第二章、第三章外植体选择和消毒
植物组织培养
• 培养室最重要的因子是温度，一般保持 在20~27°C左右，具备产热装置，并安 装窗式或立式空调机。
• 室内湿度也要求恒定，相对湿度以保持 在70%~80%为好，可安装加湿器。
• 控制光照时间可安装定时开关钟，一般 需要每天光照10~16小时，也有的需要连 续照明。
• 现代组培实验室大多设计为采用天然太 阳能作为主要能源，这样不但可以节省 能源，而且组培苗接受太阳光生长良好， 驯化易成活。在阴雨天可用灯光作补充。
水
培
无机盐
养
基
有机物
成
分
植物激素
培养体支持材料 辅助性物质
• 水（H2O）
• 配制培养基母液时要用蒸馏水，以保持母 液及培养基成分的精确性，防止贮藏过程 发霉变质。
• 大规模生产时可用自来水。但在少量研究 上尽量用蒸馏水，以防成分的变化引起不 良效果。
无机盐
• 元素名称
添加形式
•
N
• 大量
P
• 元素
它的硝酸盐含量较其他培养基为高，广泛用于 植物的器官、花药、细胞和原生质体培养效果 良好。
（2）B5培养基：是1968年由Galmborg等为培养大 豆而设计的。
特点是含有较低的铵，这可能对不少培养物的 生长有抑制作用。从实践得知有些植物在B5培养 基上生长更适宜，如双子叶植物特别是木本植物。
（3）White培养基：是1943年由White为培养番茄 根尖而设计的。1963年又作了改良，称作White 改良培养基，提高了MgSo4的浓度和增加了硼素。 特点是无机盐数量较低，适于生根培养。
（5）再分化（redifferentiation）：将脱分化 形成的愈伤组织转移到适当的培养基上继续培 养，这些无定形的愈伤组织又会重新分化出根、 茎、叶、花形成完整植株的过程。
2-2外植体
衰败型
NH4＋ 生长素
保守分裂型
NH4＋ 生长素
细胞分裂素 NO3-
亢进分裂型
成功案例：王海波（1989）通过调整培养基中 2，4-D的水平建立了小麦胚性愈伤组织无性系， 诱导了松脆愈伤组织，建立了悬浮系，游离原 生质体
六、愈伤组织的细胞分化
维管组织是最先分化的组织。
1 影响维管组织分化的因子 （1）生长素 （2）蔗糖（麦芽糖、海藻糖） （3）细胞分裂素 （4）温度、光照
栽培胡萝卜： 培养基中不含还原氮，只要氧化氮浓度相 当高，也能形成体细胞胚，但发生率低。 还原氮和氧化氮的最适合比是 10mmol/L : 40mmol/L
只以还原氮为氮源时，经常调节培养基的 PH值使其保持在5.4，胚胎发生率可与两种 氮比例适宜时相当。但当PH在4天内降到 4-3.5，对胚胎发生有抑制。 最低数量的内源还原氮量：5mmol/kg鲜组 织。
1%
2% 2.5－3.5% 4%
很少形成
形成 形成 很少或不形成
不形成
很少或不形成 形成 形成
但葡萄糖、果糖、其它单糖无作用。生长 素对维管组织分化所起的作用在很大程度 上取决于糖的存在。
第六节
愈伤组织中的形态发生
一、器官发生（organogenesis)（茎芽分化） 二、体细胞胚发生(somatic embryogenesis) 三 人工种子
禾谷类植物
外植体 诱导培养基（2，4-D） 愈伤组织
再生培养基（分化培养基）
（不含2,4-D或含IAA或NAA） 茎芽分化
苜蓿
外植体 诱导培养基（2，4-D，激动素） 愈伤组织
再生培养基（分化培养基）
外植体消毒
外植体及消毒
灭菌(STERILIZATION)
6、培养室灭菌
熏蒸灭菌： 2ml/m3甲醛 + 0.2g/m3 高锰酸钾
新建培养室用前一定要彻底熏蒸1次； 隔2-5天用洗衣粉水或来苏水拖地1次，用高锰
酸钾擦架1次； 喷洒75%酒精灭菌降尘。
消毒(SANITIZATION)
消毒(Sanitization)：杀死、消除或抑制部分微生 物，使之不发生作用。
因此，外植体选择需要具有明确的目的，选择具有一 定代表性的基因型，以提高成功率及实用性。
外植体取材部位
不同种类的植物以及同一植物的不同器官对诱导 条件反应是不一致的，有的部位诱导分化率高，有 的部位很难脱分化，或者再分化频率很低，甚至只 分化出芽不长根或只分化出根而不长芽。 如百合科不同属的植物:风信子、虎眼万年青易于 再生形成小植株、而郁金香较难；同种百合鳞茎的 鳞片外层比内层再生能力强，下段比中上段再生能 力强。 对大多数植物来讲，茎尖是较好的部位，其形态 已基本建成，生长速度快，遗传性稳定，但易受材 料来源的限制。因此，茎段、叶片、花粉、胚珠等 材料也是常用的取材部位。
抗生素（ANTIBIOTIC）
烟草、西番莲的组培中发现，植株下部组织产生营养 芽的比例高，而上部组织产生花器官的比例高；木本 植物幼龄树的春梢嫩枝段或基部的萌条做外植体效果 较好。
外植体大小
外植体的大小，应根据培养目的而定。
如果是胚胎培养或脱毒，则外植体宜小；如果是进行 快速繁殖，外植体宜大。
但外植体过大，杀菌不彻底，易于污染；过小 离体培养难于操作、成活。
一般外植体大小在0.5—1.0cm为宜。具体说叶片、花 瓣等约为5mm2，茎段则长约0.5mm，茎尖分生组织带 一两个叶原基0.2—0.3mm大小等。
实验二 外植体消毒和接种
实验三的准备工作
• 另外，任一组帮忙配：配YEB培养基 500mL(固体)
• 配方：牛肉浸膏 5.0 g/L
•
酵母浸膏 1.0 g/L
•
蛋白胨 5.0 g/L
•
蔗糖 5.0 g/L
•
MgSO4.7H2O 0.002 mol/L
•
pH7.0
• 分装至菌种培养瓶
实验三的准备工作
• 每组需另准备： • 无菌水 8瓶 • 空瓶 2个，其中一个
重新消毒后才能使用。 • 6、不要用手直接接触无菌的物品。
在超静工作台上接种植物材料
注意坐姿？不要说话？ 无菌操作？ 避免交叉感染？
标签格式(例)
材料名称:烟草(叶)，其它（待定） 培养基名称:例如：MS+NAA2mg/L+6-BA1mg/L 接种日期:2010.4.26 姓名:xxx
其它图案标志等少用，如三角形，脸谱， 卡通图
动等进行增效。
不同外植体的消毒方法：
• 茎尖，叶片及茎段等的消毒：取材—自来水冲洗（肥 皂水）---75%EtOH浸泡10-30秒---无菌水冲洗----2%或 10% NaClO或0.1%HgCl2浸泡10-15 min—无菌水冲洗34次----接种。（升汞浓度与消毒时间的关系）
• 种子消毒，与此类同。 • 根及地下部器官的消毒： • 根（来自土壤，水冲洗充分）---0.1%升汞或NaClO浸
• 颜色 • 质地 ➢ 诱导率(%)=形成愈伤组织的材料数/接种总材料数×100
如污染严重或没有诱导出愈伤组织,则需重做实验!
请大家“给力”，精心呵护你的“宝贝”（被培养材料）
其它实验内容
• 为第三周发根农杆菌遗传转化作准备
实验三,毛状根的诱导和培养 的准备工作
外植体采集,处理和灭菌的操作流程
外植体采集,处理和灭菌的操作流程下载温馨提示:该文档是我店铺精心编制而成，希望大家下载以后，能够帮助大家解决实际的问题。
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外植体的选择和灭菌ppt课件
资金是运动的价值，资金的价值是随 时间变 化而变 化的， 是时间 的函数 ，随时 间的推 移而增 值，其 增值的 这部分 资金就 是原有 资金的 时间价 值
吐温的使用：0.1%，表面活性剂，浸润作用 无菌水:在用灭菌剂之前和之后均需用无菌水冲 洗数遍.
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第一部分
组织培养技术
第四章 外植体的选择和灭菌
外植体（explant）：从植物体上分离的用于离体培养的植 物体部分。
第一节 外植体的选择
一、外植体的部位：根、茎、叶、花、果等 二、其它：如季节、生理状态和发育年龄等 三、外植体的大小
三、培养条件
温度：25±2℃； 光照：包括光照、光质和光周期； 培养基的pH:5.6-6.0;但若培养基中含有铁 离子， pH应在5.2以下. 湿度:培养容器的湿度常保持在100%; 培养 室的湿度70-80%. 气体:氧;二氧化碳;乙烯等.
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取材季节
一般取母株生长旺盛的季节的材料
外植体的大小
实验二 外植体的消毒接种与培养
实验二外植体的消毒接种与培养一、实验目的本次实验主要是为了掌握外植体的消毒、接种和培养技术，了解外植体的形态特征和生长规律，为后续的组织培养和基因转化提供基础。
二、实验原理1.外植体的消毒外植体是指从植物细胞或组织中切取的一小段或一小块，应用于外植体培养中。
外植体在切取和处理过程中容易受到细菌和真菌的污染，所以需要对外植体进行消毒处理。
消毒方法分为物理消毒和化学消毒两种。
物理消毒主要是利用高温烤过或微波消毒，化学消毒则是利用消毒剂进行消毒。
本实验中，我们采用化学消毒的方法，使用70%酒精和0.1%次氯酸钠溶液进行消毒处理。
接种是指将消毒好的外植体移植到培养基上，进行生长和分化。
接种需要注意接种时间、接种方式和接种密度。
外植体的培养主要依靠培养基和培养条件的控制。
培养基的配制和不同植物种类、发育阶段和培养目的有关。
培养条件主要包括光周期、光强度、温度、湿度等。
对不同植物种类和培养阶段，要采取不同的培养条件进行调整。
三、实验操作1. 实验材料和设备氧化锌瓶、脱脂棉、酒精棉球、玻璃针、外植体、琼脂、MS基本培养基、10%蔗糖溶液、0.8%琼脂糖、0.1%次氯酸钠溶液、高温烤箱、显微镜、组织取片剪刀、组织取片镊子。
2. 实验步骤（1）消毒外植体的消毒是外植体培养中的一个必要步骤。
将外植体放入脱脂棉盒中，加入70%酒精或0.1%次氯酸钠溶液进行浸泡消毒，时间一般为3-5分钟。
消毒后用脱脂棉纸吸干余液，进行无菌操作。
（2）接种将已消毒好的外植体用组织取片剪刀分割成2-3mm长的段，将其移植到琼脂中，培养基为MS基本培养基，添加10%蔗糖和0.8%琼脂糖。
接种时注意切口与琼脂接触，并尽量避免外植体处于吸水的状态，以减少周围细胞破裂。
（3）培养将已接种好的外植体置于温度适宜、光照强度适中的培养箱内，在合适的光周期下进行培养，并观察外植体的生长状态。
观察时应注意以下几点：①外植体的生理状况：生长慢、残缺、干瘪、腐烂、出现菌丝等表明外植体存在刺伤、污染等问题。
第三章_外植体的选择和灭菌
要处理的污染培养瓶最好在打开瓶盖前，先集中进 行高压灭菌，再清除污染物，然后洗净备用。
精品课件
2 污染的防治措施
2.1 防止材料带菌的措施 2.2 外植体的灭菌 2.3 玻璃器皿的灭菌 2.4 金属器械的灭菌 2.5 布质制品的灭菌 2.6 无菌操作室的灭菌 2.7 操作
小结
第一节 外植体的选择 ：优良种质、健壮植株 、最适 的时期、适宜的大小。
第二节 外植体的灭菌方法：常用灭菌药剂的使用及其 效果 、外植体的灭菌方法。
第三节 污染原因和预防措施：污染的原因、污染的预
防措施（防止材料带菌、外植体的灭菌、器皿与金属
器械的灭菌、布质制品的灭菌、无菌操作室的灭菌、
操作人员在接种时一定要严格按照无菌操作的程序进
第一节 外植体的选择 第二节 外植体的灭菌方法 第三节 污染原因和预防措施
精品课件Βιβλιοθήκη 1 外植体的灭菌方法➢预处理：先对植物组织修整，去掉不需要的部分，流水 中冲洗干净。 ➢预处理的植物材料的灭菌： ➢ 原则： 充分灭菌，但不伤外植体 不同的外植体，灭菌的要求也不一样
精品课件
2 常用灭菌药剂的使用和效果
精品课件
2.4 金属器械的灭菌
火焰灭菌法：即把金属器械放在95%的酒精中浸一下， 然后放在火焰上燃烧灭菌。 这一步骤应当在无菌操作过程中反复进行。
干热灭菌法：即将拭净或烘干的金属器械用纸包好， 盛在金属盒内，放在烘箱中灭菌。
精品课件
2.5 布质制品的灭菌
湿热灭菌法：工作服、口罩、帽子等布 质品均用湿热灭菌法，即将洗净晾干的 的布质品，放入高压锅中，用1.1公斤/ 厘米2 （即15磅/英寸2），121 ℃的温 度，灭菌20 min～30min。
接种外植体实训报告
一、实训目的本次实训的主要目的是通过实际操作，掌握外植体的消毒、切割、接种等基本技能，了解植物组织培养的基本原理和操作流程，提高无菌操作能力，为后续植物繁殖和育种工作打下基础。
二、实训时间2023年11月1日三、实训地点植物组织培养实验室四、实训内容1. 外植体的选取与消毒- 选取生长健壮、无病虫害的植物材料作为外植体，如茎段、叶片、芽等。
- 使用70%的酒精对外植体进行表面消毒，时间约30秒。
- 使用无菌水冲洗消毒后的外植体，去除残留的酒精。
2. 外植体的切割- 根据不同的外植体类型，采用不同的切割方法。
- 茎段：将消毒后的茎段切割成1-2cm的小段，保留1-2个腋芽。
- 叶片：将消毒后的叶片切割成0.5-1cm²的小块，背面朝下接种。
- 芽：将消毒后的芽切割成0.5-1cm的小段，保留1-2枚叶原基。
3. 外植体的接种- 将切割好的外植体接种到装有培养基的培养皿中。
- 接种过程中注意保持无菌操作，避免污染。
4. 培养条件的控制- 将接种好的培养皿放置在适宜的温度、光照和湿度条件下进行培养。
- 定期观察外植体的生长状况，调整培养条件。
五、实训结果与分析1. 外植体的生长状况- 经过一段时间培养，大部分外植体成功诱导出愈伤组织或芽。
- 部分外植体由于污染或切割不当等原因未能成功诱导。
2. 原因分析- 污染：在消毒、切割、接种等过程中，如操作不当，可能导致外植体污染。
- 切割：切割不当，如切割过深或过浅，可能导致外植体死亡。
- 培养条件：培养条件不适宜，如温度、光照、湿度等，可能导致外植体生长缓慢或死亡。
六、实训体会1. 无菌操作的重要性- 在植物组织培养过程中，无菌操作至关重要。
任何污染都可能导致外植体死亡或培养失败。
2. 操作技巧的掌握- 在实训过程中，掌握了外植体的消毒、切割、接种等基本操作技巧，为后续的植物繁殖和育种工作打下了基础。
3. 理论与实践相结合- 通过本次实训，将所学理论知识与实际操作相结合，提高了自己的动手能力和实践能力。
外植体消毒的一般步骤
外植体消毒的一般步骤在植物组织培养中，外植体消毒是非常重要的一步，它关系到实验的成败。
以下是外植体消毒的一般步骤：1.剪取外植体在消毒前，需要选取健康、无病虫害的外植体。
剪取时要保证无菌操作，避免污染。
一般选取植物的新鲜、幼嫩的部分作为外植体。
2.清洗外植体剪取后的外植体需要用无菌水或酒精进行清洗。
要多次清洗，以去除表面的杂质和细菌。
在清洗时，应注意不要损伤外植体。
3.切除两端为了防止两端感染，在外植体两端用火焰消毒或75%酒精浸泡2-3分钟。
然后切除两端，减小接触面积，避免污染。
4.浸泡在酒精中将外植体完全浸泡在75%酒精中，取出后用无菌水冲洗。
这样可使外植体表面的细菌和病毒失去活性，提高消毒效果。
5.取出并用无菌水冲洗将外植体从酒精中取出，用无菌水冲洗干净。
在冲洗时，要确保每个外植体都冲洗到位，以避免残留物影响培养效果。
6.消毒剂处理在外植体上涂抹一层消毒剂，进行进一步的杀菌处理。
涂抹时要适量，避免过度使用导致外植体损伤。
7.无菌水冲洗用无菌水冲洗外植体，重复多次，确保外植体表面没有消毒剂残留。
在冲洗时，要注意更换无菌水，以确保冲洗效果。
8.滤纸吸干表面水分在外植体表面用滤纸吸干水分，确保外植体保持干燥。
这一步可以有效避免培养过程中出现水分过多导致霉变的情况。
9.接种到培养基中将外植体轻轻插入培养基中，注意不要损坏外植体和培养基。
接种时需要保证无菌操作，避免带入新的污染源。
以上就是外植体消毒的一般步骤，希望能对你有所帮助。
在进行实验时，一定要注意无菌操作，确保每个步骤都符合要求，以获得良好的实验效果。
植物组织培养实务--外植体的选择与消毒
植物组织培养实务--外植体的选择与消毒1、外植体的选择外植体是指植物组织培养中的各种接种材料。
从理论上讲，植物细胞都具有全能性，能够再生新植株，任何器官、任何组织、单个细胞和原生质体都可以作为外植体。
但实际上，不同品种、不同器官之间的分化能力有巨大差异，培养的难易程度不同。
为保证植物组织培养获得成功，选择合适的外植体是非常重要的。
（1）选择优良的种质及母株无论是离体培养繁殖种苗，还是进行生物技术研究，培养材料的选择都要从主要的植物入手，选取性状优良的种质、特殊的基因型和生长健壮的无病虫害植株。
尤其是进行离体快繁，只有选取优良的种质和基因型，离体快繁出来的种苗才有意义，才能转化成商品；生长健壮无病虫害的植株及器官或组织代谢旺盛，再生能力强，培养后容易成功。
（2）选择适当的时期组织培养选择材料时，要注意植物的生长季节和生长发育阶段，对大多数植物而言，应在其开始生长或生长旺季采样，此时材料内源激素含量高，容易分化，不仅成活率高，而且生长速度快，增殖率高。
若在生长末期或已进入休眠期时采样，则外植体可能对诱导反应迟钝或无反应。
花药培养应在花粉发育到单核靠边期取材，这时比较容易形成愈伤组织。
百合在春夏季采集的鳞茎、片，在不加生长素的培养基中，可自由地生长、分化；而其他季节则不能。
叶子花的腋芽培养，如果在1月至翌年2月间采集，则腋芽萌发非常迟缓；而在3-8月间采集，萌发的数目多，萌发速度快。
（3）选取适宜的大小培养材料的大小根据植物种类、器官和目的来确定。
通常情况下，快速繁殖时叶片、花瓣等面积为5mm2，其他培养材料的大小为0.5~1.0cm。
如果是胚胎培养或脱毒培养的材料，则应更小。
材料太大，不易彻底消毒，污染率高；材料太小，多形成愈伤组织，甚至难以成活。
（4）外植体来源要丰富为了建立一个高效而稳定的植物组织离体培养体系，往往需要反复实验，并要求实验结果具有可重复性。
因此，就需要外植体材料丰富并容易获得。
（5）外植体要易于消毒在选择外植体时，应尽量选择带杂菌少的器官或组织，降低初代培养时的污染率。
chapter__外植体选择和灭菌
外植体状态：
2 外植体的来源
-生长在自然环境下的植物 -有目的地培育在温室控制条件下生长的植 物 -无菌环境下已经过离体培养的植物 自然环境中生长的植株，一般带有微生物， 甚至与某些微生物具有寄生关系，使植株具有内生 菌。取自这些植物的外植体，在培养过程中会有微 生物滋生，从而影响培养效果。
第三章 外植体选择和灭菌
பைடு நூலகம்
一般来说，无论何种类型的细胞工程技术， 起始阶段均涉及外植体取材、灭菌、接种 与培养等基本过程。
§1、外植体的选择和灭菌
一 外植体的选择 (一) 外植体的基因型 • 不同种类的植物 • 同一植物的不同器官
对诱导条件反应是不一致的，有的部位诱导分化的成功 率高，有的部位却很难脱分化，或者再分化频率很低
射线灭菌:紫外灯 过滤灭菌:细菌过滤器（孔径0.45um ） 熏蒸灭菌:每立方米体积2-8mL甲醛 ＋甲醛一半量的高锰酸钾 火烧灭菌：酒精灯 药剂灭菌：外植体
(一 )外植体的灭菌 原则：杀菌又不伤害活细胞。（选择消毒剂，浓度、时间） 药剂：能自动分解成低毒性或容易除去的药剂，如次氯酸 钠能分解成杀菌的氯气，并易散失，是常用的，低浓度氯化 汞效果好但难除；多次无菌水冲洗，用镊子翻动使药液均匀。
常用的外植体种类： ①茎尖（园艺植物组织培养中应用最多，繁殖率高，不易
发生遗传变异，但取材有限） ②茎段（采用嫩茎的切段促进腋芽萌发，取材容易） ③叶（幼嫩叶片组织通过愈伤组织或不定芽分化产生植株，
取材容易，操作方便，但易发生变异）； ④花球和花蕾 ⑤种子、根、块根、块茎、花瓣、胚等。
• 在选择植物外植体进行组织培养时，还要 求考虑待培养材料的来源是否有保证，是 否容易成苗；同时要考虑到该外植体，特 别是经过脱分化产生的愈伤组织，是否会 引起不良变异，丧失原品种的优良性状。
果树栽培全周期技术指导手册
果树栽培全周期技术指导手册第1章果树栽培概述 (5)1.1 果树栽培的意义与前景 (5)1.2 果树栽培的基本原理 (6)第2章果树种类与选择 (6)2.1 我国主要果树种类 (6)2.1.1 仁果类：主要包括苹果、梨、山楂、沙果等。
(6)2.1.2 核果类：主要包括桃、杏、梅、樱桃等。
(7)2.1.3 浆果类：主要包括葡萄、草莓、猕猴桃等。
(7)2.1.4 柑橘类：主要包括柑、橘、柚、橙、金橘等。
(7)2.1.5 热带水果类：主要包括香蕉、芒果、菠萝、荔枝、龙眼等。
(7)2.2 果树选择依据与原则 (7)2.2.1 依据当地气候条件：选择适宜当地气候条件的果树种类，以保证果树生长健壮，产量高，品质优。
(7)2.2.2 依据市场需求：选择市场需求量大、前景广阔的果树品种，以提高经济效益。
72.2.3 依据立地条件：选择适宜土壤类型、地形地貌、水源等立地条件的果树种类。
72.2.4 依据管理水平：根据自身管理水平选择适宜的果树种类，以保证果树生长良好。
(7)2.2.5 依据品种特性：了解不同果树品种的生长习性、成熟期、产量、品质等特性，合理选择。
(7)2.3 优良果树品种介绍 (7)2.3.1 红富士苹果：果实个大、色泽艳丽、口感脆甜，耐储存，为我国主要栽培的苹果品种。
(7)2.3.2 梨枣：果实圆形或椭圆形，皮薄肉厚，质地酥脆，营养丰富，具有较高的经济价值。
(7)2.3.3 葡萄阳光玫瑰：果粒大，色泽鲜艳，口感甜美，品质优良，市场需求量大。
(7)2.3.4 橙子晚熟品种：如冰糖橙、脐橙等，果实个大、色泽鲜亮、口感甘甜，深受消费者喜爱。
(7)2.3.5 荔枝桂味：果实大小适中，肉质细腻，汁多味甜，品质上乘，为我国南方主要栽培的荔枝品种。
(7)2.3.6 芒果贵妃：果实个头大，外观美，口感好，含有丰富的维生素和矿物质，具有较高的营养价值。
(7)第3章果树繁殖技术 (8)3.1 种子繁殖 (8)3.1.1 采种：在果实成熟期，选择晴好天气，采摘色泽鲜艳、果实饱满的果实。
第03章-愈伤组织愈伤、继代及培养
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2、外植体材料的准备与消毒： 外植体的消毒一般采用次氯酸钠（市面上销售的一般为10-14%有效氯）， 使用时按1:10稀释，消毒时间以材料定，消毒后无菌水冲洗4-5次；或用 0.1%汞消毒。 如果没有特殊的条件要求，在无菌条件下发芽种子能产生无菌的根、茎、 叶（无菌苗），较适于诱导愈伤组织。种子是诱导愈伤组织的很好起始 材料，因为： （1）可将整粒种子放在加有生长物质的培养基上使其直接产生愈伤组织； （2）在无激素的培养基上发芽，可产生无菌的根、茎、叶用于外植体； （3）可直接从种子上剪下根原基及芽尖用作外植体。
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（二）、影响器官发生的因素
化学因素： 从早期烟草组织的研究我们知道，器官发生的表达受外源 化学物质控制，高浓度的生长素和低浓度的分裂素可以促使 细胞连续繁殖-无组织的生长。相反，高浓度的分裂素能引 起茎-芽（shoot-bud）形成。同时，ausion/cytokinin之比 值的变化成为特定的器官、根或芽分化的一个参数，一个基 本规律是：生长素促进根分化，分裂素促进芽分化。生长素 与根形成有关，同时对愈伤组织的保持也是必须的。在促进 芽的分化中，BAP是最有效的。
固体培养
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悬浮培养的用途：
提供一个相对一致的细胞群体（供生化研究、胚胎发生研究、 胚的同步化研究等）。 能快速吸收外源物质，检查药效。 研究次生代谢、酶诱导、基因表达、抗生素的降解的良好实 验体系。 多数悬浮细胞缺乏叶绿体、色素，对酶和次生物质的分离及 纯化十分有利。 细胞增值速度快，适于大规模培养。 分离原生质体的良好细胞来源。
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器官发生型的应用
• • 细胞、原生质体培养； 无芽组织的分化；
•
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4)B5培养基 特点：铵盐含量低，硝酸盐含量高，适合于
双子叶植物特别是木本植物的生长； 5)KM-8P培养基 1974年,原生质体培养而设计的。 特点:有机成分复杂，包括所有单糖和维生
素，适合原生质融合的培养。
1、湿热灭菌
原理： 注意事项：完全排除锅内空气 常用方法是：关闭放气阀，通电后，待压力上升到
O．05MPa时，打开放气阀，放出空气，待压力 表指针归零后，再关闭放气阀。关阀再通电后，压 力表上升达到0．1MPa时压力0．1-0．15MPa， 20min。
步骤： ⑴ 放水至平把架； ⑵ 把包扎好的培养基装入高压锅； ⑶ 盖上内锅盖,上紧螺帽，关上气阀和安全阀； ⑷ 然后接通电源、设置温度和时间； ⑸ 排冷空气（自动）； ⑹ 记时（自动） ⑺ 到时，关电源，降压至0，打开放气阀； ⑻ 开盖拿培养基 注意：经过灭菌的营养培养基不宜放置太长，应尽早使
二、母液的配制与保存
1.母液的配制方法 单配法：用a:b表示 混配法：用amg/L表示
2.母液的配制过程（MS）
1）大量元素母液
母 化合物名称 培 养 基 扩大 称 取 量 母 液 1 L 培 养 基
液
用 量 倍数 (mg) 体 积 吸 取 母 液
(mg/L)
(mL) 量（mL）
大 KNO3
用，但为了在使用前能检查培养基有无微生物污染， 可将培养基置于25℃下保存4天，如果培养基需要贮 存较长时间，可在4℃低温下保存。
第三节 常用培养基的配方及特点
一、常用培养基的配方 二、常用培养基的种类及其特点
二、培养基的种类及其特点
1）MS 培养基 产生：1962年，Murashige和Skoog； 特点：无机盐的浓度高，是稳定的平衡溶液； 2）White培养基 产生：1943年，White，1963年改良； 特点：无机盐浓度较低，适于生根培养； 3）N6培养基 特点：KNO3和（NH4）2SO4含量高，不含钼，适于禾谷
+蔗糖3%+琼脂0.6% 需要母液各多少？
大量元素母液（10倍） ——ml ？
微量元素母液（100倍） ——ml ？
铁盐母液 （100倍） ——ml ？
有机物质母液（100倍） ——ml ？
6-BA母液 (0.1mg/ml) ——ml ？
NAA母液 ( 0.1mg/ml) ——ml ？
1,900
19,000
量 NH4NO3
1,650
16,500
元 MgSO4·7H2O 370
10 3,700 1000
100
素 KH2PO4
170
1,700
CaCl2·2H2O 440
4,400
2）微量元素母液
母 化合物名称 液
培 养 基 扩大 用 量 倍数 mg/L）
称 取 母液 1L培养 量mg) 体 积 基吸取母
3）有机物质母液
母 化合物名称 培 养 基 用 扩大倍 称 取 量 母 液 体 1 L 培 养 基
液
量（mg/L）数
(mg) 积(mL) 吸 取 母 液
量（mL）
有 甘氨酸 2.0
机 物
VB1 VB6
0.4 0.5
烟酸
0.5
肌醇
100
200
100 40
50
1000
10
50
10,000
4）铁盐母液
母 化合物名称 液
培 养 基 扩大 用 量 倍数 (mg/L)
称 取 量 母 液 体 1L培-EDTA 37.3
3730
盐 FeSO4·7H2O 27.8 100 2780 1000
10
5）生长调节物质母液
生长素类： 一般，先用少量95%酒精助溶； 2，4—D，O.1mol/L的NaOH或KOH助溶; 单位：0.1-5mg/ml
(mL) 液 量 （mL）
微 MnSO4·4H2O 量 ZnSO4·7H2O 元 H3BO3 素 KI
22.3 8.6 6.2 0.83
2,230 860 620 1000 10 100 83
Na2MoO4·2H2O 0.25
25
CuSO4·5H2O
0.025
2.5
CoCl2·6H2O
0.025
2.5
准备工作 母液的配制与保存 培养基的制备 培养基的灭菌
一、准备工作
器具：不同型号的烧杯、容量瓶、移液管、滴管、 玻棒、三角烧瓶及培养基分装器等;
水：一般用蒸馏水或无离子水，精细的实验须用重 蒸馏水;
药品：化学纯CP(三级)和分析纯AR(二级)，以免杂 质对培养物造成不利的影响。药品定容要准确，不 同化学药品的称量需使用不同的药匙，避免药品的 交叉污染与混杂。
上节内容回顾
第二章 培养基及其配制
第一节 培养基的成分 第二节 培养基的配制 第三节 常用培养基的配方
上节内容回顾
第一节 培养基的成分
一、培养基的产生及名称 二、培养基的成分 三、培养基的选择
上节内容回顾
第二节 培养基的配制
一、准备工作 二、母液的配制与保存 三、培养基的制备 四、培养基的灭菌
第二节 培养基的配制
细胞分裂素类: 一般,先用少量1N盐配溶解,再加温水冷却后定容
附：母液的配制及保存的注意事项
药品称量应准确，尤其微量元素化合物应精确到 0.0001克，大量元素可精确到0.01克。
配制母液的浓度适当：一是长时间保存后易沉淀，二 是浓度大，用量少，在配制培养基时易影响精确度。
母液贮藏不宜过长，一般几个月左右，要定期检查， 如出现浑浊、沉淀及霉菌等现象，就不能使用。
母液应放在2－4℃的冰箱中保存。
三、培养基的制备
1、称量琼脂和蔗糖并溶解（固体培养基）： 蔗糖3%，琼脂0.6-0.8%，加水为最终培养基的1/2
到2/3 2、加母液 3、定容 4、调pH 5、分装 6、包扎瓶口 7、灭菌 8、保存
附：计算：制做3L MS+6BA2mg/l+NAA0.1mg/l
蔗糖
——g ？
琼脂
——g ？
参考公式：
母液取用量（mL）＝ 配制的培养基体积（mL） 母液的扩大倍数
激素使用浓度(mg/l)×培养基配制体积(L) 激素母液用量(ml)=
激素母液浓度(mg/ml)
四、培养基的灭菌
1、湿热灭菌： 锅内保持1.1Kg/cm2的压力,温度
121℃左右，大约15－30分钟即可。 2、过滤灭菌：