细胞毒性试验总结
细胞毒性检测方法总结!
细胞毒性检测方法总结！细胞毒性(cytotoxic)是由细胞或者化学物质引起的单纯的细胞杀伤事件，不依赖于凋亡或坏死的细胞死亡机理。
有时需要进行特定物质细胞毒性的检测，比如药物筛选。
细胞毒性检测主要是根据细胞膜通透性发生改变来进行的检测，常用以下几种方法：MTT、XTT法：利用线粒体内部酶的活性，可以将特定的四唑盐类进行转化，然后通过酶标仪进行检测一.LDH的方法：通过检测细胞培养上清中LDH的酶活性，来检测细胞毒性其它酶方法：如检测上清中碱性磷酸酶、酸性磷酸酶的活性等细胞增殖能力分析试剂原理：正常细胞代谢旺盛，其线粒体内的琥珀酸脱氢酶，可将四唑盐类物质（如MTT、XTT、WST-1等）还原为紫色的结晶状的物质，沉积在细胞周围，然后通过酶标仪读取OD值，从而检测到细胞增值状态优点：1）快速：96孔培养板形式，可进行高通量检测。
2）灵活：可直接通过显微镜观察，也可通过酶标仪进行定量检测。
二.荧光素发光法细胞生存能力检测原理：腺苷酸激酶（AK）存在于所有真核和原核细胞的胞浆中，AK具有激活ADP 生成ATP。
当细胞受损后，细胞膜发生破损，AK会释放到培养上清中。
该试剂盒利用荧光素酶和荧光素在ATP作用下可以发光，通过化学发光仪可以定量进行检测。
特点： 1）简单、快速。
2）板式检测，可进行高通量。
三.LDH法细胞毒性检测原理：LDH（乳酸脱氢酶）是一种稳定的蛋白质，存在于正常细胞的胞质中，一旦细胞膜受损，LDH即被释放到细胞外； LDH催化乳酸形成丙酮酸盐，和INT（四唑盐类）反应形成紫色的结晶物质，可通过500nm酶标仪进行检测。
通过检测细胞培养上清中LDH的活性，可判断细胞受损的程度特点：1）方法简单，安全，不使用放射性物质2）可进行高通量检测。
整理)MTS 细胞增殖及毒性试验
MTS 或者CCK8细胞删殖及毒性考查之阳早格格创做一、所需试剂1、CellTiter 96® AQueous One Solution Cell Proliferation Assay 试剂盒（-20℃躲光保存，4℃保存6周，黄色）（1）MTS：新一代四氮唑蓝盐化合物，即被活细胞线粒体中的多种脱氢酶还本成有色的甲瓒产品，其颜色深浅与某些敏感细胞株的活细胞数正在一定范畴内呈下度相闭.（2）PES：吩嗪硫酸乙酯，一种电子奇联剂，具备巩固的化教宁静性，那使它可与MTS混同产死宁静的溶液2、Cell Counting Kit-8（简称CCK-8）（保存条件共上，紫色）（1）WST-8：2-(2-甲氧基-4-硝基苯基)-3-(4-硝基苯基)-5-(2,4-两磺酸苯)-2H-四唑单钠盐（2）1-Methoxy PMS：1-甲氧基-5-甲基吩嗪鎓硫酸两甲酯3、药物或者毒素（药物IC50等用到）4、96孔板两、真验步调1、种板（96孔板）（个/孔），先配总管再加样（多算5孔的量去配总管，免得没有敷用）每种处理树立3个副孔（空黑组可1个），加进100μl培植基：（1）细胞删殖真验：树立NC组，处理组，空黑组，6天时间，仄衡每孔1000-2000个细胞（2）毒性或者药物或者搁疗IC50：树立梯度给药组（包罗没有给药组），空黑组，仄衡每孔5000-8000个细胞2、正在37°C，5% CO2的环境下培植（1）删殖：8h或者24h（细胞揭壁时间）,也可种板后直交测第一次，动做基准线，之后每隔24小时检测下一天的细胞量（MTS 每孔加20μl，CCK8加10μl）（2）毒性战药物：培植24h后加进药物培植48小时及以上3、删殖真验每天丈量一次，以100齐培植基：20MTS比率配造总管（CCK8以100:10）4、吸掉96孔板内待测孔内培植基，每孔加进120μl密释后的MTS试剂（CCK8加进110μl）4、正在37°C，5% CO2的环境下孵育1-4个小时（普遍选2h）5、采用波少，MTS选492nm，CCK8选450nm，读与吸光度值，记录截行，以时间为横坐标，每日吸光值/基准值为纵坐标画造细胞死少直线.三、注意事项1、CCK8本理WST-8正在电子载体1-Methoxy PMS的效率下被细胞中的脱氢酶还本为具备下度火溶性的黄色甲瓒产品（Formazan dye）.死成的甲瓒物的数量与活细胞的数量成正比2、所有历程没有成爆收气泡，免得对于测光爆收效率3、如果需要以去检测每孔加进25ul 10% SDS末行反应，躲光保存于室温的干盒中最多可保存18小时4、可正在待测孔四面加进PBS预防中围的待测孔液体挥收效率截行.（革新于2018.11）。
关于细胞污染的一些总结和心得
关于细胞污染的一些总结和心得概述凡混入细胞培养环境中对细胞生存有害的成分和造成细胞不纯的异物都应视为污染，细胞污染不能完全被消除，但能减少其发生的频率和后果的严重性。
细胞污染根据污染源主要可以分为物理性，化学性和生物性污染。
物理性污染的来源、危害及预防：物理性污染常常被人们所忽视或被笼统地归为化学性污染。
物理性污染通过影响细胞培养体系中的生化成分，从而影响细胞的代谢。
培养环境中的物理因素，如温度、放射线、振动、辐射(紫外线或荧光)会对细胞产生影响。
细胞、培养液或其它培养试剂暴露于放射线、辐射或过冷过热的温度中，可以引起细胞代谢发生改变，如细胞同步化、细胞生长受抑制甚至细胞死亡。
通过实验室的合理设计及建立规范的操作规程，可以减少环境中物理因素对细胞的影响。
孵箱应放在温度较恒定的环境中，周围不能放置能引起机械振动的设备，如离心机。
培养液及培养试剂应放在固定的位置，为避免光照试剂不能放在玻璃门的冰箱中，试剂周围不能放同位素。
培养液从冰箱中取出后应在室温中放置一段时间后再进行实验，以避免过冷的温度对细胞的影响。
化学性污染的来源、危害及预防培养环境中许多化学物质都可以引起细胞的污染。
化学物质并不总是抑制细胞的生长，某些化学物质如激素就可促进细胞的生长。
不同细胞对化学物质污染的反应是不一样的。
未纯化的物质、试剂、水、血清、生长辅助因子及储存试剂的容器都可能成为化学性污染的来源。
细胞培养的必需养分，如氨基酸，若浓度超过了合适的范围，也会对细胞产生毒性。
同样，不同细胞系其最佳培养条件下对血清和缓冲液的要求是不一样的，在培养中应严格控制。
玻璃制品清洗过程中残留的变性剂或肥皂(通常残留在瓶盖的内表面)是最常见的化学性污染。
水是唯一一种在凝固时膨胀的化合物。
因此在选择冻存细胞的容器时应考虑到这个因素。
容器因水的膨胀而发生破裂是引起试剂污染的重要原因。
为了避免金属离子、有机分子、细胞内毒素等物质对水的污染，在配制液体，清洗容器时必须使用不含杂质的超纯水。
浅析磷霉素与几种抗生素配伍等效价下的细胞毒性
浅析磷霉素与几种抗生素配伍等效价下的细胞毒性摘要目的：通过本研究确定等效价的磷霉素与等效价的左氧氟沙星、链霉素、青霉素分别配伍后，比较这三种混合溶液的细胞毒性。
方法：本研究是共分三组，其中每组都有三种含不同配伍的抗生素及一个对照组。
结果：三种浓度的配伍中，细胞毒性的值均为磷霉素+左氧氟沙星>磷霉素+青霉素>磷霉素+链霉素，同种配伍中，浓度越大的细胞毒性越大。
结论：磷霉素+链霉素的配伍方式细胞毒性最小，且增加浓度后细胞毒性差异也最小。
1 绪论1.1概述磷霉素是不同于任何其它抗菌药，是一个具有独特化学结构的品种。
磷霉素分子中含有一个环氧丙基，化学结构简单独特，磷霉素钠盐分子量为182.02，这就使其具有了不同于其他抗菌药的药动学特征，在组织、体液中分布广泛，组织浓度以肾为最高，其次为心、肺、肝等器官，在胎儿循环、胆汁、乳汁、骨髓及脓液中也有相当浓度，并可进入胸水、腹水、淋巴液、支气管分泌物和眼房水中，亦可透过血液—脑脊髓屏障，脑脊膜有炎症时脑脊液药物浓度可达血药浓度的50%以上，故可用于软组织感染如蜂窝组织炎和糖尿病足的感染及白内障术后的预防感染，还可以采用喷雾法治疗慢性窦性炎，不仅显示出疗效高，且可减轻患者的变态免疫反应。
因磷霉素具抗菌作用加上免疫调节记忆可减轻肾毒性等，故本品是器官移植术预防感染的理想抗菌药物。
1.2磷霉素临床用药研究的现状及存在的问题目前磷霉素与其它多种抗生素联用能有效的提高杀菌作用，减轻部分抗生素的副作用已得到了确切的认可，但是在研究药物副作用时，多是从药理学、药动学的角度去考虑，忽略了药物本身均有的细胞毒性（不论该细胞毒性是否在人体可接受范围内），药物在进入体内并保持一定浓度的效用下，势必会对直接接触的组织细胞产生影响，所以本研究从细胞毒性的角度入手，测出其细胞毒性，然后进行比较。
不过药物对人体的影响因素所涉及的学科和内容太过广泛，药物不良反应的发生与药物本身的副毒作用、理化特性、配伍变化、处方用量、体内代谢特点及个体差异等因素密切相关，在多年培养细胞的经验中也发现，不同标本来源的细胞也存在着较大的个体差异，如果能针对个体细胞进行细胞毒性的试验，可能会更好的预见个体对药物敏感性所造成的一些不良反应，药物在人体内的代谢过程是由一个个复杂的化学反应组成的，要想彻底弄清不同药物对不同个体的影响还是一个漫长的探索过程，需要我们不断的试验、总结、创新。
细胞毒性试验总结
（一）实验前应明确的问题1. 选择适当的细胞接种浓度.一般情况下,96孔培养板的一内贴壁细胞长满时约有105个细胞.但由于不同细胞贴壁后面积差异很大，因此，在进行MTT试验前，要进行预实验检测其贴壁率、倍增时间以及不同接种细胞数条件下的生长曲线，确定试验中每孔的接种细胞数和培养时间，以保证培养终止致细胞过满。
这样，才能保证MTT结晶形成酌量与细胞数呈的线性关系。
否则细胞数太多敏感性降低，太少观察不到差异。
2。
药物浓度的设定.一定要多看文献,参考别人的结果再定个比较大的范围先初筛。
根据自己初筛的结果缩小浓度和时间范围再细筛。
切记！否则，可能你用的时间和浓度根本不是药物的有效浓度和时间。
3. 时间点的设定。
在不同时间点的测定OD值，输入excel表，最后得到不同时间点的抑制率变化情况，画出变化的曲线，曲线什么时候变得平坦了（到了平台期）那个时间点应该就是最好的时间点（因为这个时候的细胞增殖抑制表现的最明显）.4. 培养时间.200ul的培养液对于10的4~5次方的增殖期细胞来说，很难维持68h，如果营养不够的话,细胞会由增殖期渐渐趋向G0期而趋于静止,影响结果,我们是在48h换液的。
5。
MTT法只能测定细胞相对数和相对活力,不能测定细胞绝对数。
做MTT时，尽量无菌操作，因为细菌也可以导致MTT比色OD值的升高。
6。
理论未必都是对的。
要根据自己的实际情况调整。
7。
实验时应设置调零孔，对照孔，加药孔。
调零孔加培养基、MTT、二甲基亚砜。
对照孔和加药孔都要加细胞、培养液、MTT、二甲基亚砜，不同的是对照孔加溶解药物的介质，而加药组加入不同浓度的药物。
8。
避免血清干扰。
用含15％胎牛血清培养液培养细胞时，高的血清物质会影响试验孔的光吸收值.由于试验本底增加，会试验敏感性。
因此，一般选小于10％胎牛血清的培养液进行。
在呈色后，尽量吸净培养孔内残余培养液.(二）实验步骤贴壁细胞：1. 收集对数期细胞，调整细胞悬液浓度,每孔加入100ul，铺板使待测细胞调密度至1000—10000孔,（边缘孔用无菌PBS填充）。
细胞增殖与毒性检测实验方法及经验总结
细胞增殖与毒性检测实验方法及经验总结实验原理：Cell Counting Kit-8（简称CCK-8）试剂可用于简便而准确的细胞增殖和毒性分析。
其基本原理为：该试剂中含有WST-8【化学名：2-(2-甲氧基-4-硝基苯基)-3-(4-硝基苯基)-5-(2,4-二磺酸苯)-2H-四唑单钠盐】，它在电子载体1-甲氧基-5-甲基吩嗪鎓硫酸二甲酯（1-Methoxy PMS）的作用下被细胞中的脱氢酶还原为具有高度水溶性的黄色甲瓒产物（Formazan dye）。
生成的甲瓒物的数量与活细胞的数量成正比。
因此可利用这一特性直接进行细胞增殖和毒性分析。
一、用途：药物筛选、细胞增殖测定、细胞毒性测定、肿瘤药敏试验等。
二、优点：1.使用方便，省去了洗涤细胞，不需要放射性同位素和有机溶剂；K-8法能快速检测；K-8法的检测灵敏度很高，甚至可以测定较低细胞密度；K-8法的重复性优于MTT 法，MTT 实验生成的formazan 不是水溶性的，需要使用DMSO 等有机溶剂溶解；5.而本方法产生的formazan 是水溶性的，不仅省去了溶解步骤，更因此而减少了该操作步骤带来的误差；K-8法对细胞毒性小，可以多次测定选取最佳测定时间，与MTT 方法相比线性范围更宽，灵敏度更高；K-8细胞活性检测试剂中为1瓶溶液，毋需预制，即开即用。
三、所需设备及仪器：1. 10ul，100-200ul及多通道移液器2. 酶标仪（带有450nm滤光片）3. 96孔培养板4. 二氧化碳培养箱四、方法及步骤：实验一：细胞增殖分析1、制备细胞悬液：细胞计数。
2、接种到96孔板中：根据合适的铺板细胞数（约1-2×104），每孔约100ul细胞悬液，同样的样本可做4-6个重复。
3、37℃培养箱中培养：细胞接种后贴壁大约需要培养4小时，如果不需要贴壁，这步可以省去。
4、加入10ul CCK8：由于每孔加入CCK8量比较少，有可能因试剂沾在孔壁上而带来误差，建议将枪头浸入培养液中加入且在加完试剂后轻轻敲击培养板以帮助混匀。
医疗器械生物学评价体外细胞毒性试验
【分享】医疗器械生物学评价-体外细胞毒性试验什么是体外细胞毒性试验？体外细胞毒性试验是一种在离体状态下模拟生物体生长环境，检测医疗器械及生物材料接触机体组织后所发生的细胞溶解、抑制细胞生长和其他毒性作用的体外试验。
体外细胞毒性试验是医疗器械生物学评价体系中最重要的检测指标之一，几乎也是医疗器械及生物材料临床应用前的必选项目。
哪些产品需要进行体外细胞毒性试验？与人体接触或植入体内的医疗器械都需要进行细胞毒性试验。
与人体接触的部位包括：1）表面：皮肤，粘膜，损伤表面。
2）外部接入：组织/骨/牙，循环血液。
3）体内植入：组织/骨，血液。
体外细胞毒性试验的目的和意义目的：评级医疗器械和生物材料致细胞毒性反应的潜在性，并预测最终生物体应用时的组织细胞反应。
通过体外细胞培养技术，可检测供试品接触细胞后细胞发生生长抑制、功能改变、细胞溶解、死亡或其他毒性反应。
意义：可在短时间内较经济、简便地筛选出批量供试品的细胞毒性，它为动物试验的进行与否提供了先决条件，对新型医疗器械及生物材料的研制和应用提供了重要保证。
体外细胞毒性试验依据的相关标准o ISO 10993-5:2009 Biological Evaluation of MedicalDevices -- Part 5: Tests for in vitro Cytotoxicityo GB/T16886.5-2007医疗器械生物学评价第5部分：体外细胞毒性试验，GB/T16886是由ISO 10993转化过来的标准o GB/T 16175-2008 医用有机硅材料生物学评价试验方法o GB/T 14233.2-2005 医用输液、输血、注射器具检验方法第2部分：生物试验方法o YY/T0127.9-2009口腔医疗器械生物学评价第2单元试验方法细胞毒性试验：琼脂扩散法及滤膜扩散法细胞系和培养基的选择优先采用已建立的细胞系并从认可的贮源获取。
试验只能使用无支原体污染细胞，使用前应该检测原代培养细胞是否存在支原体。
抗癌药物细胞实验报告
一、实验背景癌症作为一种严重威胁人类健康的疾病，其治疗一直是医学界的研究重点。
近年来，随着分子生物学、细胞生物学等领域的不断发展，越来越多的新型抗癌药物被研发出来。
为了评估这些新型抗癌药物的疗效和安全性，细胞实验成为了一种重要的研究手段。
本实验旨在通过细胞实验研究某新型抗癌药物的活性及其对肿瘤细胞的影响。
二、实验材料与方法1. 实验材料（1）细胞：人肺癌细胞A549、人正常肺上皮细胞HepG2（2）抗癌药物：某新型抗癌药物（以下简称药物A）（3）试剂：细胞培养试剂、细胞毒性检测试剂盒、流式细胞仪等2. 实验方法（1）细胞培养：将人肺癌细胞A549和人正常肺上皮细胞HepG2分别接种于96孔板中，置于细胞培养箱中培养。
（2）药物处理：将A549细胞分为对照组、低剂量组、中剂量组和高剂量组。
对照组加入等体积的溶剂，低、中、高剂量组分别加入不同浓度的药物A。
（3）细胞毒性检测：在药物处理24小时后，采用细胞毒性检测试剂盒检测细胞活力。
（4）细胞凋亡检测：采用流式细胞仪检测细胞凋亡率。
（5）数据统计分析：采用SPSS软件对实验数据进行统计分析，比较各组间的差异。
三、实验结果1. 细胞毒性检测结果显示，随着药物A浓度的增加，A549细胞的细胞活力逐渐降低，而HepG2细胞的细胞活力基本保持不变。
这说明药物A对A549细胞具有显著的细胞毒性，而对正常细胞影响较小。
2. 细胞凋亡检测结果显示，随着药物A浓度的增加，A549细胞的凋亡率逐渐升高，而HepG2细胞的凋亡率基本保持不变。
这说明药物A对A549细胞具有显著的诱导凋亡作用。
四、实验讨论1. 药物A对A549细胞的细胞毒性作用实验结果显示，药物A对A549细胞具有显著的细胞毒性作用，这可能与其抑制肿瘤细胞增殖、诱导肿瘤细胞凋亡等作用有关。
此外，药物A对正常细胞影响较小，表明其具有较好的安全性。
2. 药物A对A549细胞的诱导凋亡作用实验结果显示，药物A对A549细胞具有显著的诱导凋亡作用，这可能是其治疗肿瘤的重要机制之一。
细胞毒性试验mtt方法-中英文
用0.25%胰蛋白酶消化单层培养的细胞（293T细胞、MDCK细胞、Vero 细胞、CEF细胞），用DMEM培养基或MEM培养基（10%胎牛血清，1%双抗）制成单细胞悬液，以每孔104个细胞接种于96孔板，每孔加入200ul培养基。
将培养板放到CO2培养箱中，在37℃、5%CO2条件下培养24h，在细胞板孔内分别加入polyMAG/DNA复合物（0.5ul/0.25ug, 0.25ul/0.25ug, 0.25ul/0.5ug），Lipofectamine 2000/DNA复合物（0.5ul+0.2ug），质粒DNA（0.5ug），每个处理设三个复孔。
继续培养24h后，每孔加入20ul的MTT(5mg/ml)，37℃培养4h，终止培养，吸去孔内上清液；每孔加入150ul DMSO，摇床上振荡10min，使结晶物充分溶解。
在酶标仪上测定490nm各孔光吸收值，以不加细胞只加培养液的空白对照孔调零（其他实验步骤一致），以未经处理的空白细胞作为对照（三个复孔）。
根据公式计算细胞存活率，细胞存活率(%)=[OD490(样品)/OD490（对照)]x100。
The toxicity of nanoparticles was evaluated by MTT (3-(4,5-dimethylthiazolyl-2)-2,5-diphenyltetrazolium bromide) test. PK15 cells were planked in a 96 well plate with a concentration of 104 cells/well and cultured in 37℃5%CO2for 24 h. Then PK15 cells were treated with nanoparticlesat different concentrations(1:1, 1:2, 1:4), PEI, superfectand lipofectamine especially.PK15 cells untreated were used as control. After incubationfor 6 h,the medium was removed. PK15 cells were cultured in 37℃5%CO2 for 24 h, and were cultured for another 4 h inMTT(0.5%)containing DMEM, then the medium was carefully removed. 150ul/well dimethyl sulfoxide was added and oscillated gentlyto make crystal dissolved. The absorbance at 490 nm was measuredusing a microplate reader. The cell viability was expressed asa percentage of OD490(sample)/OD490(control).。
最新毒理学实验报告
最新毒理学实验报告实验目的：本实验旨在评估新型化合物X的潜在毒性，通过一系列体内和体外实验，确定其对哺乳动物细胞的影响，并为其安全性评估提供科学依据。
实验方法：1. 体外细胞毒性测试：- 使用人类肝癌细胞株HepG2和非洲绿猴肾细胞株Vero进行体外细胞毒性测试。
- 将细胞分为不同浓度的化合物X处理组和对照组。
- 通过MTT法测定细胞存活率，评估化合物X的半数致死浓度（LC50）。
2. 体内急性毒性测试：- 选择SPF级小鼠进行实验，分为高、中、低剂量组和对照组。
- 通过灌胃给药，观察7天内的动物生存率、体重变化和行为反应。
- 在实验结束后，对小鼠进行解剖，观察主要器官的宏观病理变化。
3. 遗传毒性测试：- 采用Ames试验评估化合物X对沙门氏菌的致突变性。
- 进行染色体畸变试验和骨髓微核试验，评估其对哺乳动物细胞染色体的影响。
实验结果：1. 体外细胞毒性测试显示，化合物X对HepG2细胞的LC50大于1000μg/mL，对Vero细胞的LC50大于800μg/mL，表明其在测试浓度范围内对这两种细胞株的毒性较低。
2. 体内急性毒性测试中，小鼠在给药后7天内未观察到明显毒性反应，生存率100%。
解剖结果显示，各剂量组小鼠的主要器官未见明显病理变化。
3. 遗传毒性测试中，Ames试验结果为阴性，表明化合物X不具备致突变性。
染色体畸变试验和骨髓微核试验也未发现显著的遗传毒性效应。
结论：根据本次实验结果，化合物X在测试的剂量范围内显示出较低的细胞毒性和遗传毒性。
然而，为了全面评估其安全性，建议进行更长期的慢性毒性和致癌性研究。
此外，应考虑进行生态毒性评估，以了解其对环境生物的潜在影响。
药物毒性评价中的细胞毒性试验技术研究
药物毒性评价中的细胞毒性试验技术研究随着医药技术和药物研发的不断进步，药物毒性评价也变得越来越重要。
药物毒性评价是指确定药物是否会对人体产生不良作用的一项重要的评价工作。
其中细胞毒性试验技术是目前应用比较广泛的一种方法，本文将对其进行深入探讨。
Ⅰ. 细胞毒性试验技术简介细胞毒性试验技术是指以细胞为模型，通过赋予细胞某种物质刺激，观察细胞的形态、数量、代谢功能等方面的变化，以此来判断药物对细胞的毒性。
在药物毒性评价中，细胞毒性试验技术不仅可以对化学物质进行测试，并且也可以被用来检测各种药物，如抗癌药、抗生素、反病毒药和抗炎药等。
当前，人们较多采用细胞存活率作为细胞毒性的指标，常用的存活率检测方法有MTT法、CCK-8法、XTT法等。
这些方法的基本原理都是通过细胞内某些代谢酶的活性降低来获得细胞存活率信息。
细胞毒性试验技术具有快速、经济、可靠等特点，且能在药物研发早期进行并提供关键信息，使得其成为药物毒性评价中重要的手段之一。
Ⅱ. 细胞毒性试验技术的缺陷细胞毒性试验技术虽然在药物毒性评价中应用广泛，但也存在一定的缺陷。
首先，细胞毒性试验技术存在一些局限性。
细胞毒性试验技术在研究药物毒性时需要细胞样品，对于人体器官的毒性试验，只能通过小鼠或其他动物的细胞替代，在评价药物对人体的影响时，其数据参考价值受到一定的限制。
其次，细胞毒性试验技术也存在一定的误差。
细胞毒性试验技术评价结果可能会受到多种因素的影响，如细胞生长环境、样品浓度等，这些因素可能导致实验结果与药物的实际毒性存在差异。
最后，还需要注意细胞毒性试验技术中可能存在的静态度和单一性问题，即我们的测试条件很难完全模拟人体内分子的互动和动力学，如果我们只用细胞毒性试验技术来进行评价可能会给我们数据的精确度带来一定的误差。
Ⅲ. 细胞毒性试验技术的最新研究进展为了解决上述问题，近年来，学者们对细胞毒性试验技术进行了持续的研究和改进，如采用多维度生物信息分析技术，综合获取大小、形态、荧光、蛋白表达和单细胞遗传信息等来研究细胞毒性。
生物制药技术中的细胞毒性与安全性评价方法
生物制药技术中的细胞毒性与安全性评价方法随着生物制药技术的不断发展，越来越多的生物制药产品被开发出来并用于临床治疗。
然而，任何一种药物都有潜在的细胞毒性风险，在药物研发、生产和使用过程中，细胞毒性和安全性评价显得至关重要。
本文将介绍生物制药技术中常用的细胞毒性和安全性评价方法。
细胞毒性是指药物对活体细胞产生的不可逆转的毒性效应。
它是药物研发过程中评价其药效和安全性的重要指标之一。
常用的细胞毒性评价方法包括MTT法、细胞计数法、细胞凋亡检测、细胞膜通透性测定等。
MTT法是一种常规使用的细胞毒性评价方法，通过检测细胞代谢活性来评估药物对细胞的影响。
该方法利用四氧化三铁（MTT）将活细胞中的NADPH（辅酶Ⅱ）还原为精神反应活性的形式，形成紫色的细胞代谢产物。
通过测量产生的紫色产物的吸光度，可以评估药物的细胞毒性。
细胞计数法是另一种常用的细胞毒性评价方法。
该方法通过计数细胞数量来评估药物对细胞生长的影响。
细胞数的变化可以反映药物对细胞增殖的抑制程度。
通过显微镜观察或自动细胞计数仪，可以得到不同处理组的细胞数量，并与对照组进行比较，进而评估药物的细胞毒性。
细胞凋亡检测是评价细胞毒性的重要方法之一。
细胞凋亡是一种自我调节的程序性细胞死亡，与发育、免疫和疾病等生理过程密切相关。
通过检测细胞凋亡相关蛋白的表达水平，如细胞凋亡相关基因Bax和Bcl-2的比值，可以判断药物是否对细胞凋亡产生影响。
细胞凋亡的检测方法有流式细胞术、DNA laddering等。
细胞膜通透性测定方法是评价药物对细胞的毒性影响的重要手段之一。
药物的毒性与其对细胞膜的破坏程度密切相关。
通过检测细胞膜的完整性和透过性，可以评估药物对细胞膜的影响。
其中，细胞膜完整性的测定方法有细胞内酶释放法、细胞膜电导率测定等；细胞膜透过性的测定方法有荧光探针法、荧光光谱法等。
除了细胞毒性评价，对药物的安全性评价也是至关重要的。
安全性评价旨在评估药物对人体的毒副作用，并确定其在给定剂量下的安全使用限度。
用于药物筛选的细胞毒性测定方法总结
用于药物筛选的细胞毒性测定方法总结简介药物筛选是新药研发过程中的重要环节之一。
细胞毒性测定方法是评估药物候选的安全性和毒性的常用手段。
本文档总结了常见的用于药物筛选的细胞毒性测定方法，并对其原理和应用进行了简要介绍。
细胞毒性测定方法1. MTT法MTT（3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide）法是一种常用的细胞毒性测定方法。
该方法通过测定细胞内还原MTT为紫色形成的甲基蓝晶体的量来评估细胞的生存率。
MTT法简便、快速，适用于评估化学物质对细胞的毒性。
2. SRB法SRB（sulforhodamine B）法也是一种常见的细胞毒性测定方法。
该方法利用SRB染色与细胞蛋白质结合来评估细胞的生存率。
SRB 法具有操作简便、结果稳定的特点，广泛应用于药物筛选领域。
3. LDH法LDH（lactate dehydrogenase）法是衡量细胞膜完整性的常用方法之一。
该方法通过测定培养上清液中乳酸脱氢酶的活性来评估细胞膜的破坏程度。
LDH法对细胞毒性的灵敏度高，适用于评估药物的细胞毒性。
4. ATP酶法ATP酶法是通过测定细胞内ATP酶的活性来评估细胞的生存能力的方法。
该方法适用于高通量筛选，可以同时评估大量化合物对细胞的毒性。
ATP酶法操作简单、快速，是药物筛选中常用的细胞毒性测定方法之一。
结论细胞毒性测定方法在药物筛选中扮演着重要的角色。
本文总结了常见的MTT法、SRB法、LDH法和ATP酶法，这些方法具有操作简便、结果可靠的特点，适用于评估药物候选的细胞毒性。
根据具体需求和实验条件选择合适的细胞毒性测定方法，将有助于提高药物筛选的效率和准确性。
生物学评价之细胞毒性试验
生物学评价之细胞毒性试验1范围细胞毒性试验是利用细胞体外培养方法来评价医疗器械或其浸提液可滤出成分中急性细胞毒性的潜在性。
2 试验项目选择（推荐）根据GB/T16886.5-1997标准中有关细胞毒性试验的要求，现推荐下面任何一种细胞毒性试验方法评价医疗器械的细胞毒性，即琼脂覆盖法，分子滤过法，生长抑制法。
3 试验条件（1）细胞株可以使用已建立的细胞株，目前我国使用较多的是L-929（小鼠结缔组织成纤维细胞）和V-79（中国地鼠肺成纤维细胞）。
（2）培养基培养基及其血清浓度的含量应能适合所选择细胞株的生长，满足细胞生长的需要。
培养基内含抗生素的量应不引起细胞毒性，以免影响材料的评价，含血清和谷氨酰胺的培养基在2~8℃贮存不能超过一周，只含谷氨酰胺不含血清的培养基在2~8℃贮存不能超过一个月，培养基的pH值在7.2~7.4之间，所有培养用液都应是无菌的。
（3）样品的制备•试验样品的制备。
试验样品应选择材料本身或其浸提液进行。
试验材料应用最终产品。
制备材料浸提液的条件往往是夸大临床应用的条件来评价样品潜在的细胞毒性，但不能引起样品严重的变化（如溶解或其化学结构改变），浸提液应在制备后的24h内使用；固体材料应至少有一个平面使其利于在细胞层或琼脂层相接触，各种试验样品在试验时均应经无菌处理。
•阴性对照。
应是已知无细胞毒性的物质。
对于合成高分子材料，高密度聚乙烯较为适宜，牙科材料则可用氧化铝陶瓷作为阴性对照。
•阳性对照。
是已知的有一定细胞毒性的物质。
推荐含锡的聚氯乙烯作为固体材料或浸提液的阳性对照。
稀释苯酚亦可作为浸提液的阳性对照。
4 试验方法1)琼脂覆盖法•目的：本试验是为了评价医疗器械科浸提成分的急性细胞毒性。
•范围：本试验方法适用于固体（粉末，纤维状，金属），液体等试验材料。
•试验样品的制备。
试验样品：将试验样品制成100mm2的圆形，要求边缘光滑整齐。
液体材料用0.1mL的样品吸收在同面积的无菌滤纸片或纤维素上。
细胞毒性检测的技术及应用
细胞毒性检测的技术及应用细胞毒性是指一种物质能够损害或破坏生物细胞的能力，是评估化学物质的安全性和药物的毒性的重要指标。
细胞毒性检测技术应运而生。
本文将介绍目前已经广泛应用的细胞毒性检测技术及其在药物研发、食品安全和环境保护领域中的应用。
一、细胞毒性检测技术的分类常用的细胞毒性检测技术可以分为虫草芽孢杆菌毒素（cyt assay）法、MTT法和XF96细胞代谢检测仪法。
1. cyt assay法cyt assay法依赖于对显微镜视野中的小细胞数进行手动计数的方法。
基本检测步骤包括向培养细胞中添加药物，固定样品并用染料（如crystal violet）进行染色，该染料与细胞蛋白质相互作用（有时还用荧光染料）。
然后显微镜下直接对药物处理组与对照组中的细胞进行计数。
这种技术繁琐且容易受到实验人员个体因素的影响，故已逐渐被其他技术所替代。
2. MTT法MTT法利用内体脱氢酶类似物质可还原MTT（3-（4，5-二甲氧基苯基）-2-（4-硝基苯）-2-溴化六唑）为蓝色沉淀物的特性。
药物作用后，细胞内的线粒体还原MTT，产生蓝色的产物。
检测过程中，用溶液处理细胞，释放MTT。
然后通过洗涤、溶解和吸光法来测定细胞内还原甲基丁唑蓝。
3. XF96细胞代谢检测仪由Seahorse Bioscience公司推出的XF96细胞代谢检测仪对药物进行评估的关键是监测氧化磷酸化。
XF96检测仪结合了酸性质子泵抑制剂（如Rotenone、Oligomycin、FCCP）具有不同潜能的药物，以测定线粒体代谢能力的活性。
药物作用后，红细胞内ATP含量的变化和呼吸速率被自动测量。
该检测方法简单精准，但仍然很少被广泛应用。
二、细胞毒性检测技术的应用细胞毒性检测技术在药物研发、食品安全和环境保护领域有着广泛的应用。
下面就分别来介绍一下。
1.药物研发在药物研发领域中，细胞毒性检测技术可以用于筛选潜在的药物分子并评估其剂量依赖性。
药物研发人员可以使用不同的细胞类型来执行细胞毒性检测，以模拟人体组织器官的毒性反应。
药物毒性评估方法研究及其应用
药物毒性评估方法研究及其应用药物毒性评估是现代药物研究不可或缺的一部分，它可以帮助研究人员确定药物在人体内的毒性水平，以此来指导临床应用。
然而，如何准确地评价药物毒性却一直是药物研究中的难点。
本文将就药物毒性评估方法的研究和应用做一探讨。
一、细胞毒性评价法在药物毒性评估的方法中，细胞毒性评价法是最受欢迎的一种。
它主要通过对药物对细胞的影响进行研究，来确定药物在人体内可能产生的毒性作用。
细胞毒性评价法可以根据研究的细胞类型来分为不同的评价方法，如细胞存活率法、细胞凋亡率法、细胞周期分析法、细胞形态学变化法等。
例子：新型抗癌药物生物活性评价生物活性评价是新药物开发的必备环节，决定了药物的研发进程以及后续研究方向。
抗肿瘤药的生物活性评价是其中的一个重要方面。
开发出具有相对较强作用的具有细胞毒性的新型药物是当今研究领域的重点，但是想要评价药物细胞毒性，必须要通过有效的测试方法才能取得合理的结果。
因此，研究人员可以使用大规模的高通量筛查技术来评估化合物的毒性，针对性地筛选出最适合用于治疗癌症的化合物。
同时，研究人员可以应用三维组织模型来测试化合物的毒性，从而得出更加准确的结果。
二、动物毒性评价法在药物研究中，动物毒性评价是另一个被广泛采用的方法。
动物毒性测试主要通过给动物注射药物或将药物针对某个器官进行染色，来考察药物对机体的毒性和影响。
但是动物毒性测试受到很多限制，如动物本身与人体有很大不同、动物测试时间长等。
因此，在进行药物毒性评价时，有必要将动物数据与细胞数据、体外数据相结合，以获得更有价值的数据。
例子：抗抑郁药物动物毒性测试抗抑郁药物具有很高的应用价值，同时也伴随着潜在的毒性风险。
因此，针对抗抑郁药物进行动物毒性测试非常必要。
在实验中，研究人员对小鼠进行抗抑郁药物动物毒性测试，发现药物在一定剂量下可以显著改善小鼠的情绪，但是在超过某一剂量时，会对小鼠产生显著的毒性作用。
因此，研究人员需要进行全面的安全性评估，以确定药物最佳的剂量应用范围。
细胞毒性测试与药物毒性评价
细胞毒性测试与药物毒性评价药物研发是一个较为复杂和耗时的过程，其中药物毒性评价是不可或缺的环节。
药物毒性评价旨在评估某种药物对生物体的危害程度，确定药物的安全性和有效性，为药物注册和上市提供重要的依据。
而细胞毒性测试则是毒性评价中不可或缺的一环，本文将就细胞毒性测试和药物毒性评价进行探讨。
一、细胞毒性测试的概念和原理细胞毒性测试是一种原位代替动物试验的技术，可以在体外进行，能够评估化合物对细胞的危害程度，通过测定化合物对细胞形态、生长、代谢和生物学效应的影响来判断其毒性程度。
该方法不仅具有较高的可靠性和重现性，而且更加便捷快速。
目前已有多种细胞毒性测试方法被广泛应用，如细胞形态、细胞增殖、细胞色素释放、细胞凋亡等方法。
细胞毒性测试评估药物毒性是基于药物对细胞的影响，同时考虑药物的化学成分和生物学特性。
当药物通过管路进入细胞后，会对细胞的正常生理代谢过程产生一定的抑制作用，导致生物学效应发生改变，这种变化会被细胞毒性测试方法捕捉到，从而评估化合物的毒性程度。
二、细胞毒性测试的应用价值细胞毒性测试是一种快速、高效、准确的药物毒性评价方法。
这种测试方法可用于初步筛选毒性药物，评估药物对生物体的安全性，指导药物研发的方向，并在临床前期对药物的毒性进行评估。
同时可以保障大多数药物的有效性，这也是药物注册和上市的必要条件之一。
近年来，随着生物技术和分子生物学的发展，细胞毒性测试方法不断完善和发展，并且有望成为临床前药物评估的首选方法。
三、药物毒性评价方法药物毒性评价所采用的方法，是依据药物分子的物理化学性质和药效学特性，对药物对生物体的一系列反应进行评估。
经过技术的整合和综合评估之后，就得出药物对生物体的毒性程度。
药物毒性评价方法主要包括以下几种：（一）动物实验法：动物实验法是药物毒性评价中最常用的方法。
该方法可用于对药物进行全身毒性、局部毒性、慢性毒性等多方面的评价。
但该方法需耗费大量时间和资源，并具有伦理上的问题。
细胞实验工作总结
细胞实验工作总结
细胞实验是生物学研究中不可或缺的一部分，通过对细胞的培养、处理和观察，可以揭示细胞的生理和病理过程，为疾病的治疗和预防提供重要的科学依据。
在过去的一段时间里，我们进行了一系列细胞实验工作，取得了一些重要的成果。
在这篇文章中，我将对这些工作进行总结和回顾。
首先，我们在实验室中成功培养了多种类型的细胞，包括肿瘤细胞、干细胞和
正常细胞等。
通过对这些细胞的培养和观察，我们发现不同类型的细胞在形态、增殖和分化方面存在着明显的差异，这为我们研究细胞生物学提供了重要的样本。
其次，我们进行了一系列的细胞处理实验，包括药物处理、基因编辑和光遗传
学等。
通过这些实验，我们发现一些新的药物对肿瘤细胞具有显著的抑制作用，这为新药物的研发提供了重要的线索；同时，我们还成功地进行了基因编辑实验，将外源基因导入到细胞中，为基因治疗提供了重要的实验基础。
最后，我们对细胞的功能和代谢进行了详细的观察和分析。
通过荧光显微镜和
流式细胞术的技术手段，我们成功地观察到了细胞内部的各种亚细胞结构和代谢产物，这为我们研究细胞生理和病理过程提供了重要的数据支持。
总的来说，我们在细胞实验工作中取得了一些重要的成果，这些成果为我们深
入了解细胞的生物学功能和疾病机制提供了重要的实验依据。
我们相信，在未来的工作中，我们将继续深入开展细胞实验工作，为生物医学研究做出更大的贡献。
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（一）实验前应明确的问题1. 选择适当的细胞接种浓度.一般情况下,96孔培养板的一内贴壁细胞长满时约有105个细胞.但由于不同细胞贴壁后面积差异很大，因此，在进行MTT试验前，要进行预实验检测其贴壁率、倍增时间以及不同接种细胞数条件下的生长曲线，确定试验中每孔的接种细胞数和培养时间，以保证培养终止致细胞过满。
这样，才能保证MTT结晶形成酌量与细胞数呈的线性关系。
否则细胞数太多敏感性降低，太少观察不到差异。
2。
药物浓度的设定.一定要多看文献,参考别人的结果再定个比较大的范围先初筛。
根据自己初筛的结果缩小浓度和时间范围再细筛。
切记！否则，可能你用的时间和浓度根本不是药物的有效浓度和时间。
3. 时间点的设定。
在不同时间点的测定OD值，输入excel表，最后得到不同时间点的抑制率变化情况，画出变化的曲线，曲线什么时候变得平坦了（到了平台期）那个时间点应该就是最好的时间点（因为这个时候的细胞增殖抑制表现的最明显）.4. 培养时间.200ul的培养液对于10的4~5次方的增殖期细胞来说，很难维持68h，如果营养不够的话,细胞会由增殖期渐渐趋向G0期而趋于静止,影响结果,我们是在48h换液的。
5。
MTT法只能测定细胞相对数和相对活力,不能测定细胞绝对数。
做MTT时，尽量无菌操作，因为细菌也可以导致MTT比色OD值的升高。
6。
理论未必都是对的。
要根据自己的实际情况调整。
7。
实验时应设置调零孔，对照孔，加药孔。
调零孔加培养基、MTT、二甲基亚砜。
对照孔和加药孔都要加细胞、培养液、MTT、二甲基亚砜，不同的是对照孔加溶解药物的介质，而加药组加入不同浓度的药物。
8。
避免血清干扰。
用含15％胎牛血清培养液培养细胞时，高的血清物质会影响试验孔的光吸收值.由于试验本底增加，会试验敏感性。
因此，一般选小于10％胎牛血清的培养液进行。
在呈色后，尽量吸净培养孔内残余培养液.(二）实验步骤贴壁细胞：1. 收集对数期细胞，调整细胞悬液浓度,每孔加入100ul，铺板使待测细胞调密度至1000—10000孔,（边缘孔用无菌PBS填充）。
2. 5%CO2，37℃孵育，至细胞单层铺满孔底(96孔平底板),加入浓度梯度的药物,原则上，细胞贴壁后即可加药，或两小时，或半天时间，但我们常在前一天下午铺板，次日上午加药。
一般5-7个梯度，每孔100ul，设3-5个复孔。
建议设5个,否则难以反应真实情况。
3。
5%CO2，37℃孵育16—48小时，倒置显微镜下观察.4。
每孔加入20ulMTT溶液（5mg/ml，即0.5％MTT）,继续培养4h。
若药物与MTT能够反应，可先离心后弃去培养液，小心用PBS冲2—3遍后，再加入含MTT的培养液。
5. 终止培养,小心吸去孔内培养液。
6。
每孔加入150ul二甲基亚砜,置摇床上低速振荡10min，使结晶物充分溶解。
在酶联免疫检测仪OD490nm处测量各孔的吸光值。
7。
同时设置调零孔（培养基、MTT、二甲基亚砜），对照孔（细胞、相同浓度的药物溶解介质、培养液、MTT、二甲基亚砜）悬浮细胞：1)收集对数期细胞，调节细胞悬液浓度1×106/ml，按次序将①补足的1640（无血清）培养基40ul ;②加Actinomycin D（有毒性）10ul用培养液稀释lug/ml，需预试寻找最佳稀释度，1：10—1:20）；③需检测物10ul；④细胞悬液50ul（即5×104cell/孔），共100ul 加入到96孔板（边缘孔用无菌水填充)。
每板设对照（加100ul（储存液100 1640）。
2)置37℃，5％CO2孵育16—48小时，倒置显微镜下观察。
3）每孔加入10 ul MTT溶液(5 mg/ml，即0。
5％MTT），继续培养4 h。
(悬浮细胞推荐使用WST—1,培养4 h后可跳过步骤4)，直接酶联免疫检测仪OD570nm（630nm校准）测量各孔的吸光值)4）离心(1000转x10min），小心吸掉上清,每孔加入100 ul二甲基亚砜，置摇床上低速振荡10 min，使结晶物充分溶解.在酶联免疫检测仪OD570nm（630nm校准）测量各孔的吸光值。
5)同时设置调零孔（培养基、MTT、二甲基亚砜)，对照孔（细胞、相同浓度的药物溶解介质、培养液、MTT、二甲基亚砜)，每组设定3复孔。
（三）MTT的配制MTT一般最好现用现配，过滤后4℃避光保存两周内有效，或配制成5mg/ml保存在-20度长期保存，避免反复冻融，最好小剂量分装，用避光袋或是黑纸、锡箔纸包住避光以免分解.我一般都把MTT粉分装在EP管里，用的时候现配，直接往培养板中加,没必要一下子配那么多,尤其当MTT变为灰绿色时就绝对不能再用了。
MTT有致癌性，用的时候小心，有条件最好带那种透明的簿膜手套.配成的MTT需要无菌，MTT对菌很敏感；往96孔板加时不避光也没有关系，毕竟时间较短，或者你不放心的时候可以把操作台上的照明灯关掉。
配制MTT时用用PBS溶解，也有人用生理盐水配,60℃水浴助溶。
PBS配方：Nacl 8g,Kcl 0。
2g，Na2HPO4 1.44g，KH2PO4 0.24g，调ph 7.4,定容1L。
（四）关于细胞的接种（铺板）细胞过了30代以后就不要用了，因为状态不好了；培养板要用好的（最好进口板)，不好的板或重复利用的板只可做预实验。
接种时最好按照预实验摸索出的密度接种，因为细胞密度在10000/ml左右时，所测得的OD值的区间即细胞抑制率(或者增值率)的所呈现的线性关系最好，结果最可信。
如果铺的太稀细胞的杀伤不会很明显，太密细胞可能都会凋亡，因为细胞长的太快营养会不够，最后导致死亡。
且而细胞过密或者过少，增殖都会过快或者过慢，其增值率线性关系不佳.故而MTT细胞密度多采用10000/ml，100ul/孔.细胞密度要根据不同细胞的特点来定。
如果你做的药品对细胞具有刺激作用那么取小点的细胞浓度，如果你做的药品对细胞具有抑制作用那么取大点的细胞浓度，这样与对照的区别更明显，数据更好.悬浮细胞每孔的细胞数可达到105，贴壁细胞可为103-104.(五）加入MTT个人认为MTT最关键的是你的细胞数目和你加入真正起作用的的MTT的适当比例，具体细胞数目和真正起作用的的MTT之间的关系确实不好确定，我认为MTT多加一些比少加好一些MTT的量各家报道不同，一般是过量的，所以10ul即够了.如果不使用96孔板,培养基超过100ul,MTT按照10%的比例加入.加入MTT以后振荡一下让MTT与培养基混匀，不过这个应该关系不大。
如加入MTT后都有个别孔立即变为蓝黑色,则污染的可能性極大,另外MTT稀釋後加入細胞前還是需要以過濾的方式滅菌為宜。
且在加MTT前可以先在镜下观察，看看是否有孔染菌，染菌的孔常常是临近的.因为血清中白蛋白对大部分的药物都有结合效应，所以可以单独将药物和MTT加在一起，看会不会起反应。
如果不起反应，就不用去除含药物的培液，直接加MTT即可。
首先说说我的一点经验：1. 吹打时悬液总量不能太多，达到吸管吸液量的3到4倍，可能比较容易混匀。
10ml的离心管里面最好装3~4ml的悬液：悬液太少容易吹起很多气泡，悬液太多又不容易吹成单细胞悬液。
2. 吸管的吸液量最好在1ml左右：吸液量过多的话，一下吸起很多液体,管中所剩就很少，这样吹打容易起泡，吸液量过少,吹打的力度就不够,吹打就会不均匀。
如果是吸液量1ml 多的吸管，总液量在5ml左右为益3. 吸的时候要在悬液底部，然后提起来一点,但是吹下去的时候不要离开液面,否则容易吹打出气泡。
4。
吹打次数100左右，就可以吹打均匀了（有人认为加细胞前吹打30－50次基本就差不多均匀了。
加细胞的时候每接种2孔反复吹打3次，每吹打3次后枪头垂悬与细胞悬液中5秒钟，然后再以一定的速度吸取悬液。
）5。
向每孔中用枪头加入细胞时不要太快，否则你会发现细胞在加入的瞬间会由于枪头的冲力在孔底聚集一堆，一般都在孔的底部中央，而周边很少，这种不均匀的分散会产生接触抑制，影响细胞的生长。
所以速度不能太快也不能太慢。
我习惯每块板加完后平握手中,向左3下，向右3下,在往返回复3下移动,目的是使得细胞能分散的均匀些。
（铺板技术是MTT 实验的关键，也是基础，一定要练好。
曾经有同学用漩涡振荡器混匀细胞，最后细胞全死了，建议不要采用这种方法混匀细胞。
其它的声音：1。
首先细胞的接种密度一定不能过大，一般每孔1000个左右就够了，我认为宁少勿多。
尤其是对于肿瘤细胞。
10000/孔是太高了，这样即使药物有作用，MTT方法也是表现不出的，最佳点板浓度在4000—5000/孔，太少的话SD值会很大。
2。
MTT本身就是比较粗的实验，增殖率10%左右的波动都不算奇怪.特别是新手，20％的波动也是常见的，所以很可能是技术原因引起的,特别是种板技术一定要过关。
3. 我做的是肿瘤细胞的MTT实验，这种细胞长的很快一开始我是用100000/ML的浓度来接种的，结果细胞长的太满结果是没有梯度也没有线性关系。
后来调整浓度,用过40000～80000/ML的浓度都做过MTT实验，结果发现做的结果比较好点的是60000~70000/ML的浓度组的。
用40000/M的浓度的组，由于细胞少,药物作用的梯度还是有，只是没有很好的线性关系.还有根据细胞生长速度以及药物的特性（有时间依赖性和浓度依赖性的药物)来确定培养时间是48小时还是72小时。
注意细胞悬液一定要混匀，已避免细胞沉淀下来，导致每孔中的细胞数量不等，可以每接几个就要再混匀一下。
加样器操作要熟练，尽量避免人为误差。
虽然移液器比移液管精确得多，但是如果操作不熟,CV会在8%左右。
另外，吹散次数过多也会影响细胞活力。
所以要熟练些、快些上板。