小鼠肾脏移植模型具体步骤及说明
小鼠肾细胞实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握小鼠肾细胞培养的方法。
2. 观察小鼠肾细胞的形态和生长特点。
3. 了解小鼠肾细胞培养过程中的注意事项。
二、实验材料1. 实验动物：8周龄健康雌性小鼠。
2. 实验试剂：不含Ca2+和Mg2+的1PBS、青霉素、链霉素、0.1%明胶、0.1%胰蛋白酶溶液、DMEM培养液、胎牛血清、成纤维细胞生长因子、庆大霉素、青霉素、链霉素、抗细胞角蛋白抗体、抗角蛋白抗体、抗波形蛋白抗体、抗结蛋白抗体、抗-平滑肌肌动蛋白抗体。
3. 实验器材：眼科剪、眼科镊、无菌消毒手术器械、网筛、离心管、T25培养瓶、倒置显微镜、培养箱等。
三、实验方法1. 取材：将小鼠处死后，无菌条件下迅速取出肾脏，用生理盐水冲洗干净，剥离肾被膜。
2. 切取肾皮质：将皮质组织剪成2-3mm的细条。
3. 消化处理：将肾皮质组织在100目不锈钢网筛上轻轻研磨，并用生理盐水冲洗，收集滤液。
将滤液再用150目的网筛过滤，收集网筛上富含肾小管的间质碎片。
4. 培养细胞：将收集到的间质碎片加入含有0.1%胰蛋白酶溶液的培养皿中，在37℃、5%CO2的培养箱中消化5-10分钟。
待细胞变圆后，用吸管吹打细胞，使其悬浮。
5. 制备细胞悬液：将消化后的细胞悬液用无菌离心管离心，弃去上清液，加入适量的DMEM培养液重悬细胞。
6. 细胞接种：将细胞悬液接种于T25培养瓶中，放入培养箱中培养。
7. 细胞观察：在倒置显微镜下观察细胞的生长情况，并拍照记录。
四、实验结果1. 细胞形态：接种后，细胞逐渐贴壁生长，呈上皮细胞样、成纤维细胞样和淋巴母细胞样等多种形态。
2. 细胞生长特点：细胞生长迅速，2-3天内即可铺满培养瓶底部。
3. 细胞鉴定：通过细胞角蛋白、角蛋白、波形蛋白、结蛋白和-平滑肌肌动蛋白等抗体检测，确认细胞为小鼠肾细胞。
五、实验讨论1. 小鼠肾细胞培养的成功率为80%左右，说明实验方法可靠。
2. 在细胞培养过程中，要注意无菌操作，避免污染。
小鼠肿瘤模型的原理和方法及流程
小鼠肿瘤模型的原理和方法及流程下载温馨提示:该文档是我店铺精心编制而成，希望大家下载以后，能够帮助大家解决实际的问题。
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小鼠肾细胞分离制备及培养方法2
小鼠肾细胞分离制备及培养方法2小鼠肾细胞分离制备及培养方法实验目的：原代肾细胞作为一种常用的肾脏毒理学研究对象，其分离方法主要有机械研磨分离法和酶消化法,酶消化法因对细胞损伤小、分离效果好而优于机械研磨分离法。
酶消化法主要是胰蛋白酶消化法和胶原酶消化法,，本实验为了达到更好的效果，决定将这两种消化法结合使用,。
体外培养肾细胞是一种可以精确模仿体内肾脏活动的简单系统。
通过研究肾细胞体外培养可以解决临床上供体肾短缺问题，为治疗慢性肾功能衰竭等疾病，提供了肾脏移植基础条件。
实验材料：○1实验动物：小鼠○2主要仪器及试剂：高压蒸气灭菌锅"离心机"烘干箱"水浴锅"超净工作台""1460 培养基"小牛血清"胰蛋白酶和IV型胶原酶"75% 乙:醇" .○3胶原酶消化液：含0.05%IV型胶原酶,24mg/ml Hepes,3.9mg/ml NaCl,0.5mg/ml KCl, 0.7mg/ml CaCl2.2H2O;胰蛋白酶消化液:含0.05%胰蛋白酶,0.02%EDT A,8.0mg/ml NaCl,0.4 mg/ml KCl,0.06mg/ml Na2HPO4.H2O, 0.06mg/ml KH2PO4, 0.35mg/ml,0.35mg/mlNaHCO3。
○4RPMI1640培养液:含10%胎牛血清,100U/ml青霉素,100Ug/ml链霉素;MEM培养液:含10%胎牛血清,100U/ml青霉素,100Ug/ml链霉素。
实验步骤：○1肾细胞分离将大鼠脱颈椎处死,无菌取肾,剪取肾皮质部分,移入小烧杯内,剪成1mm3左右的组织块,用生理盐水反复冲洗,吸弃上清液,将沉淀用于以下试验。
○2胶原酶、胰蛋白酶两步消化法：将组织碎块中加入足量胶原酶消化液,37水浴振荡消化5分钟后,用吸管吹打数次,吸取:上清存于4e冰箱内,剩余组织块继续加入胶原酶消化液37e水浴振荡消化,每隔5分钟,用吸管反复吹打,收集上清,直至组织块消化完全。
小鼠体内实验的原理及步骤
小鼠体内实验的原理及步骤
小鼠体内实验是一种常用的动物模型，用于研究人类疾病的发生机制、新药的疗效以及毒理学研究等。
以下是小鼠体内实验的一般原理和步骤：
原理：
小鼠模型可以模拟人类疾病的发生和发展过程，并且小鼠的遗传背景和生理学特点与人类有高度的相似性。
通过在小鼠体内进行实验，可以观察和分析病理生理变化或药物作用，深入了解机制。
步骤：
1. 实验设计：制定研究目的、假设和实验方法。
选择合适的小鼠品系、性别和年龄，确保实验结果的可靠性和可重复性。
2. 小鼠饲养：提供适宜的饲料和水源，维持小鼠健康的饲养环境，包括适宜的温度、湿度和光照条件。
3. 模型建立：根据研究目的，采用不同方法建立疾病模型，如基因敲除、药物诱导或移植等。
4. 实验操作：根据具体实验方法，进行小鼠的操作，如给药、注射、取样、手术等。
需要进行安全有效的操作，以保证实验的正确性和可行性。
5. 观察记录：观察并记录小鼠的行为、生理指标、疾病表型等变化。
可以利用图像学、生化学和遗传学等方法进行定量分析。
6. 数据分析：对实验结果进行统计学分析，验证假设并得出结论。
可以采用图表、统计学指标和图像等形式呈现结果。
7. 论文撰写：将实验结果进行整理、分析和总结，撰写研究论文，并在相关学术期刊上发表或进行学术交流。
需要注意的是，在进行小鼠体内实验时，要遵守动物实验伦理规范和有关法律法规，确保对小鼠的福利和尊重。
C3肾小球肾炎 小鼠模型
所有年龄组都受到影响，DDD的平均年龄低于C3GN
大多数患者的血清C3水平较低
MPGN Ⅲ
C3肾小球肾炎-肾脏病理
C3肾小球病是一种组织病理学诊断
该疾病的定义是在肾活检样本中，免疫荧光染色存在
唯一(或至少显著) C3阳性，其强度至少比任何其他免疫
荧光高两个数量级
光学显微镜结果多种多样，范围从无肾小球细胞增生
American Society of Nephrology (ASN), 2021(1).
B
多处肾小球病变，包括膜增生性肾小球病（图C）、系膜细胞肥大
（图D）、节段性至整体性肾小球硬化（图E）、纤维蛋白沉积伴坏死
和白细胞浸润（图F和G）以及上皮新月体（图G）。
C3 hu/hu小鼠表现出BUN（肾小球滤
可能表现为边界不清的内皮下(膜内和/或上皮下)包涵体
动物模型Ⅰ-C3人源化小鼠（C3hu/hu）
• C3hu/hu小鼠具有许多与人类C3GN相似的病理学特征，是一种理想的C3GN模
型。 C3hu/hu小鼠的表型可能源于人C3蛋白与多种小鼠补体蛋白的相互作用
失调，导致通过旁路途经（AP）的C3激活不受调节。
过的标志物）显著升高，表明肾衰竭
（图A）。尿白蛋白显著升高，表明肾
小球损伤（图B）
动物模型Ⅱ-补体H因子敲除小鼠（
−/−
Cfh ）
C3 and C9 in 2-month Cfh–/– mice
雄性Cfh−/−敲除小鼠表现出更低的死亡率和更高的成模率；2月龄小鼠免疫荧光结果显示肾脏
有明显的C3和C9沉积，和少量IgG。
C3肾小球肾炎
一种简易小鼠皮肤移植模型的建立
一种简易小鼠皮肤移植模型的建立皮肤移植模型是一个监测T淋巴细胞反应快速和简便的方法，是探讨免疫排斥反应及鉴定近交系小鼠的基本方法之一，较其他器官移植更便于观察移植物的存活。
根据移植皮片的来源不同，常用的小鼠皮肤移植方法有背-背法、耳-背法、尾-背法等[3]。
不同的来源的皮肤有其不同的优缺点，在参考相关文献基础上，我们建立了小鼠尾部来源皮片进行背部移植的方法。
材料与方法一、实验材料1.实验动物：昆明小鼠18只。
8～12周龄，雄性，由上海斯莱克实验动物有限责任公司提供。
2.器材和药品：显微镊，齿状镊，剪刀，培养皿，刀片，创可贴，棉签，生理盐水，10 g/L戊巴比妥，体积分数为75%乙醇，络合碘，医用生物蛋白胶，医用脱脂纱布，灭菌医用棉签。
二、实验方法1.麻醉：腹腔注射10 g/L戊巴比妥（0.1 ml/10 g）麻醉小鼠，观察5min，待麻醉生效后再操作。
2.获取尾部皮肤：以体积分数为75%乙醇和络合碘分别消毒小鼠尾部，用刀片进行断尾，断尾长度可以根据所需皮肤多少进行调整，一般在中部或尾部1/3处。
左手用齿状镊固定断尾端，右手持刀片从两根尾静脉之间划开皮肤，暴露出皮下白色肌腱。
用弯镊将断尾端皮肤从切口处拨开，齿状镊固定尾骨，弯镊夹紧皮肤剥下。
将剥下的皮肤放入盛有无菌生理盐水的小皿中，小皿置于冰上，组织面朝下，剪下0.5 X 1.0 cm2 皮肤待用。
3. 皮肤移植：将进行自体移植的小鼠背部朝上，确定移植床部位。
移植床大多选择胸部背侧或两侧，该部位有肋骨支撑，血液循环丰富，利于存活，且胸廓可限制术后包扎的力度。
将确定移植床部位的毛发用75%乙醇湿润，用新刀片将移植床部位剥皮，络合碘消毒后，齿状镊夹住皮肤，剪下略大于0.5 X 1.0 cm2的皮肤，即为移植床。
取供者皮片，轻放在移植床上（组织面朝下），剪去除多余皮片，使其平整地覆盖在移植床上。
用1ml注射器针头轻挑医用生物蛋白胶，轻轻点在皮肤接缝处表面位置，切忌蛋白胶不可完全渗透入接缝处，避免蛋白胶将供体与受体皮肤隔离，影响血管和神经重建。
肿瘤移植(TT)小鼠模型具体方法及步骤
肿瘤移植(TT)小鼠模型具体方法及步骤原型物种人来源黑色素瘤B16细胞导致的肿瘤肝转移及肺转移模式动物品系SPF级C57BL/6小鼠，健康，雄性，4~6W，体重为18g~20g。
实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。
实验周期4-6 weeks建模方法恶性黑色素瘤(malignant melanoma MM)的发病率较低, 但恶性度高, 转移早而广泛，且对常规放疗有较强抗性，临床治疗颇为棘手，目前尚无有效的治疗方法，其常规治疗主要有免疫治疗、化疗、生物治疗、近距放射疗法和外束放射疗法等。
近年恶性黑素瘤发病率和死亡率明显上升，肿瘤侵袭及转移是其治疗失败的主要原因，很大一部分肿瘤病人在初治时已有微小的或潜在的转移病灶。
为了能彻底治愈癌症，控制肿瘤侵袭和转移是治疗的关键。
黑色素瘤B16细胞株是生长在C57BL/6小鼠耳根部的自发性肿瘤，C57BL/6小鼠的B16移植瘤和转移瘤模型是肿瘤研究的常用模型之一。
小鼠成瘤实验：取对数生长的细胞，胰酶消化后培养基重悬收集细胞，用无菌磷酸盐缓冲液(PBS)调整细胞密度备用。
选用C57BL/6J 小鼠建立B16 细胞肿瘤转移模型，每组10 只。
试验组小鼠尾静脉注射浓度为5×10 6 /L 的B16 细胞悬液0.1ml，每组于接种细胞次日起腹腔注射药物，10 日后改为隔日注射一次。
于第21天，处死动物，取肝脏及肺组织，解剖镜下计数转移的结节数量，数码相机拍照，并对各组小鼠肺转移结节的数目进行统计学分析。
应用肿瘤转移疾病模型模型评价各组小鼠尾静脉注射接种肿瘤细胞后，生长良好，体重无明显变化，组间无明显差异。
第21 天时处死小鼠，取肝脏及肺组织，解剖镜下观察，可发现肝脏及肺组织有明显转移的结节。
解剖镜下计数转移的结节数量，可见给药组小鼠肝脏及肺结节数目明显低于阴性对照组。
取材：1.实验结束后每组取肝组织、肺组织和肿瘤组织，每个组织从瘤体中央分为2份，一份置于甲醛固定；另一份液氮冷冻置于-80度保存，用于分子生物学和WB检测等等。
关于器官的实验报告
一、实验目的1. 了解器官移植的基本原理和过程。
2. 掌握器官移植实验的基本操作方法。
3. 分析器官移植的优缺点及适用范围。
二、实验原理器官移植是指将一个健康或功能正常的器官移植到患者体内，以替代其受损或功能丧失的器官。
器官移植分为自体移植、同种移植和异种移植三种。
本实验主要研究同种移植，即供体和受体为同一种族，但非同一生物体。
三、实验材料1. 实验动物：小鼠、兔等。
2. 实验器材：解剖显微镜、手术器械、移植器官保存液、消毒液等。
3. 实验试剂：抗生素、抗凝剂、生理盐水等。
四、实验方法1. 供体器官的采集：选择健康的小鼠作为供体，采用戊巴比妥钠麻醉后，无菌操作下取出心脏、肝脏、肾脏等器官。
2. 受体器官的预处理：将小鼠麻醉后，无菌操作下切除相应器官，并立即置于移植器官保存液中。
3. 器官移植：将供体器官与受体器官进行吻合，采用静脉吻合和动脉吻合两种方法。
4. 术后护理：术后给予受体小鼠抗生素、抗凝剂等药物治疗，观察移植器官的功能恢复情况。
五、实验结果与分析1. 实验结果显示，小鼠心脏、肝脏、肾脏移植成功率较高，移植器官功能恢复良好。
2. 静脉吻合组小鼠移植器官功能恢复较快，术后7天基本恢复正常生理功能；动脉吻合组小鼠移植器官功能恢复较慢，术后14天基本恢复正常生理功能。
3. 术后观察，移植器官周围无明显的排斥反应，移植器官与受体器官吻合良好。
4. 实验结果说明，同种器官移植在动物实验中具有可行性，且移植成功率较高。
六、实验讨论1. 器官移植在临床医学中具有重要意义，能够挽救许多患者的生命。
本实验通过动物实验验证了同种器官移植的可行性，为临床器官移植提供了实验依据。
2. 器官移植过程中，移植器官的保存和吻合技术是关键。
本实验中，采用移植器官保存液和无菌操作，提高了移植器官的保存质量，降低了术后排斥反应的发生。
3. 器官移植术后，抗排斥治疗是关键环节。
本实验中，给予受体小鼠抗生素、抗凝剂等药物治疗，有效降低了术后排斥反应的发生。
小鼠取肾实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠肾脏的解剖位置。
2. 学习肾脏取材的方法和步骤。
3. 了解肾脏的结构和功能。
二、实验材料与用具1. 实验动物：成年小鼠2只。
2. 实验用品：解剖剪、解剖镊、解剖刀、生理盐水、剪刀、针筒、注射器、载玻片、显微镜、酒精灯、酒精棉球、滤纸、培养皿、显微镜载物台等。
三、实验步骤1. 准备工作：将实验动物处死，放入75%酒精消毒液中浸泡5分钟，取出后用生理盐水冲洗干净。
2. 解剖皮肤：将小鼠仰卧固定在解剖台上，剪去腹部的毛，用解剖剪剪开皮肤，暴露腹壁肌肉。
3. 解剖腹壁肌肉：用解剖剪剪断腹壁肌肉，暴露腹膜。
4. 解剖腹膜：用解剖剪剪开腹膜，暴露内脏器官。
5. 找到肾脏：观察内脏器官，找到肾脏。
肾脏呈红褐色，位于腹腔两侧。
6. 取肾脏：用解剖镊抓住肾脏，用剪刀将肾脏从肾脏周围组织中剪下。
7. 保存肾脏：将取下的肾脏放入培养皿中，用生理盐水冲洗干净，用滤纸吸干水分。
8. 观察肾脏：将肾脏放在载玻片上，用显微镜观察其结构。
9. 实验结束：将肾脏放入生理盐水中浸泡，用剪刀剪成小块，用于后续实验。
四、实验结果1. 观察到肾脏呈红褐色，表面光滑，有肾皮质和肾髓质两部分。
2. 在显微镜下观察到肾脏结构，包括肾小球、肾小管和肾间质等。
五、实验讨论1. 肾脏是人体的重要器官，具有排泄代谢废物、调节水电解质平衡和维持血压等功能。
2. 在本实验中，我们成功解剖了小鼠肾脏，并观察到了其结构特点。
3. 实验过程中，注意操作规范，避免对肾脏造成损伤。
六、实验总结1. 本实验成功解剖了小鼠肾脏，掌握了肾脏的解剖位置和取材方法。
2. 通过观察肾脏结构，了解了肾脏的功能和作用。
3. 在实验过程中，要注意操作规范，确保实验结果的准确性。
七、注意事项1. 实验过程中，注意操作规范，避免对肾脏造成损伤。
2. 实验结束后，将肾脏放入生理盐水中浸泡，防止肾脏腐败。
3. 实验过程中，注意观察肾脏的结构和功能，及时记录实验结果。
皮下移植瘤模型的建立方法
皮下移植瘤模型的建立方法可以使用多种不同的方法来建立皮下移植瘤模型，例如通过将实验动物裸鼠体内的细胞植入到其他裸鼠的皮肤下方来实现这一目标。
其中一种常用的方法是采用Hepa1-6细胞进行移植，具体步骤如下：
首先，从健康的小鼠体内提取Hepa1-6细胞并将其接种至平板培养皿中。
其次，在细胞充分生长之后将它们收集起来，并将一定数量的细胞注入到另一只裸鼠的皮肤下面。
最后，经过一段时间的观察和等待，可以在移植部位形成皮下移植瘤模型。
需要注意的是，在整个过程中需要严格按照相关实验规程和要求操作，以确保实验结果准确可靠。
此外，不同类型的细胞和移植方式可能会影响到移植瘤模型的质量和特性，因此在选择合适的方法时需要根据实验目的进行权衡考虑。
如何进行小鼠肿瘤模型的建立及鉴定
如何进行小鼠肿瘤模型的建立及鉴定小鼠肿瘤模型的建立及鉴定是癌症研究中非常重要的一步，可以用于研究肿瘤的发生机制、治疗策略以及评估新的抗癌药物。
下面将详细介绍小鼠肿瘤模型的建立及鉴定的方法并提供一些实用的技巧。
肿瘤模型建立的方法主要包括人工移植方法、化学物质诱导方法和遗传工程方法。
一、人工移植方法：1.将人类肿瘤细胞、移植物肿瘤组织或细胞株移植到小鼠体内，可以通过裸鼠或免疫缺陷小鼠模型建立人类肿瘤模型。
当细胞或组织取出并经过相关处理后，通过给小鼠注射或将其移植到小鼠体内，研究人类肿瘤的生长和发展。
2.移植人体肿瘤片段。
3.使用免疫缺陷小鼠模型，如裸鼠、严重联合免疫缺陷小鼠等，可以接受外源组织移植而不会引发排斥反应。
二、化学物质诱导方法：1.化学物质诱导肿瘤模型是通过给予小鼠致癌物质或诱导剂来诱发肿瘤发生。
2.应遵循相关伦理原则使用易获得且时间成本低的致癌物质。
3.诱导剂可通过各种途径给予小鼠，如口服、皮下注射、腹腔注射等。
4.对于使用化学物质诱导的肿瘤模型，需要在给药期间和给药后对小鼠进行定期观察和血液检测，以评估肿瘤的发生和发展情况。
三、遗传工程方法：1.遗传工程方法可利用转基因技术将特定肿瘤相关基因引入小鼠体内，例如，通过敲除或激活肿瘤抑制基因或癌基因等，产生特定类型的肿瘤模型。
2.通过基因敲除、敲入或点突变技术，可改变小鼠体内特定基因的表达水平，以模拟人类肿瘤的发生和发展。
确定小鼠肿瘤模型建立成功后1.观察和检测小鼠是否出现明显的肿瘤体积增大和质地变硬等症状。
2.定期观察小鼠的体重变化，以评估肿瘤对小鼠健康状况的影响。
3.使用体重表、肿瘤质量表等测量工具定期测量肿瘤体积，以评估肿瘤生长速度。
4.进行组织学检测，通过活体组织活检或解剖后进行病理学检测，以确定肿瘤种类和分级。
5.对肿瘤样本进行免疫组织化学染色、分子生物学检测等，以确定肿瘤的分子特征。
总结：建立和鉴定小鼠肿瘤模型是一项复杂的工作，需要专业的知识和技术支持。
小鼠肾纤维化模型
小鼠肾纤维化模型肾积水(hydronephrosis)是指尿液从肾盂排出受阻，蓄积后肾内压力增高，肾盂肾盏扩张，肾实质萎缩，导致肾功能减退。
梗阻性肾病其主要的病理生理改变是肾积水、肾盂及肾小管压力升高、肾间质水肿、炎性细胞浸润、肾间质内成纤维细胞增生、肾间质胶原蛋白聚集、肾间质增宽、肾小管萎缩，最终导致肾间质纤维化和肾单位减少，引起肾功能衰竭。
单侧输尿管梗阻是比较成熟的肾间质纤维化模型，结扎2周就可有成纤维细胞的增生和间质细胞外基质的生成。
但是由于输尿管的结扎使患侧肾盂中的尿液不能外排，加上对侧肾脏的代偿作用，所以一般情况模型组血肌酐、尿素氮、NAG以及24h尿蛋白仅明显高于正常组，但还处于正常范围之内，同时对侧肾一般也无明显改变，而患侧肾脏组织中大量炎症细胞浸润、肾小管和间质的结构严重破坏以及肾间质纤维化，最后肾间质呈现广泛的纤维化，而肾小球几乎没有病变。
因此单侧输尿管梗阻模型在研究肾间质纤维化方面使研究的靶点明确，有利于其病变机理及抗间质纤维化治疗的研究。
1.实验动物SPF级Balb/C小鼠，健康，雄性，4~6W，体重为18g~20g2.实验分组实验随机分组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组，每组15只动物。
3.实验周期7d，14d，21d，28d4.建模方法1. 小鼠3%戊巴比妥钠80mg/kg腹腔麻醉后侧卧，左侧背部脱毛2. 在大腿上方脊椎左侧1cm处开口，剪开皮肤及肌肉，3. 分离出左侧输尿管，在其上1/3处游离输尿管，6号线结扎2道，在其间剪断输尿管，清理伤口后分两层缝合，待小鼠清醒后，将其放回洁净笼具后放回饲养室饲养，定期观察小鼠状态及死亡情况并做好记录。
4. 在模型建立后7d，14d，21d，28d分别处死小鼠，取左侧部分肾组织于4%多聚甲醛溶液固定，石蜡包埋；其余肾组织液氮冷冻，-80度保存。
5.模型的评价1. 蛋白尿含量、尿NAG活性测定模型组术后2周、4周的24h尿蛋白含量以及尿酶NAG活性比正常组和假手术组明显上升。
慢性移植物抗宿主病狼疮小鼠模型制作步骤及方法
慢性移植物抗宿主病狼疮小鼠模型制作步骤及方法(1)复制方法体重为16g左右、年龄为6～8周龄的(雌性DBA/2×雄性C57BL/6J)F1代小鼠，通过尾静脉注射其母鼠DBA/2淋巴细胞诱导模型，观察12周。
先麻醉处死DBA/2小鼠，无菌分离其脾脏、胸腺、淋巴结，比例为3：2：1，将所取组织在生理盐水中研磨，过150μm 和70μm尼龙筛，镜下观察细胞存活状况，并计算细胞数量。
将制备好的淋巴液活细胞经F1代鼠尾静脉注入体内，注射剂量为每只鼠50×1000000个淋巴液活细胞，注射时间分别为0、3、7及10d，观察12周。
分别于实验预定时间收集模型小鼠尿液作尿蛋白浓度测定，同时采血测定血清肌酐(SCr)、尿素氮(BUN)、胆固醇(TC)、甘油三脂(TG)、白蛋白(ALB)等指标；并用间接免疫荧光法检测自身抗体dsDNA，用荧光显微镜观察。
取模型小鼠肾脏，分别作冰冻切片、常规石蜡切片及电镜超薄切片，光镜和透射电镜下观察。
(2)模型特点注射淋巴液活细胞后第4周起，模型小鼠活动减少，第8周时体重开始增加，毛发略暗，大部分小鼠可见皮下水肿，部分动物出现大量腹水，有的小鼠有抽搐样表现；注射后第10周，模型小鼠腹部明显增大，行动迟缓，毛发无光泽；肉眼可见其腹腔内有大量清澈腹水，脾脏、肾脏体积明显增大，肾脏苍白，分离血清呈乳糜样，小鼠成模率为96％，未成模小鼠均为雄性。
F1代小鼠注射母鼠淋巴细胞后2周即产生自身抗体，出现蛋白尿；4周时F1代小鼠血脂、血清肌酐、尿素氮轻度升高，镜下观察仅可见肾组织内系膜细胞轻度增生，无间质损害；8周时小鼠血液生化指标明显改变，白蛋白和总蛋白升高，至12周后白蛋白和总蛋白减少，镜下观察肾小球系膜细胞中度增生，间质有炎症细胞浸润，肾小管内有大量蛋白管型；12周时肾小球系膜呈中到重度增殖，内皮下可见大量免疫复合物，有局灶性或弥漫性肾小球硬化，出现类似人类Ⅵ型狼疮肾炎表现。
医学实验动物学实验二 模拟肿瘤接种
•人类的肿瘤能在裸鼠的体内生长，使裸鼠作为一 种疾病模型的载体，广泛地运用于研究人类移植 性肿瘤生长和转移。
三、影响被移植的动物组织或细胞成 活的因素
——组织的相容性 ——宿主对移植物的血供 ——供体组织或细胞的活性 ——其他因素
实验步骤 4.2
——在离目标区域中心点1-2cm处，用眼 科小剪刀作一2-3mm切口。
实验步骤 4.3
——用套筒针在切口处刺入皮下直至目标 中心区域，将组织块推入，并缓缓拔出。
实验步骤5——比较胸腺结构
解剖裸鼠，与KM鼠比较胸腺的区别 裸鼠胸腺只剩残基，基本上看不到
解剖裸鼠，观察胸腺残基
四、模拟移植物的选择
KM小鼠肾脏组织 ——肾脏组织是哺乳动物中血供较1ml/10g体重分别对裸鼠和KM小鼠腹腔 注射3.5%水合氯醛 。
待小鼠麻醉后，腹部朝上固定于小鼠固定板上。 以3%碘酒棉球和75%酒精棉球对KM小鼠进
行皮肤消毒；同时，对裸鼠腋部进行消毒。 用直头剪刀于KM小鼠生殖口上端切一小口，
实验步骤 3——取KM小鼠肾脏组织
用圆头镊将肠道拨向对侧，暴露肾脏。 用眼科剪刀取下肾脏，剥去肾包膜，放
入盛有生理盐水的培养皿中。 用剪刀将肾脏分解为若干2×2mm组织
小块，取边缘整齐、色泽红润为佳。 将一小块肾组织放入套筒针内备用。
实验步骤 4.1 ——组织移植
——选取组织的目标区域，常用区域为肋 侧（近腋窝处 ）。
解剖观察
实验报告要求:
完成实验指导上第13、16页二份 实验报告
在实验报告的实验结果一项中完 成小鼠解剖图
注意事项:
肾缺血再灌注损伤(RIRI)动物模型具体步骤及方法
肾缺血再灌注损伤(RIRI)动物模型具体步骤及方法原型物种人来源缺血再灌注，双侧肾动脉夹闭法模式动物品系Balb/c小鼠，SPF级，雄性，周龄：4~6周，体重：20g~22g实验分组随机分组：对照组，模型组，阳性药物组，受试药物组(3个浓度梯度组)，15只每组实验周期24h、72h建模方法1 选取20-22g左右小鼠，术前禁食12h，自由饮水。
2 3％戊巴比妥钠(80mg/kg)腹腔注射麻醉,小鼠背部去毛，消毒备皮。
3 在背部脊椎旁0.5cm、肋骨下缘0.5cm处剪开皮肤及肌肉，可见到肾脏, 小心分离出两侧肾脏的肾动脉，迅速用动脉夹夹闭两侧肾动脉。
4 缺血45min后松开动脉夹，恢复血流，观察肾脏恢复情况。
5 分两层缝合开口,待小鼠清醒后，将其放回洁净笼具后放回饲养室饲养，定期观察小鼠状态及死亡情况并做好记录。
6 对照组不做缺血处理，其他操作相同。
7 分别取再灌注0h、3h、6h、12h、24h、72h六个时间点取材。
麻醉小鼠，摘眼球取血，室温静置2h后于4℃3000r离心10分钟提取血清，放入-80冰箱冻存。
同时取左肾组织留作病理标本，右肾组织分生标本。
应用可用于研究肾缺血再灌注损伤在临床预防和治疗中的作用1. 血清生化指标检测：取各时间点（0h、1h、3h、6h、12h、24h、72h)血清，检测血清BUN（尿素氮）和Scr（血肌酐）水平,评估肾功能。
2. 肾系数检测:摘取双侧肾脏后，生理盐水冲洗，称重计算肾系数。
肾系数=双侧肾重（mg）/体重（g）3.肾小管坏死的评分:每张切片×200 倍镜下取外髓质部10 个视野，按0 = 正常，1 = 轻微损伤(受损肾小管< 5%)，2= 轻度损伤(受损肾小管5 %～25 %)，3 = 中度损伤(受损肾小管25 %～75 %) ，4 = 重度损伤(受损肾小管> 75 %) 作半定量分析并计算其均值，作为肾小管坏死的评分指数。
4％多聚甲醛溶液固定48h。
早期静脉移植小鼠模型的实用技术和原理
早期静脉移植小鼠模型的实用技术和原理小鼠模型作为相对较新而强大的研究工具来研究内膜增生和静脉旁路移植失败壁重塑。
在过去的十年有报道过许多各种各样的模式，然而，这些方法还需要完善的准备工作，精挑细选的精良设备，显微外科专业技术，先进的组织处理和数据采集技术。
本次综述比较了几种描述模型（基于我们的个人经历）来切实帮助想要利用静脉移植失败小鼠模型的研究者。
（十Vasc外科杂志2010;。
52:444-52）临床意义：通过静脉移植的血管重建手术能够显现直观的效果并常常使远端器官产生意想不到的效果。
然而，有相当比例的静脉移植后常常在早期发展出现了狭窄。
引起失败的生物学和物理学之间复杂的相互作用的机制受到临床设备数量和质量限制和系统的不足，诸如通过计算机模型和细胞培养系统无法模拟临床环境。
综述概括了小鼠静脉移植模型的power和局限性，它包括以实践经验为基础，为旨在利用这一工具研究人员的提供些建议。
自体静脉旁路手术是腹股沟以下的下肢闭塞性疾病或冠状动脉闭塞患者的部分治疗选择; 1因此，在美国，每年有五十多万患者进行静脉移植。
然而，当代数据显示，近百分之40的患者进行下肢静脉移植术后一年内出现闭塞。
2几乎一半的患者（75％狭窄）心脏搭桥在静脉移植术后一年之内死亡。
3这些结果导致终末器官缺血反复发作，再次进行复杂（且昂贵）血运重建，并造成人肢体甚至生命失去。
内膜增生和负（向内）静脉壁重塑的是静脉旁路移植失败的罪魁祸首。
前者已被深入研究了数十年,4 - 6，而后者最近才引发研究兴趣。
7,8由于来自患者的动脉化的静脉导管组织很少，而且由于现代细胞和组织培养方法无法模仿早期静脉移植失败的多因素的事件，因此，动物模型作为基本工具用来探讨静脉移植适应的机制。
有许多失败的动脉化静脉旁路移植术动物模型，例如，小鼠,9 - 15鼠，兔16，17,18犬，猪19日，20猴，21,22和狒狒。
23由于基因敲除和转基因技术的发展，在过去的二十年对小鼠在血管研究中使用取得了蓬勃的发展。
小鼠肾移植模型:3种创新术式
小鼠肾移植模型：3种创新术式汤周琦;冯晨;李亚光;李腾芳;张和栋;曾颖祺;彭龙开;谢续标;彭风华;代贺龙【期刊名称】《中南大学学报（医学版）》【年(卷),期】2024(49)2【摘要】目的:小鼠肾移植模型手术难度大,成功率低,难以掌握,本研究拟改良并探索新型小鼠肾移植模型,为移植免疫基础研究提供借鉴。
方法:分别建立小鼠腹部缝合法原位肾移植模型、腹部套管法原位肾移植模型和颈部套管法异位肾移植模型共57对供受体。
供受体采用BALB/c小鼠或C57BL/6小鼠;供受体均选用8~12周龄、体重20~25 g的雄性无特定病原级小鼠。
总结和比较3种模型的技术特点和手术时间、并发症、病理学检查等术后早期指标。
结果:成功建立3种不同手术方式的小鼠肾移植模型。
3组小鼠供肾热缺血时间比较差异无统计学意义(P=0.5104),腹部缝合组的供体手术总时间与腹部套管组和颈部套管组比较最短[(18.3±3.6)min vs(26.2±4.7)min和(22.8±2.5)min;均P<0.0001]。
冷缺血时间比较3组差异有统计学意义(P<0.0001),腹部套管组、颈部套管组及腹部缝合组分别为(88.8±6.7)、(60.8±4.1)及(43.3±5.0)min。
受体由于吻合方式不同,颈部套管用时最短[(17.6±2.7)min],腹部套管用时最长[(38.8±5.4)min]。
受体的总手术时间比较差异有统计学意义(P<0.0001),腹部缝合组、颈部套管组及腹部套管组分别为(44.0±6.9)、(64.1±5.2)及(80.0±6.0)min。
在并发症发生方面,32只腹部缝合组中6只发生术中出血,其中1只因为动脉内膜损伤出血,5只为血管开放后出血;6只小鼠发生输尿管并发症,包括输尿管膀胱吻合口狭窄、坏死以及肾盂积水;2只小鼠术后发生腹腔感染。
一种IgA肾病小鼠肾功能不全模型的建立方法[发明专利]
![一种IgA肾病小鼠肾功能不全模型的建立方法[发明专利]](https://img.taocdn.com/s3/m/7b7e98ea7e192279168884868762caaedd33bac8.png)
(19)中华人民共和国国家知识产权局(12)发明专利申请(10)申请公布号 (43)申请公布日 (21)申请号 201810844253.5(22)申请日 2018.07.27(71)申请人 上海中医药大学附属曙光医院地址 200021 上海市黄浦区普安路185号(72)发明人 高建东 史丽强 万强 刘伟伟 吴燕升 林评兰 (74)专利代理机构 上海卓阳知识产权代理事务所(普通合伙) 31262代理人 周春洪(51)Int.Cl.A01K 67/02(2006.01)A61K 35/74(2015.01)A61K 38/38(2006.01)A61K 49/00(2006.01)(54)发明名称一种IgA肾病小鼠肾功能不全模型的建立方法(57)摘要本发明涉及一种IgA肾病小鼠肾功能不全模型的建立方法，所述方法选取BALB/C小鼠为动物模型，实验步骤为：1.隔日给予口服低内毒素牛血清白蛋白酸化水溶液灌胃，持续五周；2.第六周时定时尾静脉注射2％BSA缓冲液0.2mL，每日1次，连续3天；3.第9周至第11周观察小鼠一般状态；4.第12周起尾静脉注射SEB缓冲液0.2mL，剂量为每只小鼠0.8mg/kg，每周1次，连续3周；第15周为试验终点。
其优点表现在：(1)本发明有效降低了IgA肾病小鼠的死亡率；(2)本模型可以更好的模拟人类IgA肾病的发病机制，进一步筛选治疗IgA肾病的药物。
(3)技术操作简便，动物模型成功率高，有很好的应用前景。
权利要求书2页 说明书7页 附图3页CN 108935316 A 2018.12.07C N 108935316A1.一种IgA肾病小鼠肾功能不全模型，是由下列方法制备得到，该方法选取BALB/C小鼠为动物模型，所述方法包含以下步骤：(1)选取BALB/C小鼠适应性喂养一周后，隔日给予口服低内毒素牛血清白蛋白酸化水溶液灌胃，持续五周；(2)将步骤1所得到的小鼠在第六周时定时尾静脉注射2％BSA缓冲液0.2mL，每日1次，连续3天；(3)第9周至第11周观察小鼠一般状态；(4)第12周起尾静脉注射SEB缓冲液0.2mL，剂量为每只小鼠0.8mg/kg，每周1次，连续3周；(5)第15周为试验终点。
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小鼠肾脏移植模型具体步骤及说明
动物案例
57BL/6、BALB/C
造模方法
血管吻合采用供受体腹主动脉和下腔静脉端-侧连续缝合，尿路重建采用供受体输尿管端-端吻合
供体手术
腹部正中切口，选择左肾作为供肾，显露左肾及血管，游离左肾血管下方1.0～1.2cm处的腹主动脉及下腔静脉，结扎并剪断其侧支和左侧精索动静脉、左肾
上腺动静脉，游离左肾及输尿管，阻断远心端腔静脉和腹主动脉，于左肾血管上方分别结扎阻断腹主动脉和下腔静脉，并在左肾血管下方约5mm处剪断下腔静脉，以使灌注液从此处流出，6号套管针穿刺腹主动脉远端，拔取针芯，低压、匀速(0.8～10ml/min)注入10～15ml4℃的H-CA液，直至从下腔静脉流
出清凉的灌注液和左肾变为黄白色为止。
灌注完毕，在结扎线以上剪断腹主动脉和腔静脉，在左肾输尿管中段剪断输尿管。
此时左肾、血管及输尿管均已完
全游离，将左肾及其附带的血管、输尿管放入4℃H-CA液中保存。
受体手术
腹部正中切口，肠管右置，盐水纱布覆盖，充分暴露左肾及血管。
将4℃肝素盐水2ml(50U/ml)注入右侧腹膜后进行全身肝素化。
以5/0的线结扎肾蒂，行包膜下肾切除。
游离左肾动脉下方1.0～1.2cm处的腹主动脉和下腔静脉，并结
扎其所有的侧支，在腹主动脉的预计吻合口处，仔细剪去部分血管外膜，以备血管吻合。
在受体大鼠腹部左侧，将供肾放在两层冰棉片之间，维持供肾的低温状态。
分别在左肾血管下方和髂血管水平处用阻血夹阻断下腔静脉和腹主动脉的血流。
判断确无血液回流后，将下腔静脉和腹主动脉分别纵向剪开一与供
体血管口径相吻合的小口，长约4～6mm。
在6～10倍手术显微镜视野下，先吻合动脉后吻合静脉，第1针从12点的位置开始，用9/0线做连续吻合血管右侧壁直至6点位置，然后连续吻合左侧壁，每侧缝6～7针，以同样的方法吻合下腔静脉。
吻合结束后，开放阻血夹，可见供肾迅速转红，肾动脉有明显搏动，肾静脉充盈。
如果吻合口有渗血，轻压2～3min，不要随便加针，以免造成吻合口狭窄。
尿路重建
血管吻合成功后，观察2～3min，见供肾输尿管蠕动并有清亮的尿液流出时开始重建尿路。
在平受体左肾下极水平处锐性游离受体输尿管并剪断，修剪供体输尿管至合适长度，肝素盐水冲洗断端。
25倍显微镜视野下，用11/0的显微手术缝线两定点法间断1～2针吻合输尿管前壁，以两定点牵引线翻转至输尿管后壁，间断1～2针吻合供受体输尿管后壁，完成尿路重建后，观察吻合口有无狭窄和血栓，若输尿管蠕动正常，将肠管左置，肾包膜下行受体右肾切除。
关腹
腹腔无出血渗血及棉球滞留后，将肠管复位。
将肝素盐水2～4ml注入腹腔，以补充受体体液丢失并防止血栓形成。
用1/0线腹壁分层连续缝合关腹。
造模周期
约1h一对
模型成功率
90%。