实验四 发酵罐溶氧速率测定实验
发酵过程中溶氧的测量、调节和控制
宋涛 3110520037
溶氧(DO)是需氧微生物生长所必需。在 发酵过程中有多方面的限制因素，而溶氧往往 是最易成为控制因素。
溶解氧的测量
亚硫酸盐氧化法 仅能测定发酵设备的通风供氧情况
取样极谱法 发酵液取出罐外，条件失真
排气法 非发酵状态的测定
复膜氧电极法： 实时、在线跟踪检测
• 从供氧方面控制
1、影响C*-CL的因素及控制措施 （1）提高饱和溶氧浓度C* （2）降低发酵液中的CL 2、影响KLa的因素及控制措施 （1）搅拌 （2）空气流速 （3）发酵液的理化性质 （4）氧载体
• 从耗氧方面控制
以上有不当之处，请大家给与批评指正， 谢谢大家！
7
影响需氧的因素
r= QO因素
➢ 菌龄 ➢ 营养的成分与浓度 ➢ 有害物质的积累 ➢ 培养条件
发酵液溶解氧浓度的控制
• 微生物发酵中，通入发酵罐内的空气中的 氧气不断的溶解于培养液中，这种气态的 氧转变成溶解态的氧的速度，可以用下式 表示： OTR = KLa∙(C*-CL)
(20161220)小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定
华南农业大学综合实验报告实验项目名称：小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定实验项目性质：综合性实验所属课程名称：食品与发酵工艺原理实验学院：食品学院班级：2014级食品质量与安全2班姓名与学号：2014305202 签名_________________2014305202 签名_________________2014305202 签名_________________2014305202 签名_________________2014305202 签名_________________2014305202 签名_________________指导老师：叶志伟2016年12月日摘要：发酵罐是进行生物发酵的专用设备，通过加入培养底物和菌种，调节发酵过程中的各种参数，使菌种能够快速生长，得到发酵产物。
发酵罐配备控制系统，对发酵过程中的各种参数进行记录以及反馈调节控制。
大肠杆菌是遗传工程研究过程中常用的受体菌。
本实验通过对大肠杆菌进行斜面接种，液体逐级扩大培养和小型发酵罐培养，在发酵过程中通过测定发酵液在A600吸光度得出其菌体浓度，通过离心后得到的澄清液测定发酵液中的还原糖含量，从而得知发酵过程中最大比生长速率和以消耗葡糖糖为基准的平均细胞得率系数。
关键词：大肠杆菌小型发酵罐培养最大比生长速率平均细胞得率系数前言发酵罐是进行液体发酵的专用设备，实验室通常使用小型发酵罐。
发酵罐配备控制系统，主要是对发酵过程中的各种参数如温度、pH、溶解氧、搅拌速度、空气流量、补料、泡沫水平等进行设定、显示、记录以及对这些参数进行反馈调节控制。
大肠杆菌是遗传工程研究过程中常用的受体菌。
通过控制合适的培养条件，可使大肠杆菌迅速持续地生长，获得所要求的高产培养物。
先对大肠杆菌进行斜面接种，然后进行一级培养和二级培养，最后将大肠杆菌及培养基一同放置到发酵罐中，控制发酵参数进行发酵，并且每小时取一次样进行还原糖和菌体浓度的记录，最终得出大肠杆菌的生长繁殖趋势，最大比生长速率，菌体浓度和时间的关系等生长参数。
发酵过程中溶氧的测量、调节和控制
影响需氧的因素
r= Q
遗传因素 菌龄 营养的成分与浓度 有害物质的积累 培养条件
发酵液溶解氧浓度的控制
• 微生物发酵中，通入发酵罐内的空气中的 氧气不断的溶解于培养液中，这种气态的 氧转变成溶解态的氧的速度，可以用下式 表示： OTR = KLa∙(C*-CL)
• 从供氧方面控制
1、影响C*-CL的因素及控制措施 （1）提高饱和溶氧浓度C* （2）降低发酵液中的CL 2、影响KLa的因素及控制措施 （1）搅拌 （2）空气流速 （3）发酵液的理化性质 （4）氧载体
• 从耗氧方面控制
发酵过程中溶氧的测 量、调节和控制
宋涛 3110520037
溶氧(DO)是需氧微生物生长所必需。在发 酵过程中有多方面的限制因素，而溶氧往往
是最易成为控制因素。
溶解氧的测量
亚硫酸盐氧化法 仅能测定发酵设备的通风供氧情况 取样极谱法 发酵液取出罐外，条件失真 排气法
非发酵状态的测定
复膜氧电极法： 实时、在线跟踪检测
小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定..
*******大学综合性实验报告实验名称：小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定实验性质：综合性实验所属课程名称：发酵工程工艺原理班级：学号：姓名：实验指导教师：小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定摘要：为研究小型发酵罐分批培养过程中大肠杆菌的菌体生长状况，本实验以分批培养法培养大肠杆菌，通过控制发酵过程的温度、溶氧、搅拌速度、空气流量、泡沫水平等参数，并每小时取样测OD值和还原糖量，制作菌体生长曲线，以此判断大肠杆菌的生长发酵状况。
从而达到了解小型发酵罐的基本结构，学习和掌握发酵罐的使用及在实验室内大规模培养微生物细胞的方法的实验目的。
实验结果表明，关键词：小型发酵罐、发酵、大肠杆菌、菌体生长曲线前言：大肠杆菌是遗传工程研究过程中常用的受体菌。
具有遗传背景清楚、载体受体系统完备、生长迅速、培养简单、重组子稳定等优点。
为满足各项技术的研究要求，需要通过控制合适的培养条件，使大肠杆菌迅速持续地生长，获得高产培养物。
本实验使用小型发酵罐对大肠杆菌进行分批培养。
发酵罐配备控制系统，能对发酵过程中的各种参数如温度、pH、溶解氧、搅拌速度、空气流量、补料、泡沫水平等进行设定、显示、记录以及对这些参数进行反馈调节控制。
所测定的大肠杆菌在发酵过程中的各项生化指标，可提供反映环境变化和细胞生长的许多重要信息，作为研究和控制发酵过程的基础。
一、材料与方法（一）实验材料1．菌种大肠杆菌（E.coli）2．培养基种子培养基：葡萄糖1.0g，蛋白胨1.0g，酵母膏0.5g，牛肉膏1.0g，氯化钠0.5g，水100mL，pH7.0。
发酵培养基：葡萄糖20g，蛋白胨10g，酵母膏5g，牛肉膏10g，氯化钠5g，氯化铵5g，水1000mL，pH7.0。
3．仪器设备BIOTECH-7BGZ发酵罐1套（配套蠕动泵、pH电极、溶氧(DO)电极、空压机及所有连接管）、分光光度计、旋转式摇床、离心机、烘箱等。
4．试剂泡敌、斐林试剂、0.1%标准葡萄糖溶液、40%氢氧化钠等。
溶氧系数测定
结果整理表
反应液组成 0.5M Na2SO3水溶液，另加10-3 M的CuSO4
实验基本条件
两次取样时间间隔t(s） 两次滴定Na2S2O3体积差 Δ V（mL) Na2S2O3溶液浓度（mol/L) 体积溶氧速率 Nα(kmol/m3•h) 体积溶氧系数KLα（1/h)
反应液体积： L 通风量： L/min
3.计算 M=1000W/(E•V)=20.40W/V M：Na2S2O3溶液的摩尔浓度(mol/L)
V:滴定时所用Na2S2O3溶液的体积 W： K2Cr2O7 基准物重量(g) E： K2Cr2O7 的克当量，E=49.03
M：Na2S2O3浓度，
t：两次取样时间间隔， V0：取样分析液体积。 将上述Nα值代入公式
kLa Na C C
*
即可计算出kL α
由于溶液中SO3-2在Cu2+催化下瞬即把溶解氧还原掉，所以在搅拌作用充分 的条件下整个实验过程中溶液中的溶氧浓度C=0。 在0.1Mpa(1atm)下，25º C时空气中氧的分压为0.021MPa，根据亨利定律， 可计算出C*=0.24mmol/L，但由于亚硫酸盐的存在，C*的实际值低于 0.24mmol/L，因此一般规定C*=0.21mmol/L。所以kL α =Na/（0.21×10-3）
2.标定
准确称取K2Cr2O7 基准物约0.15g左右于
250mL碘量瓶中，加水25mL,使之溶解后，加固 体KI 2g，及6N HCL 5mL，立即盖好瓶塞，摇匀 后水封。在暗处放置5分钟后，拔掉瓶塞，使瓶口 水入瓶内，加水50mL，并用洗瓶吹洗碘量瓶内 壁，用Na2S2O3溶液滴定至溶液呈浅黄色（或黄 绿色）。加入5mL0.2%淀粉指示剂，此时溶液呈 深蓝色，继续滴定至蓝色消失变为Cr3+的绿色为 止。
发酵罐的pH值和溶氧测量与控制系统
公两个人，一条鱼也足够我们吃了。盛情难却
发酵过程是微好氧过程，要求反应体系保持很低
的溶氧值；还有一些高好氧过程的氧消耗速率很 快，造成发酵液中的溶解氧浓度很低，这些过低
的溶氧值都可能是溶氧电极无法精确测量的正常与否。
1ck0f7c7f 发酵罐/
细胞生长都有最适 pH 值，因此需要对培养
介质的 pH 进行检测和控制。
pH 控制系统包括 pH 电极、酸及碱储罐、耐
酸或碱的管道和泵及相应的控制系统组成。根据 不同生物反应体系的实际需要，可以只加酸或加
公两个人，一条鱼也足够我们吃了。盛情难却
碱系统，也可以两者都具备。在流加培养时，通
过碳源或/和氮源的补料也能起到调节 pH 的作 用。
溶氧是好氧发酵体系最重要的参数之一。传
统的工业发酵罐只是简单地通过人工调节空气 流量来实现溶氧控制，可灭菌的溶氧电极改变了
公两个人，一条鱼也足够我们吃了。盛情难却
这种情况，使溶解氧浓度也可以实现在线检测和
控制，为及时了解发酵过程的进程及提高产物产 量创造了条件。有些先进的发酵罐还配备了发酵
罐尾气分析装置，可在线分析尾气中的氧及二氧
发酵罐溶氧速率测定实验
发酵罐溶氧速率测定实验一、实验目的了解机械搅拌通风式发酵罐的搅拌功率、搅拌转速及通风量三者之间的关系及其对溶氧速率的影响。
学习测量液体中溶解氧的方法。
二、实验任务1、测定不同风量、不同转速下的溶氧速率及功率消耗2、研究风量、转速及功率消耗对溶氧速率的影响三、实验装置本实验装置的主要组成部分是一台小型机械搅拌通风式反应器（发酵罐），总容积5L,装有两档六弯叶涡轮搅拌器。
搅拌器可无级变速，这是通过调压变压器改变输入搅拌电机的电压实现的，其实际转速由转速数字显示仪配合光电转速传感器测量和显示，所消耗功率由电流表和电压表显示。
四、实验原理及方法好气性微生物在深层液体中培养是利用溶解状态的氧，所以反应器的溶氧速率是标志该反应器性能的一个重要参数。
通常，在恒定搅拌转速时，风量增大，溶氧速率应增大，风量一定时，搅拌转速的改变能改变气泡的分散度，亦即改变气-液两相接触界面和接触时间，液体中含气量的变化会引起液体密度的变化，从而使搅拌功率发生变化。
本实验是测取常压状态下，不同风量、不同转速时的溶氧速率及其功率消耗, 具体步骤如下：1、向反应器注入3. 5L自来水，在慢速搅拌下加入1.07g硫酸铜作催化剂，加入0. 4g无水亚硫酸钠以除去水中的氧。
2、当溶氧值降至0%时，通入空气，保持低通风量一段时间，以确保无水亚硫酸钠反应完全。
在溶氧值升至12%左右，调准所要求的风量及搅拌转速、记录此时的搅拌功率。
3、液体中溶氧值开始升高后，用秒表记录溶氧值升至20%、30%、40%、50%、60%所需要的时间。
4、当溶氧值大于60%后，停止通风，搅拌器维持低速搅拌，重新加入0.4g无页脚.水亚硫酸钠去氧，然后重复次3步骤，测取另一组数据。
五、实验结果（由溶氧浓度12%开始计时）1、搅拌转速为100r/min 时，其电流恒为0. 13A,电压为15V,其他各项数据为:2、搅拌转速为150r/min 时，其电流恒为0. 13A,电压为20V,其他各项数据为: 表二3、搅拌转速为200r/min 时，其电流恒为0. 13A,电压为25*其他各项数据为:页脚.六、数据整理及分析由于机器原因，在溶氧率的测定时，数字会产生跳动，以致在第2,第3组数据的20%和60%的测定时刻产生误差，甚至漏测，所以选择了30%——50%的数据，较为准确。
最新发酵过程中溶氧的测量、调节和控制
菌体浓度
QO2➢ 遗传因素
➢ 菌龄 ➢ 营养的成分与浓度 ➢ 有害物质的积累 ➢ 培养条件
发酵液溶解氧浓度的控制
• 微生物发酵中，通入发酵罐内的空气中的 氧气不断的溶解于培养液中，这种气态的 氧转变成溶解态的氧的速度，可以用下式 表示： OTR = KLa∙(C*-CL)
• 从供氧方面控制
发酵过程中溶氧的测量多方面的限制因素，而溶氧往往 是最易成为控制因素。
溶解氧的测量
亚硫酸盐氧化法 仅能测定发酵设备的通风供氧情况
取样极谱法 发酵液取出罐外，条件失真
排气法 非发酵状态的测定
复膜氧电极法： 实时、在线跟踪检测
影响需氧的因素
1、影响C*-CL的因素及控制措施 （1）提高饱和溶氧浓度C* （2）降低发酵液中的CL 2、影响KLa的因素及控制措施 （1）搅拌 （2）空气流速 （3）发酵液的理化性质 （4）氧载体
• 从耗氧方面控制
小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定
*******大学综合性实验报告实验名称：小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定实验性质：综合性实验所属课程名称：发酵工程工艺原理班级：学号：姓名：实验指导教师：小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定摘要：为研究小型发酵罐分批培养过程中大肠杆菌的菌体生长状况，本实验以分批培养法培养大肠杆菌，通过控制发酵过程的温度、溶氧、搅拌速度、空气流量、泡沫水平等参数，并每小时取样测OD值和还原糖量，制作菌体生长曲线，以此判断大肠杆菌的生长发酵状况。
从而达到了解小型发酵罐的基本结构，学习和掌握发酵罐的使用及在实验室内大规模培养微生物细胞的方法的实验目的。
实验结果表明，关键词：小型发酵罐、发酵、大肠杆菌、菌体生长曲线前言：大肠杆菌是遗传工程研究过程中常用的受体菌。
具有遗传背景清楚、载体受体系统完备、生长迅速、培养简单、重组子稳定等优点。
为满足各项技术的研究要求，需要通过控制合适的培养条件，使大肠杆菌迅速持续地生长，获得高产培养物。
本实验使用小型发酵罐对大肠杆菌进行分批培养。
发酵罐配备控制系统，能对发酵过程中的各种参数如温度、pH、溶解氧、搅拌速度、空气流量、补料、泡沫水平等进行设定、显示、记录以及对这些参数进行反馈调节控制。
所测定的大肠杆菌在发酵过程中的各项生化指标，可提供反映环境变化和细胞生长的许多重要信息，作为研究和控制发酵过程的基础。
一、材料与方法（一）实验材料1．菌种大肠杆菌（E.coli）2．培养基种子培养基：葡萄糖1.0g，蛋白胨1.0g，酵母膏0.5g，牛肉膏1.0g，氯化钠0.5g，水100mL，pH7.0。
发酵培养基：葡萄糖20g，蛋白胨10g，酵母膏5g，牛肉膏10g，氯化钠5g，氯化铵5g，水1000mL，pH7.0。
3．仪器设备BIOTECH-7BGZ发酵罐1套（配套蠕动泵、pH电极、溶氧(DO)电极、空压机及所有连接管）、分光光度计、旋转式摇床、离心机、烘箱等。
4．试剂泡敌、斐林试剂、0.1%标准葡萄糖溶液、40%氢氧化钠等。
溶解氧、摄氧率和KLa的测定概述
3. KLα的测定
KLα的测定方法有很多种，通常有亚硫酸盐氧 化法、取样极谱法、动态法、复膜电极法等 。
a. 亚硫酸盐氧化法
b. 动态法
亚硫酸盐氧化法
• 原理
–利用亚硫酸根在铜或镁离子作为催化剂时被 氧迅速氧化的特性来测定发酵设备的氧传递 系数。
–当亚硫酸钠浓度为0.018～0.5kmol/m3、温度 在20～45℃之间，反应速度与亚硫酸钠浓度 无关。
生长有影响，且发酵液的性质影响氧的传递。
动态法
停气和通气后培养液中溶氧浓度的变化情况
利用动态过程测得的数据求出KLa和C*
–氧用传碘递量速法率测O定TRN,a2再SO由3 消式耗OT的R=速KLa率C*，求即出可K求La得。 2Na2SO3+O2→2Na2SO4
亚硫酸盐氧化法
• 优点
–氧溶解速度与亚硫酸盐浓度无关，且反应速 度快，不需特殊仪器。
• 缺点
–不及极谱法准确； –只能评价发酵罐的传氧性能，且工作容积在
4-80L以内才较准确可靠； –不能对发酵过程实测，∵Na2SO3对微生物
(3)复膜氧电极法
复膜氧质溶液装入一个壳体，用能透过氧分子的塑料薄 膜封闭起来，就构成了复膜氧电极。复膜氧电极 可分为极谱型复膜氧电极和原电池型复膜氧电极。
2. 摄氧率的测定
• 通过测压计测定密闭 三角瓶的压力变化速 率即氧的消耗速率， 根据培养液体积计算 摄氧率。
溶解氧、摄氧率和KLa的测定
1.溶解氧的测定
测定溶解氧CL的方法有多种，如化学法、 极谱法、复膜氧电极法等。 （1）化学法
(2)极谱法
给浸没在待测样品液体中的贵金属阴极和参考电极(阳极)加上直流电压， 当电解电压固定在0.8V左右时，与阴极接触的液体中的溶解氧发生如下氧 化还原反应。
实验报告(亚硫酸盐氧化法测量体积溶氧系数KL)
亚硫酸盐氧化法测量体积溶氧系数K L·a由双膜理论导出的体积溶氧传递方程：N v= K L·a(c﹡-c L) ( 1 ) 是在研究通气液体中传氧速率的基本方程这一，该方程指出：就氧的物理传递过程而言，溶氧系数KL·a的数值，一般是起着决定性作用的因素。
所以，求出KL·a作为某种反应器或某一反应条件下传氧性能的标度，对于衡量反应器的性能，控制发酵过程，有着重要意义。
一、实验目的：1、了解Na2SO3测定K L·a的原理，并用该法测定摇瓶的K L·a；2、了解摇瓶的转数（振幅、频率）对体积溶氧系数K L·a的影响。
二、原理：在有Cu2+存在下，O2与SO3快速反应生成SO4。
Cu2+2 Na2SO3 + O2 ===== 2Na2SO4（2 ）并且在20～45℃下，相当宽的SO3浓度范围（0.017～0.45mol/L）内，O2与SO3的反应速度和SO3的浓度无关。
利用这一反应特性，可以从单位时间内被氧化的SO3量求出传递速率。
当反应（2）达稳态时，用过量的I2与剩余的Na2SO3作用Na2SO3+ I2+ H2O ===== Na2SO4+ 2HI （3 ）再以Na2S2O3滴定过剩的I22Na2S2O3+ I2===== Na2S4O6+ 2NaI （4 ）由反应方程（2）、（3）、（4）可知，每消耗4mol Na2S2O3相当于1mol O2被吸收，故可由Na2S2O3的耗量求出单位时间内氧吸收量。
N v=△V·N/（m·△t·4·1000） (mol/ml·min)=0mmol/L 在实验条件下，P=1atm， c﹡=0.21mmol/L， cL据方程（1）有：K L·a = N v / c﹡（1/min）使用符号：N v：体积溶氧传递速率；（mol/ml·min）K L·a：体积溶氧系数；（1/min）c﹡：气相主体中含氧量；(mmol/L)c：液相主体中含氧量；(mmol/L)L△ t：取样间隔时间；(min)△ V：△t内消耗的Na2S2O3ml数；m:取样量；(ml)N: Na2S2O3标准的摩尔浓度；(mol/L)三、仪器与试剂：1、摇瓶机；2、三角瓶：500ml一只，100ml 两只；移液管：20ml，5ml各一只；碱式滴定管：一只；3、试剂：①2%可溶淀粉指示剂；（称取2克可溶性淀粉，然后用少量蒸馏水调匀，徐徐倾入已沸的蒸馏水中，煮沸至透明，冷却定容至100毫升。
《发酵设备》实验讲义
实验一发酵罐及摇瓶发酵体积溶氧系数的测定实验目的：体积溶氧系数k L a作为生物反应器一个重要的性能指标，在反应器设计、放大以及发酵过程优化控制中具有重要意义。
本实验要求学生掌握生物实验中常用机械搅拌通气发酵罐和摇瓶的体积溶氧系数k L a的测定方法，以及分别影响其体积溶氧系数的因素。
实验原理：体积溶氧系数常用的测定方法有亚硫酸钠氧化法和氧电极法，后者又分为动态法和物料衡算法。
本实验主要介绍亚硫酸钠氧化法的原理和方法，其余的测定方法可参考其他书籍。
用铜离子或锂离子作为催化剂，溶解在水中的氧能立即氧化其中的亚硫酸根离子，使之成为硫酸根离子，其氧化反应的速度在较大的范围内与亚硫酸根离子的浓度无关。
实际上是氧分子一经溶入液相，立即就被亚硫酸钠还原掉。
有关反应式如下：CuSO42Na2SO3+O2--------------> 2Na2SO4剩余的Na2SO3与加入的过量的碘作用：H2O+Na2SO3+I2----->2HI+Na2SO4再用硫代硫酸钠标准溶液滴定剩余的碘：2Na2S2O3+I2------->2NaI+Na2S4O6从以上反应方程式可见，1摩尔溶解氧可氧化2摩尔亚硫酸钠，剩余2摩尔碘，而2摩尔碘能消耗掉4摩尔硫代硫酸钠。
因此，每滴定消耗1摩尔硫代硫酸钠，必有1/4摩尔溶解氧进入测定溶液中。
实验器材：实验室小型生物发酵罐、摇床、250 mL摇瓶三个、10 mL吸管、计时器、亚硫酸钠（分析纯）、硫酸铜（分析纯）、0.05 mol/L硫代硫酸钠标准溶液、0.4 mol/L 标准碘液（碘单质难溶于水，加适量碘化钾促溶）、淀粉指示剂（0.5 g可溶性淀粉加水5毫升搅匀，缓缓倾入100毫升沸水中，搅拌，煮沸2分钟，放冷，倾取上层清液）实验步骤：一、发酵罐体积溶氧系数的测定将一定量的自来水加入试验罐中，开始搅拌，加入纯的亚硫酸钠晶体，使亚硫酸根浓度为0.5 mol/L，再加分析纯的硫酸铜晶体，使铜离子浓度为0.001 mol/L；待溶解完全后，开阀门通气，空气阀一开就接近预定的流量，并在几秒钟内调整至所需要的空气流量，立即取样并计时，为氧化作用的开始。
发酵工程中溶氧系数的主要测定方法
发酵工程中溶氧系数的主要测定方法下载提示：该文档是本店铺精心编制而成的，希望大家下载后，能够帮助大家解决实际问题。
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发酵罐溶氧电极校准方法
发酵罐溶氧电极校准方法### 发酵罐溶氧电极校准方法大家好，今天咱们来聊聊那个让人又爱又怕的“小东西”——发酵罐里的溶氧电极。
这个小家伙就像是我们的眼睛，能看透发酵罐里那些细微的变化，帮助我们精准控制发酵过程。
不过，它有时候也会“闹情绪”，让我们头疼不已。
别急，今天就教大家几招，轻松搞定这个“调皮鬼”。
#### 1. 准备工作首先得准备好工具和材料：一个标准的溶氧电极，别忘了还有那瓶神奇的校准液。
记得，校准液可是关键，它能帮我们校准电极，让它变得听话。
#### 2. 打开电源把溶氧电极接到电源上，这玩意儿可不像手机那样简单，得按照说明书一步步来。
记得，每一步都要小心翼翼，别让电极“受伤”。
#### 3. 准备校准液校准液可不是随便拿一瓶就行的，得选那种专门用来校准溶氧电极的。
记得，每次用前都要摇一摇，这样能让校准液更均匀。
#### 4. 校准开始现在可以开始校准了。
先把校准液倒入一个容器里，再把电极放进去。
记得，电极要完全浸没在校准液里，这样才能确保数据准确。
然后，按照说明书上的指示，调整电极的位置和角度，直到看到屏幕上显示的数字稳定下来。
#### 5. 校准完成当屏幕上的数字稳定下来后，说明我们的电极已经校准好了。
这时候，你可以开始正式使用这个“小聪明”了。
不过，记得，每次测量结束后都要记得关闭电源，保护好这个“小聪明”。
#### 6. 注意事项**保持清洁**：每次使用前后，都要检查电极和校准液，确保它们都干净无污染。
**避免震动**：在使用过程中，尽量避免剧烈震动或碰撞，以免影响测量结果。
**定期校准**：虽然这次校准已经完成，但为了确保长期的准确性，还是建议定期进行校准。
好啦，以上就是关于发酵罐溶氧电极校准的一些方法和注意事项。
希望这些小技巧能帮到你，让你的溶氧电极更加“听话”，为你的发酵过程保驾护航！。
发酵过程中溶氧的测量、调节和控制
影响需氧的因素
r= QO2 .X
菌体浓度
QO2➢ 遗传因素
➢ 菌龄 ➢ 营养的成分与浓度 ➢ 有害物质的积累 ➢ 培养条件
发酵液溶解氧浓度的控制
• 微生物发酵中，通入发酵罐内的空气中的 氧气不断的溶解于培养液中，这种气态的 氧转变成溶解态的氧的速度，可以用下式 表示： OTR = KLa∙(C*-CL)
• 从供氧方面控制
1、影响C*-CL的因素及控制措施 （1）提高饱和溶氧浓度C* （2）降低发酵液中的CL 2、影响KLa的因素及控制措施 （1）搅拌 （2）空气流速 （3）发酵液的理化性质 （4）氧载体
• 从耗氧方面控制
以上有不当之处，请大家给与批评指正， 谢谢大家！
7
发酵过程中溶氧的测 量、调节和控制
宋涛 3110520037
溶氧(DO)是需氧微生物生长所必需。在 发酵过程中有多方面的限制因素，而溶氧往往 是最易成为控制因素。
溶解氧的测量
亚硫酸盐氧化法 仅能测定发酵设备的通风供氧情况
取样极谱法 发酵液取出罐外，条件失真
排气法 非发酵状态的测定
复膜氧电极法： 实时、在线ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ踪检测
小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定..
*******大学综合性实验报告实验名称：小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定实验性质：综合性实验所属课程名称：发酵工程工艺原理班级：学号：姓名：实验指导教师：小型发酵罐的使用与发酵过程中主要生化指标测定摘要：为研究小型发酵罐分批培养过程中大肠杆菌的菌体生长状况，本实验以分批培养法培养大肠杆菌，通过控制发酵过程的温度、溶氧、搅拌速度、空气流量、泡沫水平等参数，并每小时取样测OD值和还原糖量，制作菌体生长曲线，以此判断大肠杆菌的生长发酵状况。
从而达到了解小型发酵罐的基本结构，学习和掌握发酵罐的使用及在实验室内大规模培养微生物细胞的方法的实验目的。
实验结果表明，关键词：小型发酵罐、发酵、大肠杆菌、菌体生长曲线前言：大肠杆菌是遗传工程研究过程中常用的受体菌。
具有遗传背景清楚、载体受体系统完备、生长迅速、培养简单、重组子稳定等优点。
为满足各项技术的研究要求，需要通过控制合适的培养条件，使大肠杆菌迅速持续地生长，获得高产培养物。
本实验使用小型发酵罐对大肠杆菌进行分批培养。
发酵罐配备控制系统，能对发酵过程中的各种参数如温度、pH、溶解氧、搅拌速度、空气流量、补料、泡沫水平等进行设定、显示、记录以及对这些参数进行反馈调节控制。
所测定的大肠杆菌在发酵过程中的各项生化指标，可提供反映环境变化和细胞生长的许多重要信息，作为研究和控制发酵过程的基础。
一、材料与方法（一）实验材料1．菌种大肠杆菌（E.coli）2．培养基种子培养基：葡萄糖1.0g，蛋白胨1.0g，酵母膏0.5g，牛肉膏1.0g，氯化钠0.5g，水100mL，pH7.0。
发酵培养基：葡萄糖20g，蛋白胨10g，酵母膏5g，牛肉膏10g，氯化钠5g，氯化铵5g，水1000mL，pH7.0。
3．仪器设备BIOTECH-7BGZ发酵罐1套（配套蠕动泵、pH电极、溶氧(DO)电极、空压机及所有连接管）、分光光度计、旋转式摇床、离心机、烘箱等。
4．试剂泡敌、斐林试剂、0.1%标准葡萄糖溶液、40%氢氧化钠等。
发酵罐培养过程中溶氧控制
发酵过程溶氧控制一、溶氧（DO）与发酵液浓度的关系在发酵培养过程中，由于菌种的生长速度和菌量的不同，而需氧量也不同，一般发酵罐在培养到18---24小时时间段生长最旺盛，菌量也是最多的时候，所需氧量也是最多，而此时段补料量也是最大的时候。
此时段一经发现DO有下降趋势，要及时控制补料，补料控制及时可以使DO有所回升，尤其是补糖的时间控制尤为重要。
若补料时机控制不好，DO会迅速降至很低，随之AN会出现上升趋势，溶氧长时间不足的结果会导致菌种自溶，菌量减少赖氨酸含量降低，最终至使提前放罐。
为什么补糖间补会使DO有所回升？这是因为当供氧充足时糖会完全转化；而随着菌种的不断生长，菌量增加，需氧量和糖量也会增加，随着补糖速度提高，发酵液的渗透压和粘度会相应增大，氧在发酵液中通透性就会降低，所以DO会随之下降。
当发酵液浓度大于菌种细胞内部浓度时，菌种会因吸收过多的水分而最终死亡，便会出现糖的不完全转化现象，也就是RS过高，相应AN也会升高。
若及时间补，发酵液中的糖等物质菌种能够及时吸收利用，发酵液中渗透压会相应降低，氧的通透性也会提高。
但也不是RS越低越好，如果发酵液浓度长时间低于菌种细胞内部浓度，会出现菌种细胞发生“质壁分离”现象，也就细胞失水过多死亡。
所以RS要控制平稳，不能过低也不能过高。
二、溶氧（DO）与压力的关系微生物对压力具有强大的抵抗力，但在一定的高压力下，可以引起微生物细胞质的粘性和细胞容积的改变，从而影响细胞的生长繁殖。
高压会使菌种细胞蛋白质变性，最终菌种死亡。
高压的氧和二氧化碳对微生物有较大伤害作用，尤以氧的伤害最大。
所以溶氧不够不能一味提高压力，要根据实际培养情况而定。
三、溶氧（DO）与温度的关系一般，发酵温度升高，酶反应速率增大，生长代谢加快，生产期提前。
为什么降低温度会使DO上升？温度的选择还应参考其他发酵，灵活掌握。
例如，在供氧条件差的情况下（也就DO不足），要将发酵罐培养温度降低一些，因为在较低的温度下氧的溶解度相应大一些，菌的生长速率相应小一些，从而弥补了因供氧不足而造成的代谢异常。
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实验四发酵罐溶氧速率测定实验
一、实验目的
了解机械搅拌通风式发酵罐的搅拌功率、搅拌转速及通风量三者之间的关系及其对溶氧速率的影响。
学习测量液体中溶解氧的方法。
二、实验任务
1、测定不同风量、不同转速下的溶氧速率及功率消耗
2、研究风量、转速及功率消耗对溶氧速率的影响
三、实验装置
本实验装置的主要组成部分是一台小型机械搅拌通风式反应器（发酵罐），总容积5 L，装有两档六弯叶涡轮搅拌器。
搅拌器可无级变速，这是通过调压变压器改变输入搅拌电机的电压实现的，其实际转速由转速数字显示仪配合光电转速传感器测量和显示，所消耗功率由电流表和电压表显示。
四、实验原理及方法
好气性微生物在深层液体中培养是利用溶解状态的氧，所以反应器的溶氧速率是标志该反应器性能的一个重要参数。
通常，在恒定搅拌转速时，风量增大，溶氧速率应增大，风量一定时，搅拌转速的改变能改变气泡的分散度，亦即改变气-液两相接触界面和接触时间，液体中含气量的变化会引起液体密度的变化，从而使搅拌功率发生变化。
本实验是测取常压状态下，不同风量、不同转速时的溶氧速率及其功率消耗，具体步骤如下：
1、向反应器内注入3.5L自来水，在慢速搅拌下加入1.07g硫酸铜作催化剂，加入0.4g无水亚硫酸钠以除去水中的氧。
2、当溶氧值降至0％时，通入空气，保持低通风量一段时间，以确保无水亚硫酸钠反应完全。
在溶氧值升至12%左右，调准所要求的风量及搅拌转速、记录此时的搅拌功率。
3、液体中溶氧值开始升高后，用秒表记录溶氧值升至20％、30％、40％、50％、60％所需要的时间。
4、当溶氧值大于60％后，停止通风，搅拌器维持低速搅拌，重新加入0.4g 无
水亚硫酸钠去氧，然后重复2、3步骤，测取另一组数据。
五、实验结果(由溶氧浓度12％开始计时)
1、搅拌转速为100r/min时，其电流恒为0.13A，电压为15V，其他各项数据为：表一：
2、搅拌转速为150r/min时，其电流恒为0.13A，电压为20V，其他各项数据为：表二：
3、搅拌转速为200r/min时，其电流恒为0.13A，电压为25V，其他各项数据为：表三：
六、数据整理及分析
由于机器原因，在溶氧率的测定时，数字会产生跳动，以致在第2，第3组数据的20%和60%的测定时刻产生误差，甚至漏测，所以选择了30%——50%的数据，较为准确。
氧饱和时间 = 时刻(50%) —时刻(30%)
已知发酵罐的电流不变，以调节电压改变转速，所以由以上数据得出下表四：表四
本实验的测取是在常压状态下，而在标准大气压下20℃时氧在纯水中的饱和溶解度是9.02 mg/L，因此根据氧溶解度从30％上升到50％时候的氧的溶解量可计算出功率转速风量各因素与溶氧的关系(表五)。
表五：功率转速风量与溶氧的关系
七结果讨论
1 作出功率、转速、风量与溶氧速度的关系曲线图，并分析讨论各参数对溶氧速率的影响，在本实验条件下，哪个因素对溶氧速率的影响较为显著。
答：
以下三图为功率、转速、风量与溶氧速度的关系曲线图：
从上图可以得出：总体上，溶氧速率与转速成正比，随着转速的增加溶氧速率增大。
从上图可以得出：溶氧速率与功率成正比，虽然溶氧速率中间有所降低，但总体上随着功率的增加溶氧速率增大。
从上图可以得出：在同一转速下，溶氧速率与通风量成正比，随着通风量的增加溶氧速率增大，且增大的幅度较为明显。
因此，通过对以上三图的比较可以得出：在本实验条件下，通风量对溶氧速率的影响较为显著。
2 若试验介质不用水，而是实际生产中的发酵液。
在相同的操作条件下，你认为溶氧速率如何变化？为什么？
答：实际生产中溶氧速率将降低。
因为在发酵液中，微生物的大量繁殖以及利用培养基生成的产物，会引起培养液的物理性质的改变，特别是黏度等，从而影响气泡的大小、气泡的稳定性和氧的传递效率。
也因为发酵液的黏度明显比水要大得多，相同的功率得到的转速没有水中的大，也降低了溶氧速率。