用植块 法分 离大 鼠血管 内皮细 胞 ,通 过条 件培养 以及
C D 3 l 免疫 组 化 和 管 形 成 鉴 定 , 建 立 了 大 鼠主 动 脉 血 管 内
1 . 2 . 2 传代培 养 原代细 胞培 养约 1 2 - 1 4 d ,迁 出生长 的
细 胞覆盖培养 瓶 面积 的2 / 3 以上 时即 可传代 【 3 】 。弃去培养 液 ,用P B S冲 洗 培 养 瓶 后 , 加 0 . 2 5 %胰 蛋 白酶 消 化 3  ̄ 5 mi n ,见 内皮细 胞收缩 变 圆 ,立 即加入 等体积 的含胎 牛 血 清 的DME M培 养 液 终 止 消 化 , 吸 管轻 轻 吹打 并 混 匀 ,移 入 1 0 ml 离心 管中 ,1 0 0 0 r / mi n 离心 l O mi n ,弃上清 ,

循环内皮细胞的培养和人工血管内皮化的实验研究

循环内皮细胞的培养和人工血管内皮化的实验研究

前言血管重建在血管外科中占有重要地位,手术所需血管替代物可分三大类:第一类是自体血管,以大隐静脉为首选,但由于管径小,有时静脉质量差(如大隐静脉曲张、浅静脉炎),或已作过大隐静脉剥离术,利用率不到50%;第二类是同种异体血管,其优点是组织结构和功能符合生理需要,但存在异体组织免疫排斥反应,尽管有很多方法如低温冷冻、免疫抑制剂等预处理,移植后的远期通畅率较低;第三类是人工血管,包括涤纶、真丝、聚四氟乙烯(p01),tetranuoroethyIene,PTFE)、膨体聚四氟乙烯(expandedp01)’tetrafluot’oeth)’lene,ePTFE),各类组织工程血管等。

上述人工血管已被部分应用于临床,但普遍存在组织相容性差,术后移植物血栓发生率较高,影响远期通畅率。

1970年,Mansfield首次提出“人工血管内皮化”(endothelialization)概念,即内皮细胞种植人工血管,以提高人工血管腔面生物活性和功能。

经过30多年的发展,人工血管内皮化相关技术包括内皮细胞的分离、种植和人工血管材料技术等方面已取得较大进展,动物实验和部分临床应用的效果证实经内皮化的人工血管可提高移植物术后通畅率,特别在小口径血管和静脉移植物尤其明显。

目前,用于人工血管内皮化的内皮细胞主要取材于自体血管如大隐静脉或富有微血管的组织如大网膜,这种通过外科手段获取内皮细胞的方法给人工血管内皮化的临床应用带来不便,且自体成熟内皮细胞在体外培养过程中,易发生细胞生物学特性改变。

近年来,随着对胚胎造血干细胞的研究利用,人们发现,在胚胎发育早期,血管内皮细胞和造血干细胞(hematopoieticstemcells,HSCs)由共同的祖细胞分化而来,这种内皮祖细胞(endothelialprogenitorceils,EPCs)表达CD34抗原,1997年,Asahara首次发现在成人外周血存在这种细胞,以后,相继在人胎儿脐血(Niedaeta1.1997)和骨髓fAsaharaeta1.1999)中发现,有人把这种细胞统称为循环内皮细胞(circulatingendothelialceils)。

血管生成诱导实验报告

血管生成诱导实验报告

一、实验目的本研究旨在探讨血管生成诱导剂在促进血管新生方面的作用及其分子机制。

通过体外培养血管内皮细胞和体内动物模型,观察血管生成诱导剂对血管新生的影响,并进一步分析其作用机制。

二、实验材料与方法1. 实验材料- 人脐静脉内皮细胞(HUVECs)- 血管生成诱导剂:VEGF、bFGF、FGF-2等- 体外培养试剂:DMEM培养基、胎牛血清、抗生素等- 体内动物模型:大鼠- 实验仪器:倒置显微镜、细胞培养箱、离心机、分光光度计等2. 实验方法1. 体外培养血管内皮细胞- 将HUVECs接种于6孔板,培养于含10%胎牛血清的DMEM培养基中,置于37℃、5%CO2培养箱中培养。

- 当细胞生长至80%融合时,用含不同浓度血管生成诱导剂的培养基替换原培养基,继续培养24小时。

2. 观察血管生成- 将培养好的细胞用台盼蓝染色,在倒置显微镜下观察血管生成情况。

- 使用图像分析软件对血管生成进行定量分析。

3. 体内动物模型- 将大鼠随机分为实验组和对照组,实验组给予血管生成诱导剂,对照组给予生理盐水。

- 观察动物的一般情况,记录体重变化。

- 在实验结束时,取动物心脏,用TTC染色法检测心肌梗死面积。

4. 分子机制分析- 采用RT-PCR检测心肌HIF-1、VEGF、eNOS mRNA的表达。

- 采用Western Blot检测心肌eNOS、iNOS、AKT、p-AKT蛋白表达。

- 采用分光光度法检测血清NO水平。

三、实验结果1. 体外实验- 血管生成诱导剂能显著促进HUVECs的血管生成。

- 不同浓度的血管生成诱导剂对血管生成的影响存在差异,其中VEGF和bFGF 的效果最为显著。

2. 体内实验- 与对照组相比,实验组大鼠的心肌梗死面积明显减小。

- 实验组大鼠的心肌HIF-1、VEGF、eNOS mRNA表达水平显著升高。

- 实验组大鼠的心肌eNOS、AKT、p-AKT蛋白表达水平显著升高。

- 实验组大鼠的血清NO水平显著升高。

微血管内皮细胞的体外分离培养方法概述

微血管内皮细胞的体外分离培养方法概述

微血管内皮细胞的体外分离培养方法概述微血管内皮细胞的体外分离培养方法概述*段慧琴1,张永东2,穆祥1*(1.北京农学院动科系,北京102206;2.北京农业职业学院,北京102442)摘要:微血管内皮细胞在许多病理生理过程中起着关键性的作用。

应用体外培养的微血管内皮细胞,不仅广泛应用于微循环系统对不同生理或病理刺激的反应,也可阐明伴随微血管功能障碍和组织损伤的某些疾病的病理机制,所以分离培养动物及人各个器官组织微血管内皮细胞的报道日渐增多。

微血管内皮细胞分离方法主要有3种,包括酶消化法、机械分离法和磁珠分离法,每种方法各有利弊。

微血管内皮细胞一般通过其表面的血管紧张素酶、摄取乙酰基低密度脂蛋白和表达Ⅷ因子相关抗原进行鉴定。

目前从不同组织器官分离培养微血管内皮细胞的方法已经比较成熟。

关键词:微血管内皮细胞;体外;分离培养从1973年Jaffe E A等成功培养人的脐静脉内皮细胞至今,血管内皮细胞的研究已经取得了重要的进展,极大地丰富了人们对血管内皮细胞的认识。

研究资料已经证实,动脉起源的内皮细胞不同于静脉起源的内皮细胞,微血管内皮细胞不同于大血管的内皮细胞[1],并且不同器官组织起源的血管内皮细胞也表现出不同的功能特性。

微血管内皮细胞所表现的组织器官特异性,使人们认识到微血管内皮细胞研究的重要性。

因此,研究发生于某一器官或组织的微血管病变,应该采用这一器官或组织的微血管内皮细胞作为细胞模型。

因此,微血管内皮细胞的培养技术越来越受到人们的重视,已经成为医学研究中不可缺少的重要手段。

但是,由于微血管内皮细胞的培养难度较大,研究成本较高,因而它的普及和应用都受到一定的限制。

近年来,内皮细胞生长因子的应用和免疫磁珠技术的发展,使微血管内皮细胞的培养和纯化变得相对简化,加之许多微血管内皮细胞系的建立,使得微血管内皮细胞的研究及应用得到迅速发展。

1微血管内皮细胞体外培养状况到目前为止,人体主要器官和组织的微血管内皮细胞已经培养成功。

血管内皮细胞—平滑肌细胞共培养体系研究进展

血管内皮细胞—平滑肌细胞共培养体系研究进展

血管内皮细胞一平滑肌细胞共培养体系研究进展血管内皮细胞(endothelial cells, EC)和血管平滑肌细胞(smooth muscle cells, VSMC)的相互作用、相互影响维持血管生理功能和多种疾病的发生发展, EC-SMC联合培养模型是U前研究这2种细胞间相互影响的最佳方式。

作者对现有的EGSMC 共培养模型及共培养对这2种细胞结构和功能的影响进行综述,为在微观上深入研究二者的相互关系提供依据,也为建立更接近机体生理/病理状态的EC-SMC体外共培养体系提供参考。

标签:内皮细胞;平滑肌细胞;共培养;相互作用血管内皮细胞(endothelial cells, EC )和血管平滑肌细胞(smooth muscle cells, VSMC)是构成血管壁的主要细胞成分,2种细胞间的相互作用、相互影响是维持血管生理功能和血管壁自身结构稳定的关键,在病理条件下EC和SMC的相互作用同样可影响多种疾病的发生发展。

EC-SMC联合培养模型是忖前研究这2 种细胞间相互影响的最佳方式,对研究动脉粥样硬化(atherosclerosis, AS)发病机制、血管壁生理及炎症反应等有重要意义。

本文就H前EC-SMC共培养模型和共培养模式下2种细胞的互相影响做一综述,为在微观上深入研究二者的相互关系提供依据。

1 EC-SMC共培养模型1」直接接触的共培养模式早在20世纪80年代,国外学者就开始尝试建立EC-SMC共培养的方法。

早期研究简单地将EC和SMC按一定的比例混合,种植在同一体系中,2种细胞能够混合生长,且相邻的EC和SMC之间形成连接[1]。

此模型较为原始,细胞混杂,EC和SMC没有形成生理状态下的结构层次,且2种细胞之间干扰较大。

在此基础之上,Davies等[2]引进了微载体技术, 即将2种细胞分别种植于微载体上,然后将微载体混合于同一体系,实验中相邻的微载体上同型或异型细胞间都形成接触连接。

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血管内皮细胞体外培养1.概述血管内皮细胞(endothelial cell, EC)是衬于心,血管和淋巴管腔内表面的一种单层扁平上皮细胞。

EC极薄,厚度约为0.1~1μm,长约25~50μm,宽约10~15μm,在体内呈梭形,相邻细胞之间借少量粘合质彼此嵌合,细胞长轴与血流方向平行。

其超微结构特点是在胞质中含有的特殊颗粒,称Weibel-palade小体(内含有与凝血有关的第Ⅷ因子相关抗原);细胞间有紧密连接的缝隙相连。

EC除了能保持血管壁内表面的光滑和通透性外,还有多种生物学功能:维持正常的血液流动性,分泌多种生物活性物质,在调节细胞生长,改变脂质代谢,维持血管壁的完整性,调节血管张力和选择性通透性以及免疫调节方面起到重要作用。

EC功能的异常,与血栓形成、动脉粥样硬化、高血压等心血管疾病及肿瘤扩散,免疫疾病都有密切关系。

体外培养中的EC形态呈"鹅卵石样"镶嵌排列,细胞长满后呈接触抑制现象。

2.培养方法EC生长在血管内表面,由于其所处的独特位置不利于观察和研究,所以体外培养EC显得特别重要,目前已有多种种属(人、牛、猪、兔、大鼠等),多种组织(脐带动脉、静脉、肺动脉、主动脉、脑毛细血管、心脏毛细血管等)的EC能在体外培养成功。

人们将培养器皿预先用明胶或纤连蛋白或胶原等粘附蛋白包被后,形成人工的EC下基质层,可促进EC的粘附与生长。

2.1 方法原理用酶消化法,酶消化+机械刮脱法或单纯刮脱法将EC分离下来,在适宜的条件下可贴壁并长成致密单层。

2.2 介绍几种主要EC的分离2.2.1 酶消化法大血管内皮细胞的分离2.2.1.1 人脐带动、静脉(或其它大血管)a.在37℃水浴中,预热培养用的所有无菌溶液,备用。

b.在无菌条件下,取健康产妇分娩后新鲜的婴儿脐带(25cm左右,不超过6h),选择无夹痕、无扭曲、无凝血阻塞的部分,放入含有100 U/ml的青霉素和100 μg/ml链霉素的D-Hanks液中,在脐静脉或脐动脉的两端插入磨平的注射器针头用丝线扎紧,用注射器从一端注入D-Hanks液冲洗血管,直到流出的液体无血迹。

c.注入0.1%胶原酶(1型)溶液,待血管内残留的D-Hanks液流尽后,用注射器封注另一端针头,继续注入胶原酶溶液,致血管充盈,放入37℃无菌的D-Hanks液中,消化15min 后取出。

d.收集血管内酶溶液,并且注入含20%小牛血清的M199培养液(pH 7.2)冲洗血管收集合并于同一容器内,以1000r/min离心7~10min。

e.去上清液,加入20%小牛血清的M199培养液重新悬浮细胞备用。

f.其它大血管如牛主动脉,猪主动脉等,可在无菌下分离,然后用线结扎血管各分支,再依上述步骤分离EC。

2.2.2 酶消化法小血管内皮细胞的分离2.2.2.1 兔主动脉,大鼠主动脉因血管较小,分支极细,不能采用上述方法消化。

a.将动物主动脉取出后放D-Hanks中,将血管外的脂肪细组织分离干净,用丝线结扎血管一端,然后用探针顶住该端,将整条血管翻转,使内膜翻在外面。

将另一端折入腔内0.5cm,并用丝线结扎紧,以防外膜外露及避免酶液进入外膜腔内。

b.用D-Hanks液清洗干净外翻的内膜面,然后血管浸泡在含0.1%胶原酶溶液的小瓶内,盖上瓶盖在37℃水浴中轻轻摇荡消化,使EC离散下来,消化15~20min后,见酶液稍有混浊,即加入等量的含20%小牛血清的M199培养液,以终止酶的作用。

c.收集消化后的酶溶液以1500r/min离心5min,弃上清,用20%小牛血清M199培养液重新悬浮细胞。

2.2.3 酶消化--机械刮脱法猪主动脉EC的分离a.麻醉状态下,在颈部切口,分离并剪断颈动脉,放血处死。

在无菌条件下,作胸腹联合切口,迅速打开胸腔,分离并取出胸主动脉和腹主动脉,置含D-Hanks液的培养皿中,尽量去除血管外膜的脂肪和纤维组织,然后用D-Hanks液多次冲洗血管外表及血管管腔内的凝血,再放入新装有D-Hanks的溶液中。

b.纵何剪开血管,反复冲洗干净血管内壁后,在另一无菌大培皿中,滴加薄薄一层0.125%胰蛋白酶和0.01% EDTA的混合消化液,将主动脉内膜面朝下铺在酶混合液之上。

在37℃条件下,让内膜与酶溶液充分接触并消化10~20min,再加入含少量20%小牛血清的M199培养液,以终止酶的作用。

c.把上述主动脉移至另一无菌培养皿,用小手术刀轻轻将内皮刮下。

先顺向有次序地刮内膜1~2次,然后再横向刮1~2次,用M199液将内皮细胞收集到离心管中,以1000r/min 离心7~10min,去上清,用20%小牛血清M199培养液重新悬浮细胞备用。

2.2.4 机械刮脱法血管内皮细胞的分离取长度为20cm的大血管,用D-Hanks液将血管内、外冲洗干净后,无菌条件下沿纵轴剪开,使血管内皮朝上向外暴露,再用D-Hanks液冲洗2次,然后用刮刀轻轻刮取内膜表面的内皮细胞,刮取时,动作应轻柔均匀,刮刀与表面的角度约为60℃,每处只能刮1次,不可刮血管的边缘,刮下的细胞悬浮于M199液中,以1000r/min离心7~10min,去上清,再重复洗涤1次,重新悬浮于20%小牛血清M199培养液中备用。

2.2.5 还有微血管内皮细胞的分离及干贴法分离EC等,但较少用。

2.3 EC原代培养及传代培养2.3.1 原代培养将分离好备用的EC用含100 U/ml青霉素和100μg/ml链霉素以及20%小牛血清的M199培养液(M199完全培养液)调整细胞浓度为1.5~2.0×105/ml,接种到以0.1%纤连蛋白或1%明胶包被已干燥的平皿或培养瓶中。

放37℃、5% CO2和饱和湿度的孵育箱中培养。

24h后弃去培养液,用D-Hanks液淋洗1次,以去除未贴壁或死亡的细胞,换入等量的M199完全培养液,继续孵育箱中培养。

每2~3d换M199完全培养液1次,换液时将原培养液弃掉1/2~2/3,然后加入新鲜的M199完全培养液至原来的量,6~7d后细胞可融合成单层内皮细胞,即可传代。

2.3.2 传代培养2.3.2.1 待原代培养细胞长至融合状态后,弃培养液,用预温的D-Hanks液淋洗2次,加入终浓度0.125%胰蛋白酶、0.01% EDTA混合消化液,正好形成一浅层液面将细胞复盖,室温下(20~25℃)消化1~2min。

2.3.2.2 镜下见细胞稍收缩变圆,细胞间隙增宽后,立即翻转培养瓶,弃酶液。

可再用D-Hanks液轻洗1次或直接加入新鲜M199完全培养液后,用吸水管(滴管)将细胞轻轻吹打下来,按1∶2或1∶3的比例传代。

2.3.2.3 每隔2~3d换液1次,每次换掉2/3量,待细胞长至融合状态后,再次传代。

2.4 观察结果用酶消化进行的原代培养,从动脉内膜上消化收集下来的内皮细胞,30min后即开始贴壁,呈扁平短梭形或多角形分散生长;4~6h后大部分细胞已贴壁,并开始生长,分裂,24h 后形成数量不等的细胞群,约6~7d融合成片。

传代培养的EC,10min后贴壁,5~7d融合成单层。

2.5 内皮细胞的鉴定2.5.1 光镜检查在倒置相差显微镜下可观察到活细胞呈扁平的短梭形或多角形,大小均匀,胞核清晰,呈卵圆形。

有核的区域较无核的区域突出,细胞呈单层"鹅卵石样"或"铺路石样"镶嵌排列。

2.5.2 透射电镜检查经切片技术处理后可观察到具有特征性的细胞器(webel-palade,W-P小体),但兔及猪的EC无W-P小体。

2.5.3 第Ⅷ因子相关抗原免疫荧光检测EC用PBS冲洗干净,放入乙醇和丙酮(1∶1)溶液中固定10min,空气晾干,加入第Ⅷ因子相关抗原抗血清(兔抗人Ⅷ因子相关抗原抗血清),37℃孵育60min。

用PBS冲洗干净,晾干后加第一动物IgG荧光抗体(羊抗兔IgG荧光抗体),37℃孵育30min。

PBS冲洗干净,晾干,最后用缓冲甘油封片,在荧光显微镜下观察到EC的胞浆内呈显较强的黄绿色荧光,是鉴定体外培养EC最可靠的标志。

因第Ⅷ因子只存在于内皮细胞、巨核细胞和血小板中,其它细胞无第Ⅷ因子,但培养的猪主动脉内皮细胞也无此因子。

2.6 注意事项2.6.1 接种材料的制备血管取材的离体时间不宜过长,一般不超过6h,万一不能当时培养,则应放置4℃下保存(但不应超过24h),血管内、外表面的血迹必须充分洗净,以免残留的RBC及血液中某些因子影响EC的贴壁或生长。

2.6.2 酶消化液浓度的选择0.1%(Ⅰ型)胶原酶溶液,0.25%胰蛋白酶溶液,0.25%胰蛋白酶0.02% EDTA混合消化液,0.125%胰蛋白酶0.01% EDTA混合消化液(常用于传代),根据实验情况选定。

掌握好酶液的消化时间是内皮细胞存活的关键(原代培养)。

2.6.3 杂细胞的排除细胞传代时,加入酶消化液之后,置显微镜下观察,1~2min即可见大部分EC收缩变圆,而杂细胞(主要是成纤维细胞)仍然贴壁。

此时,立即加入M199完全培养液以终止酶的活性,然后弃去其液体,加新鲜M199完全培养液,轻轻将细胞吹打下来,传到另一培养瓶,如此经过2~3次,可得到较纯的EC。

其次有人使用含肝素的完全培养液(在液体中加入90U/ml的肝素)可使EC纯度提高。

2.6.4 EC的培养条件EC培养条件要求比较严格,培养液的pH温度,抗生素的种类和含量,血清质量和活性,ECGF的质量和含量,EC分离时所受到的创伤,孵育箱的培养条件,都对EC的生长有重要影响。

2.6.4.1 小牛或胎牛血清的质量对EC的生长影响很大,胎牛血清较小牛血清更好。

一般原代培养用20%,传代培养用10%血清,常用培养基为M199,pH 7.2为宜。

2.6.4.2 塑料培养瓶或皿较玻璃或皿更利于EC生长,培养瓶或皿铺上纤连蛋白,明胶或胶原,以利EC的贴壁生长,但应首选纤连蛋白,因它对蛋白和DNA的测定无显著影响。

2.6.4.3 EC的传代培养一般EC的传代比例是1∶2或1∶3。

如需要单次传代,扩大体外培养规模时,可以1∶20以上的比例进行传代,这样可在短期内获得大量的EC,进行冻存或实验工作,但单次传代,扩大体外培养规模,须在培养液中加入内皮细胞生长因子(endothelial cell growth factor,ECGF),只是该因子价格较昂贵。

EC经多次传代后其形态和生物学特性会有所改变,并且其生长期有限,不断衰退,故不宜作长期传代培养,一般生长期在20~30d左右,如实验需要可重复从原代建立培养。

体外培养EC用于评价抗动脉粥样硬化的药效学实验现介绍几种常用的实验方法1.保护血管内皮细胞(endothelial cells,EC)药的实验损伤学说认为,机械、化学、免疫、感染等引起EC损伤是动脉粥样硬化(atherosclerosis,AS)的起始因素,反复的EC损伤引起单核巨噬细胞、血小板粘附,可致AS斑块形成。

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