实验动物的基本技术和方法
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验基本技术
动物实验基本技术1.实验动物的分组：①分组原则：实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
②建立对照组：空白对照：指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究；实验对照：指在一定实验条件下所进行的观察、对比；标准对照：是以正常值或标准值作为对照，在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照：在观察的不同时期接受不同疗法，然后比较它们的差异，这种方法也称自身交叉对照；相互对照：各实验相互对照。
2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。
3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。
4.实验动物的给药和采血：小鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
大鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛（窦）取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
5.实验动物麻醉方法：对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。
①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类，非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等，以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。
全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径，吸入麻醉法用挥发性麻醉药，注射麻醉法用非挥发性麻醉药。
其中，麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法，动物实验大都采用开放吸入法。
而注射麻醉法，在动物实验中比较常用，麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠；家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻，啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。
动物实验的基本技术
动物实验的基本技术动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验基本技术和方法及成功之路
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家 兔 给 药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛，用手指弹动或轻 揉兔耳，使静脉充盈， 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入， 将药液注入，然后拔出 针头，用手压迫针眼片 刻。
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给
药
静脉注射 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
第六节
动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法 1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
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动物实验的基本技术操作方法
一、动物实验的常用方法
近年来由于电子显微技术的进展，不仅可以 观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结构的 变化，而且也可以运用电子扫描方法对动物 器官的微小结构进行完整的表层观察。
一、动物实验的常用方法
9．免疫学观察法 注入抗原使动物致敏，制备各种抗血清， 如常选用新西兰或大白耳家兔制备病原体 免疫血清、间接免疫血清、抗补体抗体血 清、抗组织免疫血清等。采用免疫荧光技 术、酶标记免疫技术、放射免疫测定技术、 免疫电镜技术等对动物免疫后各种免疫变 化进行检查。
五、实验动物被毛的去除方法
使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被 毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺 激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所 需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗 去脱落的被毛，以纱布擦干局部，涂一 层油脂即可。
六、实验动物给药途径和方法
给药的途径和方法是多种多样的， 可根据实验目的、实验动物种类和 药物剂型等情况确定。
一、动物实验的常用方法
7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观 察记录，如心电、肌电、脑电等；对动物组 织中各种活动物质用生物化学法测定，如各 种酶，激素等。
一、动物实验的常用方法
8．病理解剖学、组织学观察法 采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、 分析动物各种疾病时病理组织学改变。可 从组织学的角度来探讨疾病防治机理，例 如通过阑尾组织切片和肉眼观察，分析口 服中药、针刺或局部敷药对有炎症阑尾的 影响，阐明不同证型时阑尾变化的病理学 特点以及某些病人用中西医结合非手术治 疗后复发的原因。
小鼠的灌胃给药
几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升） 几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
注射途径 腹 肌 静 皮 腔 肉 脉 下 小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0.2-0.5 0.1-0.5 大鼠 1-3 0.2-0.5 1-2 0.5-1.0 豚鼠 2-5 0.2-0.5 1-5 0.5-2 兔 5-10 0.5-1.0 3-10 1-3 狗 5-15 2-5 5-15 3-10
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
第十章 动物实验基本技术和方法
湖南中医药大学 实验动物中心
第一节 动物实验分组
分组原则：使一切干扰实验的因素分配到 各组时只受纯机遇的抽样误差的影响，而 不受实验者主观因素的影响，严格按照随 机分组的原则进行。 确立实验总组数和总动物数：动物实验应 设立各种对照组，实验组包括不同处理因 素组和实验需要总动物数。确定实验总组 数后，再确定每组样本数量和实验需要总 动物数。
第七节、实验动物尿液粪便采集
一、压迫排尿排便法 二、代谢笼法：此法较常用于大、小鼠，成熟 小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h
B.兔耳缘静脉注射法：一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，
先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用 75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手示 指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端， 环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的 远心端刺入血管，将药液注入，注射完毕，用棉球压 住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。 C.犬前肢内侧头静脉注射法：抓取和固定好犬。由助 手将犬前肢根部用手握紧，或用胶皮管绑住，使静脉 充盈。实验者左手托住犬前肢，右手持连有7号针头的 注射器刺入内侧皮下的头静脉，进针1cm后回抽见血， 即可注射。
2.皮内注射：一般用于接种或过敏实验。将药液注射 在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱 去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使 之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头， 紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺 入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色 小皮丘。
3.肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧，不溶于水的油剂药物常采 用肌肉注射。 4.腹腔注射：用大、小白鼠做实验时，以左手抓 住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左 （或右）下腹部刺入皮下，使针头向前 推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针 头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动 物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物 为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm 处。
动物实验基本技术和方法
动物实验基本技术和方法
细胞培养与分离
细胞培养技术是实验室中使用最广泛的技术之一，在分子生物学领域中，它是可以在实验室环境控制的条件下培养活细胞的技术。
它是将细胞
及其产物从原始组织中分离出来，使细胞生长、增殖、繁殖，明确细胞形态、核型和功能结构．
细胞培养的基本技术包括：
1.细胞收集技术：通常是用生化组织学技术，以腹腔注射、血液抽取、经鼻粘膜术等从动物身体中取得细胞，在此过程中要避免注射液等外界刺
激引起的炎症反应带来的细胞损伤。
2.细胞的解剖分离：利用生化操作，如断裂、打散等，获得单细胞或
少量细胞的集合。
3.细胞培养和培养条件：细胞培养采用两种培养方式，即细胞培养皿
和玻片培养，一般就细胞培养瓶选用50mlPA金属瓶，玻片培养的固有形
态较好，容易观察到细胞的形态、核型、细胞器以及胞质的结构。
在培养
液中添加一定量的葡萄糖、酮类、低聚糖以及多种微量元素等，另外，还
要控制培养瓶或玻片中使用的氧气浓度，使培养条件趋于理想。
4.细胞实验的操作：此部分包括一些相关技术，如PH信号检测、染
色检测、血清学检测、冷冻封存及免疫检测等。
动物实验基本技术和方法
（十三）静脉注射(i.v)：
小鼠：尾静脉
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01
大鼠：尾静脉、
阴茎静脉、 舌下静脉、 浅背侧跖静脉
02
大小鼠有上、左、右 3根尾静脉，成品字型 小鼠尾静脉注射
（一）自动口服：加入饲料或饮水
投喂药片：掰开口，放到舌根部
八、给药途径与方法
（三）灌胃（i.g)
1
2
小鼠、大鼠、豚鼠
狗、兔、猫、猴
#2022
动物最大灌胃量
直肠给药 呼吸道给药 滴鼻 点眼 经皮肤给药：常用于检测药物、毒物、化妆品等的透皮吸收、局部作用、至敏作用等。家兔和豚鼠选择脊柱两侧皮肤，大小鼠常采取浸尾方式。 皮内注射(i.d)：一般用于接种或过敏实验。将药液注射在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
皮下注射(s.c)：注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 （十一）肌肉注射(i.m)：股部肌肉
（十二）腹腔注射(i.p)：用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
动物实验技术与方法
小白鼠后眼眶静脉丛取血方法
大白鼠后眼眶静脉丛取血方法
1
股动脉采血：大量取血时常用此法。需手术分离股动脉。小鼠的一次采血量可达0.5ml，大鼠可达2.0ml。
2
断头采血
3
心脏采血Biblioteka 狗股动脉取血方法猕猴后肢静脉取血方法
小白鼠断头取血方法
大白鼠颈静脉取血方法
兔耳缘静脉取血方法
第八章
狗颈静脉取血方法
皮毛：有无光泽、出血、干燥； 眼：有无眼屎、流泪、白内障、角膜损伤等； 耳：有无外伤、耳壳曲折、中耳炎等； 四肢：有无弯曲、脱臼、外伤、关节炎； 肛门：有无下痢、血便、脱肛等。
动物外观健康检查
编号标记 目的：为了分组 要求：清晰、耐久、简便、适用 颜料标记 颜料标记适应于较大量的大、小鼠等小动物的编号。常用的颜料有5%苦味酸溶液 (黄色)、2%硝酸银溶液 (咖啡色)、0.5%中性品红溶液 (红色)、煤焦油的酒精溶液(黑色)。颜料号的原则是先左后右，从上而下。
兔、犬：导尿管 脑脊液采集 胸腔积液 腹腔液 其他：胃液、胆汁、关节液
消化液采集
胃液的采集 通过刺激，使胃液分泌增加，再用插胃管的办法抽取胃液。
胆汁的采集 采集胆汁需要施行手术。
胰液的采集 胰液的采集基本同胆汁的采集。
尿液采集
5．静脉注射
小鼠尾静脉注射方法
小鼠尾静脉注射方法
狗前肢内侧皮下静脉注射方法
狗后肢静脉注射方法
猪灌胃方法
第六章
各种动物一次给药能耐受的最大容量(ml) 动物 灌胃 皮内注射 皮下注射 肌肉注射 腹腔注射 静脉注射 小鼠 0.9 0.1 1.5 0.2 1.0 0.8 大鼠 5.0 0.1 5.0 0.5 2.0 4.0 兔 200 0.2 10 2.0 5.0 10 猫 150 0.2 10 2.0 5.0 10 猴 300 0.3 50 3.0 10 20 狗 500 0.3 100 4.0 __ 100
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第二节实验动物的分组和标记
在实验前对动物进行随机分组和编号标记。
分 组 方 法 随机化分组方法 单纯随机抽样 均衡随机抽样 随机化方法 抽签法：用带数字的卡片（如纸牌）随机抽取。 若分两组，可用奇偶数为代表；若分四组，可用4 种花色为代表随机分组
抽卡片法随机分组
随机分组 15 抽卡数字 8 6 4 7 10 13 7 7 6 2 11 4 2 12 9 除以3的余数 2 0 1 1 1 2 1 1 0 2 2 1 2 0 0 初步分组 c a b b b c b b a c c b c a a 表中 b 组为 6 只， a 组为 4 只，需再调整。再重新抽一 卡片，将其数字除以 6 得余数为几即挑第几只放入第 三组。 随机数字表法：基本同上 动物编号 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
四. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行 ,手术人员应作一系列 的无菌的准备。虽然实验动物有不同的微生物控制 等级，但手术人员不管做什么等级动物的手术，都 应该遵循无菌手术的基本原则。因此手术人员在术 前应作下列准备: （ (一）手术所需人数 （二） 更衣 （三） 手、臂的清洁和消毒
特殊实验动物设施包括三类：感染（生物 危害）实验设施、化学污染动物实验设施、 放射性污染设施。 生物危害特殊动物实验设施是指用病原体 对动物进行实验感染的一种特殊屏障设施。 目前，国内外根据病原微生物对人和动物 的危害程度把感染动物实验设施分：BSL1(P1)、 BSL2(P2)、BSL3(P3)、BSL4(P4)级。
（一）普通动物实验观察室环境设施 条件要求
1． 环境特点
①普通环境设施符合动物饲养的基本要求，不 能完全控制传染因子；②没有进行严格的环境 控制和微生物控制，但也应达到普通动物环境 条件的基本要求；③普通环境室内空气与外界 直接相通；④适用于普通动物实验的饲养观察
2．饲养观察室内需要的基本设备
（二）清洁动物实验观察室环境设施条件要求
动物实验设施是指以研究、试验、教学、生物制品和药 品生产等为目的，进行实验动物饲养、试验的建筑物、设 备以及运营管理在内的总和，包括：一般动物实验环境设 施、特殊动物实验设施、实验仪器设备。 用于一般动物实验的环境根据对饲养动物的微生物控制程 度和空气净化程度，分为： 普通环境（Conventional condition）普通级动物实验 屏障环境（Barrier Condition）SPF级动物实验 隔离环境（Isolation condition) 悉生和无菌动物实验
动物实验前的理论准备
有关理论知识的学习 查找有关动物实验的基础知识 常用实验动物的生物学特点及其应用 实验动物的选择原则
动物实验前的条件准备
动物饲养室、动物实验室及饲养器具的 准备 应检查动物笼器具的数量、饲养室卫生 及消毒情况。 环境控制：理化因素、居住因素、营养 因素、生物因素。
动物实验室及相关设施
第八章 动物实验基本技术 及方法
第一节
动物实验前的准备 第二节实验动物的分组和标记 第三节 实验动物的抓取与固定 第四节 实验动物麻醉方法
第五节
实验动物的给药、采血方法
第一节 动物实验前的准备
动物实验前要进行一系列的准备工作，包括理论准 备、条件准备、预备实验。 理论准备主要指了解动物实验的基础理论知识，选 题立项和设定假设、研究计划和方案的制定、实验 方法及实验动物的选择、参考文献的查阅等。 条件准备指仪器设备的备臵和校准、药品的配制、 器械的准备、实验动物的购入、实验场所消毒与器 具配套等。 预备实验是正式实验的预演。
小鼠的抓取
小鼠的固定
大鼠 的固定
家兔的抓取与固定
1.
2.
3.
手固定 固定器固定 手术固定台固定
兔的 抓取
兔的固定
豚鼠的抓取与固定
豚鼠的抓取
犬的抓取与固定
犬的捉拿保定方法较多。未经训练和调教的犬性情凶恶，
为防止在保定时被其咬伤，应对其头部进行保定。捉拿犬 时可用铁钳固定犬的颈部，用长一米左右的绷带，打一个 猪蹄扣套在鼻面部，使绷带两端位于下颌处并向后引至颈 部打结固定。还有一种使用网口的方法也较简单，即用皮 革、金属丝或棉麻制成的口网，套在犬口部，并将其附带 结于耳后颈部防止脱落。 如实验需要麻醉时，可麻醉后去除铁钳仰卧于"V"型犬实验 台上，拉出犬舌，最好用一塑料棒闩于犬上下臼齿之间并 用绷带固定好。拉出的犬舌上应放一块沾有生理盐水的纱 布，以免损伤犬舌。头部和四肢的保定与兔相似，可根据 具体实验条件而定。
麻醉前的准备
在麻醉前几天要注意观察动物的采食情况。对猫、 犬、猪或非人灵长类大动物，在麻醉前8-12h应 禁食，以免麻醉或手术过程中发生呕吐，家兔和 啮齿类动物无呕吐反射，术前无需禁食。动物在 麻醉前给予一定量的饮水。 大动物实验前要给予一定量的安定剂和阿脱品类 药物，减轻动物的过度紧张和减少唾液分泌以利 于气管插管操作。 根据实验部位和种类，给予动物脱毛等。
3级
ABSL-3
4级
ABSL-4
ABSL：动物生物安全水平；BSC：生物安全柜。
动物的引进
在动物实验的各项准备工作中，动物的引进是一个 重要的环节。在引进动物前，应确定引进动物的种 类、品系、规格、数量及动物微生物控制等级等。 引进动物前，应检查各项准备工作是否就绪，如饲 养动物的器具、器材是否准备好，饲养室的卫生和 消毒情况；此外，还应检查动物的笼卡、实验记录 本、垫料、饲料、秤等实验必须品是否准备好。
猕猴的抓取与固定
其它动物的抓取与固定
羊的固定
两栖类动物的抓取与固定
A
B
鸟类的抓取与固定
第四节 实验动物麻醉方法
恰当的麻醉方法对保证动物试验的顺利进行和获得满 意的试验结果有着非常重要的作用。有全身麻醉和局部 麻醉，局麻仅适用大、小鼠，沙鼠，且对豚鼠和兔也很 少使用，在这里就不述。 全身麻醉分为药物麻醉和气体吸入麻醉两种。药物麻 醉虽可以长时间保持深麻醉期，但如不精确的考虑动物 的种类、品系、年龄、性别以及健康状况而给药，就会 导致动物的死亡；吸入麻醉保持深麻醉期较短，还必须 辅以其它辅助麻醉方法，比较繁杂。
二.实验药品、试剂的准备 三.实验器械的准备 实验器械准备得充分、适当，有助于实验的顺 利完成。 不同类型、部位的实验使用的实验器械种类、数 量不尽一致。 实验器械包括完成实验所需要的检测仪器、实验 时动物的固定器械、动物外科手术器械。
( 一)
常用动物外科手术器械
（二）手术器械的消毒
手术器械常用的消毒方法有：煮沸灭菌法 、高压蒸气灭菌法和化学药品灭菌法。 （三）敷料、手术巾、手术衣、帽、口罩的消 毒.
动物的性别判定
判断方法 根据动物的生殖器与肛门之间的距离远近进行 判断，距离长的是雄性，短的为雌性。
雄
雌
小鼠的性别判定
第三节 实验动物的抓取与固定
注意自我防护 动物在保定过程中如果逃逸，要及时抓捕。 避免损伤动物。
小鼠的抓取与固定
手固定-----灌胃、腹腔给药、取血等 固定器固定-----静脉给药、尾静脉取血 固定板固定------外科手术等
常用麻醉药物
全身麻醉药： 乙醚 戊巴比妥钠 水合氯醛 氯安酮 局部麻醉剂： 普鲁卡因/利多卡因
麻醉方法
全身麻醉： 吸入麻醉 腹腔或静脉麻醉 局部麻醉
注意事项
乙醚为易燃物品，要注意防火； 准确计算麻醉剂量，避免麻醉过量致使动物中毒死 亡，有些动物存在个体差异，应具体对待。 注射时，一般要求缓慢，随时观察动物的反应，适 可而止，当动物肌肉松弛，角膜反射消失，足爪紧 张性下降时，应慢速或停止注射药物。 麻醉时需注意保温。 作慢性实验时，在寒冷季节，要将麻醉剂加温至动 物体温水平。 麻醉过量时应采取立即抢救措施。 注意人员安全
动物的运输
若是从外地购入动物购入动物时，无论运输距离
的远近，都应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以 及途中污染和窒息死亡等问题。 需若是购入或领取清洁级以上的实验动物，应注 意运输工具。应采取带有空气过滤膜的无菌运输罐 或带过滤帽的笼盒运输，严格检查其密封状况。 新购进的动物最好不要立刻进行动物实验，应将 动物雌雄分开，并分笼在隔离区饲养一段时间，以 便动物得以恢复体能并适应新的环境。
1 、清洁级动物实验要求饲养在温湿度恒定的（半） 屏障系统中。 其特点是： ①与外界隔离，有缓冲间。 ② 物品经灭菌处理后进入屏障系统中。 ③ 实验人员进出要严格按屏障系统操作规程操作
2、屏障系统饲养观察室内的基本设备 必需设备：超净工作台
(三）SPF级以上动物实验观察室环境设施 条件要求
1.SPF级以上的动物观察饲养在屏障系统或隔离系统 中 其特点是： ①空气、饲料、水、垫料和实验器具均应无菌. ② 实验人员要严格按隔离系统操作规程操作。 2．隔离环境观察室内的基本设备 必需设备：超净工作台
空气层流架的操作规程
使用前，
清洁层流架的内环境，消毒，灭
菌。 进入层流架的一切物品必须经过灭菌处理。 打开层流架门之前，应加大层流架内的送风 量，以避免架内环境污染。 实验操作时，须在超净工作台内进行。
IVC系统的操作规程
1、 IVC系统的安装和消毒 2、IVC系统上的动物饲养盒必须在超 净工作台 内打开，无菌 操 作。 3、实验完毕，动物饲养盒必须在超净 工作台内盖 好上盖 后，方能离开超净工作台，放在IVC系统 上。 4、检查进气孔和排气孔是否成功对接
购入动物时应注意以下几个方面的问题:
1.购买动物时应向供应部门索取动物的相关资料， 如动物的遗传背景和微生物资料（动物质量合格 证），以及动物品系、年龄、体重、胎次等。 2.购买动物时应仔细观察动物的状态，对动物进 行外观的健康检查：皮毛是否有光泽、眼有没有眼 屎、四肢有无肿胀溃烂、肛门周围有无脏物等。同 时要核对动物的数量等是否符合实验要求。 3.根据试验观察时间长短的需要，同时购入或领取 相应数量的饲料和垫料。