常规根系测定指标及方法
烟草根系常见测定指标及实验方法
一、烟草根系发生特点
烟草根属直根系，由主根、侧根和不定根三部分组成。烟草由苗床栽入大田后，主根受人为控制，经常萎缩，而侧根和不定根迅速发展成一庞大根群。1级、2级侧根的增长及根长密度在时间、空间上的动态变化与其地上地下关系的变化是一致的。烟草的根系数量的增加和活力的提高存在双峰现象：第1次出现在团棵期至旺长期。移栽后40d前(团棵期)，烟草的生长中心在地下部，根系生长迅速，并且所形成的根分布在较浅的土层中。旺长期，生长中心从地下部转移到地上部，0～10cm土层出现了大量不定根，因此0～10cm内1级、2级侧根根长密度表现为增长趋势。而其它各土层内由于物质供应的减少，根长密度表现为缓慢增长，甚至呈下降的趋势；第2次出现在打顶后的圆顶期。圆顶期，由于打顶使根系生长又出现一次高峰，各土层1级、2级侧根根长密度均表现出增长的趋势。因此打顶具有诱发侧根数量的增加和活力提高的作用。到后期，随着烟叶的逐渐成熟，根系开始死亡，根系生长速度减缓，根长密度变化不大。烟草生育后期下层分枝密度减少，下层较细的侧根有机物质供应不足，导致衰老死亡而出现的相对减少。
二、衡量根系的指标
1、根系生物量
根鲜重在植物营养研究方面很有应用价值。养分吸收大多用根鲜重作参量。根鲜重容易测定，但准确程度与根外粘附水分有关，故受操作影响较大。
根干重对于养分和水分吸收不是个理想的参数，因为老而粗的根所占的重量很大，而吸收养分和水分的能力很小。但当了解植物地下部的生产力时，干重常作为估计的标准。在估算根冠比（R/S）时，也要用根干重。测定根干重一般采用烘干重量法。
根系干重和鲜重：烟草根系从土壤中挖出、洗净后，用吸水纸或滤纸吸干根表面水分，用电子天平称取根鲜重。获得鲜重数据后装入牛皮带放入烘箱内，在80℃下烘干，称其干重。
2、根系形态
根系形态特征包括根系体积、几何形状、长度、分布深度、根密度、分枝状况、根重、根表面积、根毛数量和根尖数等。根系形态与养分、水分的吸收能力有密
切关系。在植物营养研究中，常用的根形态参数主要有根长、根表面积、根体积、根直径等。
2.1根数：根基部的根数。在洗净根系去掉地上部分后，先数基部的根数。
2.2根长：每个根的长度累计为根长度。
在平整桌面上用铅笔画上1米的长度然后倒少量水保持浅水层，将湿根置于上，把根拉直，累计每条根的长度，得到样品的总根长。
2.4 根粗：随机选取10个根，在有少量水的桌面上紧密排成一排，并用小刀修齐顶端。用小尺测量十个根的粗度，并记录下来。
2.5根体积：根系体积的测定一般采取排水法测定，因为根系的体积等于其所排出同体积水的量。取1L的量筒，（具体的量筒规格根据样品的根系大小而定）。注入500ml左右水，记下量筒读数。用滤纸吸干洗净的根系表面的水，揉成团放入量筒内，用玻棒将根系全部沉入水里，再次记下量筒读数，两次之差即为样品根体积。
2.6根系表面积：根据根系对某种物质的吸附量来测定根的吸收面积。一般常用甲烯蓝作为被吸附物质，其被吸附的数量可以根据供试液浓度的变化用比色法准确地测出。当根系在甲烯监溶液中已达吸附饱和而仍留在溶液中时，根系的活跃部分能把原来吸附的物质吸收到细胞中去，因而可继续吸附甲烯蓝。从后一个吸附量可求出活跃吸收面积。
2.7比根长：衡量根直径的重要参数之一，比根长值越大，说明根越细小。根系长度和根干质量的比值为比根长，单位为m·g-1。
2.8根/冠比（R/S）：是地下部与地上部干重的比值，即：
R/S＝根系干重/地上部干重
R/S是描述根系与地上部生长相互关系的参数，通过测定根/冠比，可以了解植物地下部与地上部的分布及二者之间的关系。一般地S＞R，故R/S＜1。在缺磷情况下，R/S增大。
植物根系的生长具有“趋肥性”，即根系能够迅速伸展到土壤养分相对丰富的地方，以扩大吸收养分的范围。在一定的土壤养分含量范围内，养分含量偏低，促进根系伸展而抑制地上部生长，R/S比较大；反之，养分含量偏高，根系较短，促进地上部生长，R/S比下降。
3、根系活力与酶活性
根系活力需要用挑取足量新鲜根系洗净，放入冰盒或液氮内带回实验室，-80℃冰箱内保存备用。
3.1 根系活力采用α-萘胺法或者氯化三苯基四氮唑（TTC）还原法测定。
3.2 丙二醛（Malondialdehyde，MDA）植物在逆境或衰老条件下，会发生膜脂的过氧化作用。丙二醛（MDA）是膜脂过氧化产物之一，其浓度表示脂质过氧化强度和膜系统伤害程度，所以丙二醛是逆境生理指标。通过测定丙二醛的多少可以直接作物的受逆境压迫的程度。含量采用硫代巴比妥酸法测定。
3.3 根的阳离子交换量
植物根系的阳离子交换量（cationexchangecapacity，简称CEC）是指每1000g干根所能吸收的全部交换性阳离子的厘摩尔数（cmol(+)/kg），是根系的重要生理生化指标之一。其大小与植物种类、品种、根细胞壁果胶的羧基含量等有关。
三、实验方法
1、根系活力（α-萘胺法）
一，测定的意义及原理：
植物的根系能氧化吸附在根表面的α-萘胺，生成红色的α-羟基-1-奈胺，沉淀于有氧化力的
根表面，使这部分根染成红色。根对α-萘胺氧化能力与其呼吸强度有密切关系，日本人相见、松中等人认为α-萘胺氧化的本质就是过氧化物酶的作用，该酶的活力愈强，对α-萘胺
的氧化力也愈强，染色也愈深。所以，可以根据染色深浅定性的判断根的活力。α-萘胺在酸性环境中与对氨基苯磺酸和亚硝酸盐作用生成红色的偶氮染料，可供比色测定α-奈胺含量。二，药品：
（1）40ppm（ug/ml）α-萘胺溶液：精确称取0.10g分析纯α-萘胺，先用2ml95%酒精溶解，加约50ml蒸馏水移入100ml容量瓶中，然后稀释至刻度，保存于棕色瓶中，置于低温暗处保存。用前稀释25倍（40ml稀释至1000ml）即为40ppm溶液。
（2）１％对氨基苯磺酸溶液：称1ｇ对氨基苯磺酸溶于100ml30%乙酸（醋酸）中。
（3）100ppm亚硝酸钠溶液：称0.10g亚硝酸钠溶于1000ml蒸馏水中。
（4）0.067mol/LpH7.0磷酸缓冲液
分子量0.067mol PH7.0(1000ml 磷酸缓冲液)所需量（ｇ）
Ｎa2HPO4.2H2O 178.05 7.1184g Ｎa2HPO4.12H2O 358.22 14.4004g KH2PO4 136.09 3.6292g
Ｎa2HPO4.2H2O 7.1184g (或Ｎa2HPO4.12H2O 14.4004g)+ KH2PO4 3.6292g 定容到1000ml 容量瓶中。
三，方法与步骤：
(1)α-萘胺标准曲线的绘制：用40ppmα-萘胺溶液配制成0、5、10、20、30、40ppm各浓度α-萘胺的配制：用40ppm溶液配制
混匀，置室温（20~25度）下５分钟使之显色，最后加入蒸馏水，使整个容积为25ml,摇匀，在20-60分钟内用510nm波长进行比色，以对照光密度为０，读取光密度，以α-萘胺含量作横坐标，光密度作纵坐标绘制标准曲线。
(2)将待测根系吸净吸干附着水称取1g放入100ml三角瓶中，加40ppm的α-萘胺溶液和磷酸缓冲液各25ml，混匀。
(3)静置5-10分钟后（根吸附以完毕），从瓶中取2ml溶液放入25ml容量瓶。将其余的溶液塞好瓶塞后，放在震荡器上，在25℃下震荡3-6小时（如无震荡器时要在反应期间，定时的摇动），反应时间完毕后，再取2mL溶液放入另一刻度试管，因为α-萘胺溶液会自动氧化，所以要同时做无根的同样操作的空白试验（根样最好用整根；用切碎的根，α-萘胺溶液的氧化量会意外增加）。
(4)在上述两次及空白试验所吸取的2ml测定液中，各加入10ml蒸馏水，混匀后再加入1%对氨基苯磺酸1ml和100ppm的亚硝酸钠溶液1ml，混匀，置于室温下5分钟使之显色，然后加入蒸馏水，使整个容积为25ml，在20-60分钟内用510nm波长进行比色，读取光密度，由标准曲线查出α-萘胺含量。也可以将根系烘干，以干重计算根系活力（更为准确些）。
(5)结果计算
根系对α-萘胺的生物氧化量Y（ug.g-1.h-1）按下式进行计算
Y=[（A-B）-（C-D）]*E/（t*W）
式中：A-第一次取液测定值（ug.ml-1），作为开始值，这是根表面氧化物质的氧化作用而不是根的酶促反应；
B-第二次取液测定值，是根的酶促反应后（如3小时）剩余的α-萘胺浓度（ug.ml-1）。A-B 即α-萘胺氧化总量；
C-第一次空白测定值（ug.ml-1）；
D-第二次空白测定值；
C-D即α-萘胺自发氧化量；
E-稀释倍数24（48/2）（因从48ml中又取2ml）；t-3小时；
W-样品鲜重（也可以用干重计算）；
2、根系活力（TTC法）
一、原理
氯化三苯基四氮唑（TTC）是标准氧化电位为80mV的氧化还原色素，溶于水中成为无色溶液，但还原后即生成红色而不溶于水的三苯甲（TTF），如下式：
生成的三苯甲（TTF）比较稳定，不会被空气中的氧自动氧化，所以TTC被广泛用作酶试验的氢受体，植物根系中脱氢酶所引起的TTC还原，可因加入琥珀酸、延胡索酸、苹果酸得到增强，而被丙二酸、碘乙酸所抑制。所以TTC还原量能表示脱氢酶活性，并作为根系活力的指标。
二、实验材料、试剂与仪器设备
（一）试剂
1.乙酸乙酯（分析纯）。
2.次硫酸钠（Na2S2O4，分析纯），粉末。
3.1％TTC溶液：准确称取TTC1.0g，溶于少量水中，定容到100mL。用时稀释至需要的浓度。
4.磷酸缓冲液（1/15mol/L，pH7.0）。
5.1mol/L硫酸：用量筒取比重1.84的浓硫酸55mL，边搅拌边加入盛有500mL蒸馏水的烧杯中，冷却后稀释至1000mL。
6.0.4mol/L琥珀酸：称取琥珀酸4.72g，溶于水中，定容至100mL即成。
（二）仪器设备
小烧杯3个，研钵1个，移液管：0.5mL1支、10mL1支、5mL3支，刻度试管6支，分光光度计，分析天平（感量0.1mg），电子顶载天平（感量0.1g），温箱，试管架，药勺，石英砂适量，滤纸。
三、实验步骤
1.定性测定
（1）配制反应液把1％TTC溶液、0.4mol／L的琥珀酸和磷酸缓冲液按1:5:4比例混合。
（2）把根仔细洗净，把地上部分从茎基部切除。将根放入三角瓶中，倒入反应液，以浸没根为度，置37℃左右暗处放1～3h，以观察着色情况，新根尖端几毫米以及细侧根都明显地变成红色，表明该处有脱氢酶存在。
2.定量测定
（1）TTC标准曲线的制作取0.4％TTC溶液0.2mL放入大试管中，加9.8mL乙酸乙酯，再加少许Na2S2O4粉末摇匀，则立即产生红色的TTF。此溶液浓度为每毫升含有TTF80μg。分别取此溶液0.25mL、0.50mL、1.00mL、1.50mL、2.00mL置10mL刻度试管中，用乙酸乙酯定容至刻度，即得到含TTF20μg、40μg、80μg、120μg、160μg的系列标准溶液，以乙酸乙酯作参比，在485nm波长下测定吸光度，绘制标准曲线。
（2）称取根尖样品0.5g，放入小烧杯中，加入0.4％TTC溶液和磷酸缓冲液（pH7.0）各5mL，使根充分浸没在溶液内，在37℃下暗保温1～2h，此后立即加入1mol/L硫酸2mL，以停止反应。（与此同时做一空白实验，先加硫酸，再加根样品，37℃下暗保温后不加硫酸，其溶液浓度、操作步骤同上）。
（3）把根取出，用滤纸吸干水分，放入研钵中，加乙酸乙酯3～4mL，充分研磨，以提出TTF。把红色提取液移入刻度试管，并用少量乙酸乙酯把残渣洗涤2～3次，皆移入刻度试管，最后加乙酸乙酯使总量为10mL，用分光光度计在波长485nm下比色，以空白试验作参比测出吸光度，查标准曲线，即可求出TTC还原量。
四、结果计算
根系活力=C/(1000*W*h)[mgTTF/（g?h）]
式中：C——四氮唑还原量，μg。
W——根重，g。
h——时间，h。
3、丙二醛（MDA）含量测定
一，测定丙二醛的意义
植物在逆境或衰老条件下，会发生膜脂的过氧化作用。丙二醛（MDA）是膜脂过氧化产物之一，其浓度表示脂质过氧化强度和膜系统伤害程度，所以丙二醛是逆境生理指标。通过测定丙二醛的多少可以直接作物的受逆境压迫的程度。
二，丙二醛的测定原理
丙二醛是常用的膜脂过氧化指标，在酸性和高温条件下，可以与硫代巴比妥酸（ABA）反应生成红棕色的三甲川，其最大吸收波长在532nm。但是测定组织中MDA时受多种物质的干扰，其中最主要的是可溶性糖，糖与TBA显色反应产物的最大吸收波长在450nm处，532nm处也有吸收。因此测定组织中MD-TBA反应物质含量时一定要排除可溶性糖的干扰。
三，仪器设备
紫外可见分光光度计（或普通分光光度计）；离心机；水浴锅；研钵；10cm试管。
四，操作步骤
1.10%的三氯乙酸（TCA：无色结晶，易燃）溶液的配制：称取100g三氯乙酸，用蒸馏水溶解定容至1000ml。
2.0.6%硫代巴比妥酸（TBA：微黄色或微粉红色结晶）溶液的配制：称6g硫代巴比妥酸，溶于约400ml煮沸的蒸馏水中，另称取100g三氯乙酸用30ml左右蒸馏水溶解后倒入硫代巴比妥酸中，冷却至室温下定容至100ml。
3.MDA的提取：称取剪碎的叶片（衰老或逆性环境下的叶片）1g，加入10%TCA2ml和少量石英砂，研磨至匀浆，再加8mlTCA进一步研磨，匀浆以4000rpm离心10min，上清液为样品提取液。
4.（1）空白：取3ml10%TCA于10ml试管中，加入3ml0.6%TBA，混合后于沸水浴上反应15min，冷却后离心（4000r，10min），取上清液调零、调百。（2）显色反应和测定：吸取离心的上清液3ml加入3mlTBA溶液，于沸水浴反应15min，冷却后离心，取上清液测定532、600、450波长下的消光度。
五，结果计算与分析
MDA（μmol/L）=6.45*（D532-D600）-0.56D450
然后以材料的鲜重（FW，干重为DW）表示丙二醛的含量：MDA。本实验中，提取液总量为10ml，即10ml中为1g鲜样。最后MDA含量为：
MDA=[6.45*（D532-D600）-0.56D450]/100*样品重量
（因为样品是10ml，而MDA的量是每L，所以上公式需要除以100）
六，实验结果偏离的原因分析及其注意事项。
1，尽量取直接称量，避免冰箱保存后由于水汽冷凝造成的称量误差。
2，研磨过程中要尽量避免TCA的损失，努力保证10提取液的分量。
3，TCA易燃，具有腐蚀性，实验过程中或玻璃仪器清洗过程中避免直接与皮肤和衣服接触，否则会发生严重皮肤脱皮现象。
4、根的阳离子交换量
（一）样品的采集与处理
1．选择有代表性的植株，将根系连同土壤一起掘出。先用水冲去大部分土块，然后放在筛子上（孔径0.5mm），用流水结合轻微振动将根系洗净，并注意保证根系的完整。
2．洗净的根立即放在80℃的烘箱中（预先使烘箱温度升高至90℃）保持恒温，烘8~10小时至干。
3．趁热将样品放入粉碎机中磨碎，并全部通过0.5~1.0mm筛孔过筛,然后将样品充分混合,务必使样品均匀。（二）测定
1.H－根的制备：
（1）准确称取0.1000克(双子叶植物)或0.2000克(单子叶植物)样品放入250ml的烧杯中。
（2）在样品中加几滴蒸馏水使其湿润，防止加入HCl后样品飘浮，影响测定结果。
待样品完全湿润后，加入0.1mol/LHCl20ml，用玻璃棒或电磁搅拌器搅拌5分钟。
（3）待样品沉降后，将上部清液通过铺有慢速度定量滤纸的漏斗除去，将样品留在烧杯中，用蒸馏水多次洗涤样品，并移于漏斗上，继续用蒸馏水洗至无Cl-为止（用AgNO3检验，一般约需用蒸馏水300ml），即为H-根（若下一步骤采用添加指示剂的滴定方法时，应同时做一空白试验）。H-根可以在湿润状态下，保持在第二天测定，一般最好当日结束。
（4）将洗好的样品连同漏斗，移至250ml烧杯中，将滤纸戳穿，用200ml1mol/L的KCl把全部样品洗入烧杯中。洗毕，把烧杯放在电磁搅拌器（或用玻璃棒）上不断搅拌，这时可选用下面的一种方法进行滴定操作。
2.滴定操作：
（1）用玻璃电极测定KCl悬浊液的pH，并用0.01mol/L的KOH滴定至pH=7，全部滴定操作在5分钟内完成。
（2）往装有KCl悬浊液的烧杯中滴入中性红—溴百里酚蓝混合指示剂10滴，然后用0.01mol/L的KOH滴定至溶液颜色成蓝绿色，同时进行空白滴定。
（三）计算：
四、试剂的配制：
（一）0.1mol/LHCl：吸取比重1.19的浓盐酸8.3ml，稀释定容至1000ml。
（二）0.01mol/LKOH：称取5.6110克KOH稀释至1000ml用标准酸标定。
（三）1.0mol/LKCl：称取化学纯KCl74.5580克，溶解于1000ml量瓶中，用玻璃电极调节pH＝7。（四）3％AgNO3溶液：称取AgNO33克，加水至100ml，用几滴HNO3，使其呈酸性，保存在棕色瓶中。中性红－溴百里酚蓝混合指示剂：0.1克中性红和0.1克溴百里酚蓝溶于100毫升60％的酒精溶液中。
7、根系活力的测定TTC法
华南农业大学实验报告 专业班次11农学1班组别201130010110 题目根系活力的测定姓名梁志雄日期2012-11-21 一、实验原理 氯化三苯基四氮唑（TTC ）是标准氧化电位为80 mV 的氧化还原色素，溶于水中成为无色溶液，但还原后即生成红色而不溶于水的三苯甲（TTF ）生成的三苯甲（TTF ）比较稳定，不会被空气中的氧自动氧化，所以TTC 被广泛用作酶试验的氢受体，植物根系中脱氢酶会引起的TTC 还原。所以TTC 还原量能表示脱氢酶活性，并作为根系活力的指标。根系的活力越高，产生的NAD（P）H+H+等还原物质越多，则生成红色的TTF越多。TTF 溶于乙酸乙酯，并在波长485nm处有最高吸收峰，因此，可用分光光度法定量测定。 二、实验材料与实验器材 蒜根、分光光度计、分析天平、恒温水浴锅、研钵、漏斗个、移液管、比色管、10ml容量瓶、50ml烧杯 三、实验试剂 乙酸乙酯、石英砂、硫代硫酸钠粉末、1％TTC、1/15mol/LpH7.0磷酸缓冲液、1mol/L硫酸 四、实验步骤 1、称取根尖样品0.5 g ，放入小烧杯中，加入0.4 ％TTC 溶液和磷酸缓冲液（pH7.0 ） 各 5 mL ，使根充分浸没在溶液内，在37 ℃下暗保温1 h ，此后立即加入1 mol/L 硫酸 2 mL ，以停止反应。（与此同时做一空白实验，先加硫酸，再加根样品，37 ℃下暗保温后不加硫酸，其溶液浓度、操作步骤同上）
2、把根取出，用滤纸吸干水分，放入研钵中，加乙酸乙酯3 ～4 mL ，充分研磨，以提 出TTF 。把红色提取液移入刻度试管，并用少量乙酸乙酯把残渣洗涤2 ～3 次，皆移入刻度试管，最后加乙酸乙酯使总量为10 mL ，用分光光度计在波长485 nm 下比色，以空白试验作参比测出吸光度，查标准曲线，即可求出TTC 还原量。 TTC还原量=从标准曲线查出的TTC浓度*提取液总体积*稀释倍数 五、数据记录记录 根重（g）反应起始时间反应终止时间稀释倍数OD485 未煮沸根系0.5 8:35 9:35 1 0.245 死根系0.5 8:35 9:35 1 0.000 从标准曲线上查出TTC的浓度为0.00142（ug/ml） 故可以知道TTC的还原强度为0.00142*10*1/0.5=0.0248 六、实验总结 本实验严格按照实验步骤进行，利用根系生长发育过程中所产生的还原物质，把TTC还原为红色的TTF，再利用TTF溶于乙酸乙酯从而把它提取出来，在485nm的波长下测定其吸光度，从而计算出TTC的还原量，以此来表现根系活力的大小，本实验测得的数据为0.0248，从网上查出的一个数据位0.01844，所以总体上数据还是比较合理的。在分光光度法实验中，样品和表样都加了处理剂，处理剂可能会含有被测物质，使用空白对照就是我去掉被测物质外所带来的结果误差，进行对照，可以清晰检验出结果。
最新植物生理指标测定方法
实验一植物叶绿素含量的测定（分光光度法） (张宪政，1992) 一、原理 根据叶绿体色素提取液对可见光谱的吸收，利用分光光度计在某一特定波长测定其吸光度，即可用公式计算出提取液中各色素的含量。根据朗伯—比尔定律，某有色溶液的吸光度A与其中溶质浓度C和液层厚度L成正比，即A＝αCL式中：α比例常数。当溶液浓度以百分浓度为单位，液层厚度为1cm时，α为该物质的吸光系数。各种有色物质溶液在不同波长下的吸光系数可通过测定已知浓度的纯物质在不同波长下的吸光度而求得。如果溶液中有数种吸光物质，则此混合液在某一波长下的总吸光度等于各组分在相应波长下吸光度的总和。这就是吸光度的加和性。今欲测定叶绿体色素混合提取液中叶绿素a、b和类胡萝卜素的含量，只需测定该提取液在三个特定波长下的吸光度A，并根据叶绿素a、b及类胡萝卜素在该波长下的吸光系数即可求出其浓度。在测定叶绿素a、b时为了排除类胡萝卜素的干扰，所用单色光的波长选择叶绿素在红光区的最大吸收峰。高等植物中叶绿素有两种：叶绿素a 和b，两者均易溶于乙醇、乙醚、丙酮和氯仿。叶绿素a和叶绿素b的比值反映植物对光能利用效率的大小，比值高则大，则反之。 二、材料、仪器设备及试剂 试剂：1）95%乙醇（或80%丙酮） 三、实验步骤 称取剪碎的新鲜样品0.2～0.3g，加乙醇10ml，提取直至无绿色为止。把叶绿体色素提取液倒入光径1cm的比色杯内，以95%乙醇为空白，在波长663nm和645nm下测定吸光度。四、实验结果按计算 丙酮法（Arnon法）【可以用于丙酮乙醇混合法和80%丙酮提取法的计算】 叶绿素a的含量（mg/g）=（12.71?OD663 – 2.59?OD645）V/1000*W 叶绿素b的含量（mg/g）=(22.88OD645 – 4.67OD663) V/1000*W 叶绿素a、b的总含量（mg/g）=(8.04?OD663 +20.29?OD645) V/1000*W 按Inskeep公式 叶绿素a的含量（mg/g）=（12.63?OD663 – 2.52?OD645）V/1000*W 叶绿素b的含量（mg/g）=(20.47OD645 – 4.73OD663) V/1000*W 叶绿素a、b的总含量（mg/g）=(7.90?OD663 + 17.95?OD645) V/1000*W
常规指标测试方法
常规指标测试方法 COD：重铬酸钾法；波长λ=435；5ml比色皿 测量范围：1～1500mg/L 测试步骤： 于5ml比色皿中加入少量Hg2SO4（作为屏蔽剂），再加硝解液3ml（也可以分开加：先加 2.25ml Ag2SO4+ H2SO4，再加0.75mlK2CrO7）最后加入2ml水样，盖紧瓶塞，摇匀于150℃硝解2h，完全冷却后测量COD值 试剂： ①10g Ag2SO4用于1L浓H2SO4（98%），Ag2SO4：H2SO4=1：100 ②49.032g K2CrO7溶于1L的水中 ※硝解液即将①和②按3：1的比例混合配制而成 注意： 1.水样若浓度过高，则须先稀释，一般测量在600～800mg/L内较精 确 2.一般可先将硝解液加于试管中别用，减少润洗造成的浪费 3.空白可用一星期 4.若水样浓度高，进行稀释时一般取5ml水样，取太少误差相对较大
测试方法： 方法①：以0.45μm滤膜过滤后测试COD 方法②：离心机（转速为4500rpm）离心40min后取上清液测COD
5 1.取水样160ml 2.称取0.4gLiOH于黑色胶漏 3.瓶口涂加润滑剂后，将胶漏置于其中 4.于35°条件下硝解5天
NH4+–N 纳氏试剂光度法；420nm；50ml比色管 步骤： 1.取1ml水样 2.加水至50ml刻度线 3.加入1ml酒石酸钾钠 4.加入1.5ml纳氏试剂 5.摇匀静置10min 试剂： 1.酒石酸钾钠： 称取50g酒石酸钾钠（KNaC4H6·4H2O）溶于100ml水中，加热煮沸以去除氨氮，冷却，定容至100ml 2.钠氏试剂： 称取16gNaOH，溶于50ml水中，充分冷却至室温 称取7g碘化钾（KI）+10g碘化汞（HgI2）溶于水，然后将此溶液在搅拌条件下缓缓注入NaOH溶液中，定容至100ml，贮于聚乙烯瓶中
植物根系活力的测定方法
实验 5 植物根系活力的测定（ TTC 法） 植物根系是活跃的吸收器官和合成器官，根的生长情况和活力水平直接影响地上部的营养状况及产量水平。本实验练习测定根系活力的方法，为植物营养研究提供依据。 一、原理 氯化三苯基四氮唑（ TTC ）是标准氧化电位为 80 mV 的氧化还原色素，溶于水中成为无色溶液，但还原后即生成红色而不溶于水的三苯甲（ TTF ）， 生成的三苯甲（ TTF ）比较稳定，不会被空气中的氧自动氧化，所以 TTC 被广泛用作酶试验的氢受体，植物根系中脱氢酶所引起的 TTC 还原，可因加入琥珀酸、延胡索酸、苹果酸得到增强，而被丙二酸、碘乙酸所抑制。所以 TTC 还原量能表示脱氢酶活性，并作为根系活力的指标。 二、实验材料、试剂与仪器设备 （一）实验材料 水培或砂培小麦、玉米等植物根系。 （二）试剂 1. 乙酸乙酯（分析纯）。 2. 次硫酸钠（ Na 2 S 2 O 4 ，分析纯），粉末。 3. 1 ％ TTC 溶液：准确称取 TTC g ，溶于少量水中，定容到 100 mL 。用时稀释至需要的浓度。 4. 磷酸缓冲液（ 1/15 mol/L ，）。 5. 1 mol/L 硫酸：用量筒取比重的浓硫酸 55 mL ，边搅拌边加入盛有 500 mL 蒸馏水的烧杯中，冷却后稀释至 1000 mL 。 6. 0.4 mol/L 琥珀酸：称取琥珀酸 g ，溶于水中，定容至 100 mL 即成。（三）仪器设备 小烧杯 3 个，研钵 1 个，移液管： mL 1 支、 10 mL 1 支、 5 mL 3 支，刻度试管 6 支，分光光度计，分析天平（感量 mg ），电子顶载天平（感量 g ），温箱，试管架，药勺，石英砂适量，滤纸。 三、实验步骤 1. 定性测定 （ 1 ）配制反应液把 1 ％ TTC 溶液、 mol ／ L 的琥珀酸和磷酸缓冲液按1:5:4 比例混合。 （ 2 ）把根仔细洗净，把地上部分从茎基部切除。将根放入三角瓶中，倒入反应液，以浸没根为度，置 37 ℃左右暗处放 1 ～ 3 h ，以观察着色情况，新根尖端几毫米以及细侧根都明显地变成红色，表明该处有脱氢酶存在。 2. 定量测定 （ 1 ） TTC 标准曲线的制作取％ TTC 溶液 mL 放入大试管中，加 mL 乙酸乙酯，再加少许 Na 2 S 2 O 4 粉末摇匀，则立即产生红色的 TTF 。此溶液浓度为每毫升含有 TTF 80 μg 。分别取此溶液 mL 、 mL 、 mL 、 mL 、mL 置 10 mL 刻度试管中，用乙酸乙酯定容至刻度，即得到含 TTF 20 μg 、 40 μg 、 80 μg 、 120 μg 、 160 μg 的系列标准溶液，以乙酸乙酯作参比，在 485 nm 波长下测定吸光度，绘制标准曲线。 （ 2 ）称取根尖样品 g ，放入小烧杯中，加入％ TTC 溶液和磷酸缓冲液（）各 5 mL ，使根充分浸没在溶液内，在 37 ℃下暗保温 1 ～ 2 h ，此后立即加入 1 mol/L 硫酸 2 mL ，以停止反应。（与此同时做一空白实验，先
植物生理生化测定
2.1.8转基因植株在盐胁迫下的超氧化物歧化酶(SOD)活性测定 将转基因植株与非转基因对照植株继代于含有0.5% NaCl的MS固体培养上进行胁迫培养，培养条件为27±1℃，每天13 h、3000 lux光照。胁迫培养4 w后，取其叶片测定其SOD 活性，每个样品设3次重复，求其平均数，并进行多重比较。 2.1.8.1主要试剂及配方 （1）0.1 mol/l pH 7.8磷酸钠（Na2HPO4-NaH2PO4）缓冲液 A液（0.1 mol/l Na2HPO4溶液）：称取Na2HPO4·12H2O 7.163 g，用少量蒸馏水溶解后定容至200 ml，4℃冰箱中保存备用； B液（0.1 mol/l NaH2PO4溶液）：称取NaH2PO4·2H2O 0.780 g，用少量蒸馏水溶解后定容至50 ml，4℃冰箱中保存备用； 取上述A液183 ml与B液17ml充分混匀后即为0.1 mol/l pH 7.8的磷酸钠缓冲液，4℃冰箱中保存备用。 （2）0.026 mol/l甲硫氨酸（Met）磷酸钠缓冲液 称取甲硫氨酸（C5H11NO2S）0.388 g，用少量0.1 mol/l pH 7.8的磷酸钠缓冲液溶解后，再用相同磷酸钠缓冲液定容至100 ml，现用现配，4℃冰箱中保存可用1～2 d。 （3）7.5 × 10-4 mol/l NBT溶液 称取NBT（C40H30Cl2N10O6）0.153 g，用少量蒸馏水溶解后，定容至250 ml，现用现配，4℃冰箱中保存可用2～3 d。 （4）含1.0 μmol/l EDTA的20 μmol/l核黄素溶液 A液：称取EDTA 0.003 g，用少量蒸馏水溶解； B液：称取核黄素0.075 g，用少量蒸馏水溶解； C液：合并A液和B液，定容至100 ml，此溶液即为含0.1 mmol/l EDTA的2 mmol/l 核黄素溶液，避光保存（可用黑纸将装有该液的棕色瓶包好），4℃冰箱中可保存8～10 d，当测定SOD酶活时，将C液稀释100倍，即为含1.0 μmol/l EDTA的20 μmol/l核黄素溶液。 （5）含2% PVP的0.05 mol/l pH7.8磷酸钠缓冲液 取0.1 mol/l pH7.8的磷酸钠缓冲液50 ml，加入2 g PVP（聚乙烯吡咯烷酮），充分溶解后移入100 ml容量瓶中用蒸馏水定容至刻度，充分混匀，4℃冰箱中保存备用。 2.1.8.2提取及测定方法 （1）称取1.0 g样品叶片于预冷的研钵中，加入4 ml预冷的提取介质（含2% PVP的0.05 mol/l pH7.8磷酸钠缓冲液），冰浴研磨匀浆，转入10 ml离心管，并用提取介质定容至
【测试】频响指标以及测试方法
【关键字】测试 频响 频率响应 简称频响，英文名称是Frequency Response，在电子学上用来描述一台仪器对于不同频率的信号的处理能力的差异。同失真一样，这也是一个非常重要的参数指标。一个“完美”的 交流缩小器，应该在频响指标上具有如下的素质：对于任何频率的信号都能够保持稳定的缩小 率，并且对于相应的负载具有同等的驱动能力。显然这在目前技术水平下是完全不可能的，那么 针对不同的缩小器就有了不同的“前缀”，对于音频信号缩小器（功率缩小器或者小信号缩小 器）来说，我们还应该加上如此的“前缀”：在人耳可闻频率范围内以及“可能”影响到该范围 内的频率的信号。这个范围显然缩小了很多，我们知道，人耳的可闻频率范围大约在20～20KHz， 也就是说只要缩小器对这个频率范围内的信号能够达到“标准”即可。实际上，根据研究表明， 高于这个频段以及部分低于这个频段的一些信号虽然“不可闻”，但是仍然会对人的听感产生影 响，因此，这个范围还要再扩大，在现代音频领域中，这个范围通常是5～50KHz,某些高要求的放 大器甚至会达到0.1~数百KHz。 但是，上述要求表面上好像是比“完美”低了很多，却仍然是“不可能完成的任务”，目前我们 连这样的要求也不可能达到。于是，就有了“频响”这个指标。（附言：指标本身就代表着“不 完美”，如果一切都“完美”了，指标也就没有存在的理由了。） 缩小器有两种失真：线性失真和非线性失真。我们通常把后者叫做“失真”，而把前者用其它方 式表达出来。非线性失真我们已经知道了是一种什么情况了。而线性失真就是指频率和相位方面 的“误差”，即频率失真和相位失真。 频率失真及其产生原因 频率失真是一种“线性失真”，意思是说，发生这种失真时缩小器的输出信号波形和输入波形仍 然是“相似形”，它不会使缩小器对要处理的信号产生“形变”。一个单纯的频率失真可以看成 缩小器对于不同频率的信号缩小倍数不同，例如，1个十倍缩小器，对1KHz的信号的缩小倍数是10 倍，而对于10KHz的交流信号可能缩小倍数就变成了9.99倍，于是，我们就可以说这台缩小器有频 率失真了。在电声学上，我们把这种现象称为“频响曲线的不平直”，这里面的“曲线”我们稍
试验一植物根系活力的测定
植物生理学实验指导书 指导老师马红亮 福建师范大学地理科学学院生态系
实验一植物根系活力的测定（α-萘胺氧化法） 植物根系的作用，主要有(1)对地上部的支持和固定；(2)物质的贮藏；(3)对水分和盐类的吸收；(4)合成氨基酸、激素等物质。因此根系的活力是植物生长的重要生理指标之一。 一、实验目的 通过实验，掌握用α－萘胺法测定植物根系活力的原理和技术。 二、实验原理 植物的根系能氧化吸附在根表面的α─萘胺，生成红色的α—羟基—1—萘胺，沉淀于有氧化力的根表面，使这部分根染成红色，其反应如下： 根对α-萘胺的氧化能力与其呼吸强度有密切关系。日本人相见、松中等认为α-萘胺氧化的本质就是过氧化物酶的催化作用，该酶的活力愈强，对α—萘胺的氧化力也愈强，染色也愈深。所以，可根据染色深浅定性地判断根的活力；也可测定溶液中未被氧化的α-萘胺量，计算已被氧化的α-萘胺量确定根系活力的大小。
在酸性环境中对氨基苯磺酸与亚硝酸盐先反应，再和α-萘胺作用生成红色的偶氮染料，可在510nm比色测定α-萘胺含量。其反应如上。 三、实验仪器药品 分光光度计，分析天平，烘箱，三角烧瓶，量筒，移液管，刻度试管 Α-萘胺溶液：称10mg α-萘胺，先用2ml左右的95%酒精溶解，然后加水到200ml，成50μg/ml的溶液。 0.1mol/L磷酸缓冲液，pH7.0（见附表2） A液：0.2mol/L磷酸二氢钠（NaH2PO4·2H2O 27. 8g配成1000ml）。 B液：0.2mol/L磷酸氢二钠（Na2HPO4·7H2O53.65g或Na2HPO4·12H2O71.7g 配成1000ml）。 用时取A液39ml，B液61ml混合，稀释至200ml即成。 1%对氨基苯磺酸：将1g对氨基苯磺酸溶解于100ml 30%的醋酸溶液中。 亚硝酸钠溶液：称10mg亚硝酸钠溶于100ml水中。 四、实验操作步骤 定量测定 (1) 挖出水稻植株，并用水洗净根系上的泥土，剪下它的根系，再用水洗，待洗净后用滤纸吸去根表面的水分，称根 称2g根放在100ml三角烧瓶中。然后加50μg/ml的α—萘胺溶液与磷酸缓冲液(pH7.0)等量混合液50ml，轻轻振荡，并用玻璃棒将根全部浸入溶液中，静置10分钟。吸取2ml溶液，测定α—萘胺含量[测定方法见下面(2)]，用为试验开始时的数值。再将三角烧瓶加塞，放在25℃恒温箱中，经一定时间后，再进行测定。另外，还要用一只三角烧瓶置同样数量的溶液，但不放根，作为α—萘胺自动氧化的空白，也同样测定，求它自动氧化量的数值。 (2) α-萘胺含量的测定 吸取2ml溶液，加入约10ml蒸馏水，再在其中加入1%对氨基苯磺酸溶液1ml和亚硝酸钠溶液1ml，在室温中放置5分钟，待混合液变成红色，再用蒸馏水定容到20ml。在20─60分钟内进行比色。选用波长510nm，读取吸光度，查对标准曲线得相应的α─萘胺浓度。
植物生理生化指标测定
小黑豆相关生理指标测定 1.表型变化：鲜重、株高、主根长和叶面积 鲜重：取处理好的植株，擦干根和叶表面水分，测量整株植物的重量，每个测6个重复。 株高：取处理好的植株，测量从根和茎分隔处到植株最高点的高度，记录，每个测6个重复。 主根长：取处理好的植株，测量从根和茎分隔处到主根最远点长度，记录，每个测6个重复。 叶面积：取处理好的植株，选择第二节段的叶片，测量叶面积，叶面积测量方法是测每个叶片最宽处长度作为叶的长，测叶片最窄处长度作为叶的宽，叶片长和宽的乘积即为叶表面积。每个测6个重复。 2.总蛋白、可溶性糖、丙二醛（MDA）和H2O2含量测定 样品处理：取0.5g样品（叶片要去除叶脉、根要先用清水清洗干净），速在液氮中冻存，在遇冷的研钵中加液氮研磨，然后加入1.5ml的Tris-HCl（pH7.4）抽提，将抽提液转移到2ml的EP管中，于4℃，12000rpm离心15min，取上清，保存在-20℃下，上清液可用于总蛋白、丙二醛（MDA）、可溶性糖和H2O2含量测定。 总蛋白测定（Bradford法）：样品反应体系（800ul H2O+200ul Bradford+5ul 样品），空白对照为（800ul H2O+200ul Bradford）。测定后带入标准曲线Y=32.549X-0.224(Y代表蛋白含量，X代表OD595)，计算得出蛋白含量。 可溶性糖测定：样品反应体系（1ml蒽酮+180ul ddH2O+20ul样品提取液）；空白对照（1ml蒽酮+180ul ddH2O），测定OD625后带入标准曲线：Y=0.0345X+0.0204(Y代表OD625，X代表可溶性糖含量（ug）) 蒽酮配方：称取100mg蒽酮溶于100ml稀硫酸（76ml浓硫酸+30mlH2O）.注意：浓硫酸加入水中时，一点一点递加，小心溅出受伤。 丙二醛（MDA）测定：在酸性和高温条件下，丙二醛可与硫代巴比妥（TBA）反应生成红棕色的3,5,5-三甲基恶唑2,4-二酮，在532nm处有最大吸收波长，但该反应受可溶性糖的极大干扰，糖与TBA的反应产物在532nm处也有吸收，但其最大吸收波长在450nm处。采用双组分分光光度法，可计算出MDA含量。MDA的计算公式为：MDA（umol/L）=6.45OD532-0.56OD450. 反应体系为：400ul 0.6%TBA+350ul H2O+50ul样品，80℃水浴10min后，测OD532和OD450。对照用Tris-HCl. 0.6%TBA配方：称取硫代巴比妥0.6g，溶于少量1M NaOH中，待其完全溶解后用10%TCA（称取10gTCA三氯乙酸，溶于100ml蒸馏水中，待其溶解即可）定容至100ml。 H2O2测定（二甲酚橙法）：样品反应体系（82ul溶液A+820ul溶液B （A:B=1:10）+150ul样品提取液），30℃水浴30min，测OD560。标准曲线为:Y=0.01734X-0.0555(Y代表OD560，X代表H2O2含量)
饲料六大指标检测.
饲料、粪便常规指标检测 1.水分 原理:样品在103度烘箱内,在大气压下烘干,直至恒重。遗失的质量为水分。在该温度下干燥,不仅饲料中的吸附水被蒸发,同时一部分胶体水分也被蒸发,另外还有少量其他易挥发物质挥发。 步骤:1.洁净的称样皿(103±2度烘箱中烘30min, 干燥器中冷却30分钟后称重,准确至0.001g.(重复操作,直至2次质量之差小于0.0005g为恒重。 2.分析天平称取5g左右式样到称样皿中(每个样品2个平行,还要2个对照盖子无需盖严,留缝在103度烘箱中烘4h,取出盖好盖子,冷却30分钟称重。标准:GBT 6435-2006 饲料中水分和其他挥发性物质含量的测定 2.粗灰分 原理:试样在550度灼烧后,所得残渣,用质量分数表示。残渣中主要是氧化物,盐类等矿物质,也包括混入饲料中的沙石,土等,故称粗灰分。 步骤:1.将坩埚于马弗炉中灼烧(550℃,30min,干燥器中冷却至室温后称重,准确至0.001g。 2.称取5克试样放入坩埚(每个样品2个平行,还要2个对照,在电炉上低温炭化至无烟为止。 3.炭化后,将坩埚移入马弗炉中,与550℃下灼烧3h。 4.观察是否有炭粒,如无炭粒,继续于马弗炉中灼烧1h,如果有炭粒或怀疑有炭粒,将坩埚冷却,用蒸馏水润湿,在103℃的干燥箱中仔细蒸发至干,再将坩埚至于马弗炉中灼烧1h,至于干燥器中冷却称重,准确至0.001g。
注意事项:1.样品自然放在坩埚中,勿压,避免样品氧化不足。2.样品开始炭化时,应有坩埚盖,防止损失,并打开部分坩埚盖,便于气流流通。3.炭化时,温度应逐渐上升,防止火力过大而使部分样品颗粒被逸出的气体带走。4.灼烧温度不宜超过600度,否则会引起磷硫等盐的挥发。 标准:GBT6438-2007 饲料中粗灰分的测定 3.粗脂肪 原理:油重法:用乙醚等有机溶剂反复浸提饲料样品,使其中脂肪溶于乙醚,并收集于盛醚瓶中,然后将所有的浸提溶剂加以蒸发回收,直接称量盛醚瓶中的脂肪重,即可计算出饲料样品中的脂肪含量。 步骤:1.索氏提取器干燥处理。抽提瓶(内有数粒沸石——(103±2度烘箱,烘干30分钟——干燥器冷却30分钟——称重——重复操作至两次之差小于0.0008g为恒重。2.试样的称取与烘干。分析天平称试样1.3g——滤纸包——铅笔注明标号——103度烘箱烘干2h——干燥器冷却——称重。(此步骤中,要带手套称重,且保证滤纸包长度可全部浸于石油醚中为准。3.试样的反复抽提。滤纸包——抽提管——抽提瓶加石油醚60~100毫升——60~75度水浴加热——石油醚回流——控制回流速度和时间。(抽提前,先将滤纸包浸泡在石油醚较长时间,可减少抽提时间;一般控制回流10次/h,共回流约50次,本实验中,滤纸包已在石油醚浸泡20h以上,回流(3~4次/h,共回流2h;检查抽提管流出的石油醚挥发后不留下油迹为抽提终点。4.抽提后的烘干称重。取出滤纸包——干净表面皿——晾干——装入称样皿——103度烘箱烘至恒重——称重。 注意事项:1.全部称重操作,样品包装时要带乳胶或尼龙手套。2.测定样品在浸提前必须粉碎烘干,以免在浸提过程中样品水分随乙醚溶解样品中糖类而引起误差。3.除样品需干燥外,索氏提取器也应干燥。4.实验所用提取试剂为石油醚,需要无水,无醇,无过氧化物,否则会使测定结果偏高,或者过氧化物会导致脂肪氧化,在烘干时有引起爆炸的危险。5.加热乙醚或石油醚严禁用明火直接加热。
植物生理生化指标测定(精)
小黑豆相关生理指标测定 1. 表型变化:鲜重、株高、主根长和叶面积 鲜重 :取处理好的植株,擦干根和叶表面水分,测量整株植物的重量,每个测 6个重复。 株高 :取处理好的植株,测量从根和茎分隔处到植株最高点的高度,记录,每个测6个重复。 主根长 :取处理好的植株,测量从根和茎分隔处到主根最远点长度,记录,每个测6个重复。 叶面积 :取处理好的植株,选择第二节段的叶片,测量叶面积,叶面积测量方法是测每个叶片最宽处长度作为叶的长, 测叶片最窄处长度作为叶的宽, 叶片长和宽的乘积即为叶表面积。每个测 6个重复。 2. 总蛋白、可溶性糖、丙二醛(MDA 和 H2O2含量测定 样品处理:取 0.5g 样品(叶片要去除叶脉、根要先用清水清洗干净 ,速在液氮中冻存,在遇冷的研钵中加液氮研磨,然后加入 1.5ml 的 Tris-HCl (pH7.4 抽提, 将抽提液转移到 2ml 的 EP 管中, 于 4℃, 12000rpm 离心 15min , 取上清, 保存在 -20℃下,上清液可用于总蛋白、丙二醛(MDA 、可溶性糖和 H2O2含量测定。 总蛋白测定(Bradford 法 :样品反应体系(800ul H2O+200ul Bradford+5ul样品 , 空白对照为(800ul H2O+200ul Bradford 。测定后带入标准曲线 Y=32.549X-0.224(Y代表蛋白含量, X 代表 OD595 ,计算得出蛋白含量。 可溶性糖测定:样品反应体系(1ml 蒽酮 +180ul ddH2O+20ul样品提取液 ; 空白对照 (1ml 蒽酮 +180ul ddH2O , 测定 OD625后带入标准曲线 : Y=0.0345X+0.0204(Y代表 OD625, X 代表可溶性糖含量(ug
植物生理指标检测方法
植物组织中可溶性糖含量的测定 在作为营养物质主要是指可溶性糖和淀粉。它们在营养中的作用主要有：合成纤维素组成细胞壁；转化并组成其他有机物如核苷酸、核酸等；分解产物是其他许多有机物合成的原料，如糖在呼吸过程中形成的有机酸，可作为NH 3 的受体而转化为氨基酸；糖类作为呼吸基质，为作物的各种合成过程和各种生命活动提供了所需的能量。由于碳水化合物具有这些重要的作用，所以是营养中最基本的物质，也是需要量最多的一类。 Ⅰ蒽酮法测定可溶性糖 一、原理 糖在浓硫酸作用下，可经脱水反应生成糠醛或羟甲基糠醛，生成的糠醛或羟甲基糠醛可与蒽酮反应生成蓝绿色糠醛衍生物，在一定范围内，颜色的深浅与糖的含量成正比，故可用于糖的定量测定。 该法的特点是几乎可以测定所有的碳水化合物，不但可以测定戊糖与己糖含量，而且可以测所有寡糖类和多糖类，其中包括淀粉、纤维素等（因为反应液中的浓硫酸可以把多糖水解成单糖而发生反应），所以用蒽酮法测出的碳水化合物含量，实际上是溶液中全部可溶性碳水化合物总量。在没有必要细致划分各种碳水化合物的情况下，用蒽酮法可以一次测出总量，省去许多麻烦，因此，有特殊的应用价值。但在测定水溶性碳水化合物时，则应注意切勿将样品的未溶解残渣加入反应液中，不然会因为细胞壁中的纤维素、半纤维素等与蒽酮试剂发生反应而增加了测定误差。此外，不同的糖类与蒽酮试剂的显色深度不同，果糖显色最深，葡萄糖次之，半乳糖、甘露糖较浅，五碳糖显色更浅，故测定糖的混合物时，常因不同糖类的比例不同造成误差，但测定单一糖类时，则可避免此种误差。 糖类与蒽酮反应生成的有色物质在可见光区的吸收峰为 620 nm ，故在此波长下进行比色。 二、实验材料、试剂与仪器设备 （一）实验材料 任何植物鲜样或干样。 （二）试剂 1. 80 ％乙醇。 2. 葡萄糖标准溶液（100 μg/mL ）：准确称取100 mg 分析纯无水葡萄糖，溶于蒸馏水并定容至100 mL ，使用时再稀释 10 倍（ 100 μg/mL ）。 3 ．蒽酮试剂：称取 1.0 g 蒽酮，溶于 80% 浓硫酸（将 98% 浓硫酸稀释，把浓硫酸缓缓加入到蒸馏水中） 1000 mL 中，冷却至室温，贮于具塞棕色瓶内，冰箱保存，可使用 2 ～ 3 周。 （三）仪器设备 分光光度计，分析天平，离心管，离心机，恒温水浴，试管，三角瓶，移液管（ 5 、 1 、0.5 mL ），剪刀，瓷盘，玻棒，水浴锅，电炉，漏斗，滤纸。 三、实验步骤 1. 样品中可溶性糖的提取称取剪碎混匀的新鲜样品0.5 ～ 1.0 g （或干样粉末 5 ～100 mg ），放入大试管中，加入15 mL 蒸馏水，在沸水浴中煮沸20 min ，取出冷却，过滤入100 mL 容量瓶中，用蒸馏水冲洗残渣数次，定容至刻度。 2. 标准曲线制作取 6 支大试管，从 0 ～ 5 分别编号，按表 24-1 加入各试剂。 表 24-1 蒽酮法测可溶性糖制作标准曲线的试剂量 将各管快速摇动混匀后，在沸水浴中煮10 min ，取出冷却，在620 nm 波长下，用空白调零测定光密度，以光密度为纵坐标，含葡萄糖量（ μg ）为横坐标绘制标准曲线。 3 ．样品测定取待测样品提取液 1.0 mL 加蒽酮试剂 5 mL ，同以上操作显色测定光密度。重复 3 次。
金属常规力学指标测试
实验一金属常规力学指标测定 一、实验目的 1、掌握金属材料常规力学指标的测试方法。 2、掌握各个常规力学指标的作用及意义。 3、了解各个指标的相互关系。 4、熟悉所用测试仪器及设备的原理和操作使用。 二、实验方法及采用标准 1、金属拉伸试验标准GB/T 2、金属冲击试验标准GB/T 229-2007 3、金属扭转试验标准GB/T 10128-2007 三、实验数据处理 1、依据国家标准，分别计算各个力学参数指标。 （一）金属拉伸实验标准GB/T 材料的弹性、强度、塑形、应变硬化和韧性等许多重要的力学性能指标统称为拉伸性能，它是材料的基本力学性能。拉伸实验是标准拉伸试样在静态轴向拉伸力不断作用下以规定的拉伸速度拉至断裂，并在拉伸过程中连接记录力与伸长量，从而求出其强度判据和塑性判据的力学性能试验。 （1）试验要求 1)原始标距的标记 对于比例试样，应将原始标距的计算值修约至最接近5mm的倍数，中间数值向较大一方修约。标距的标记应精确到取值数值的 1%。 2)原始横截面积的测定 圆形截面试样应在试样工作段的两断及中间处两个相互垂直的方向上各测一次直径，取其算术平均值，选用三处测得横截面积中的最小值。 （2）拉伸性能的测定 利用试验机的绘图装置得到力-位移关系曲线，如下： 图1 拉伸试验力-位移曲线
1)断后伸长率测定 为了测定断后伸长率，应将试样断裂的部分仔细地对接在一起使其轴线处于同一直线上，并采取特别措施确保试样断裂部分适当接触后测量试样断后标距。按下式计算断后伸长率A： 式中：L o—原始标距；L u—断后标距。 应使用分辨力足够的量具或测量装置测定断后伸长量L u- L o，并精确到±。 0.25mm 2)断面收缩率的测定 将试样断裂部分仔细地配接在一起，使其轴线处于同一直线上。断裂后最小横截面积的测定应准确到2% ±。原始横截面积与断后最小横截面积之差除以原始横截面积的百分率得到断面收缩率，按下式计算： 式中：S o—平行长度部分的原始横截面积；S u—断后最小横截面积 3)抗拉强度的测定 对于呈现明显屈服现象的金属材料，从记录的力-位移图，读取屈服阶段之后的最大力。最大力除以原始横截面积得到抗拉强度。 4)屈服强度的测定 对有明显屈服现象的材料，应测定其上、下屈服强度。上、下屈服强度的判定采用以下基本原则： i.屈服前的第一个峰值应力为上屈服强度，不管其后的峰值应力比它大 或者比它小。 ii.屈服阶段中如果呈现两个或两个以上的谷值应力，舍去第一个谷值应力不计，取谷值应力中最小者判为下屈服强度。 iii.屈服阶段中呈现屈服平台，平台应力判为下屈服强度；如呈现多个而且后者高于前者的屈服平台，判第一个平台应力为下屈服强度。 iv.正确的判定结果应该是下屈服强度低于上屈服强度。 试验时记录力-位移曲线，从曲线图读取力首次下降前的最大力和不计初始瞬时效应时屈服阶段中的最小力或屈服平台的恒定力，将它们分别除以试样原始横截面积得到上屈服强度和下屈服强度。 上屈服强度： 下屈服强度： （3）试验结果数值的修约 1)强度性能值修约至1MPa。 2)屈服点延伸率修约至%，其他延伸率和断后伸长率修约至%。 3)断面收缩率修约至1%。
实验3 根系活力的测定(TTC法)
实验3 根系活力的测定（TTC法） 植物根系是活跃的吸收器官和合成器官，根的生长情况和活力水平直接影响地上部的生长和营养状况及产量水本。本实验练习测定根系活力的方法，为植物营养研究提供依据。 一、实验目的 熟悉测定根系活力的方法和原理 二、原理 氯化三苯基四氮唑（TTC）是标准氧化电位为80mV的氧化还原色素，溶于水中成为无色溶液，但还原后即生成红色而不溶于水的三苯甲腙，生成的三苯甲腙比较稳定，不会被空气中的氧自动氧化，所以TTC 被广泛地用作酶试验的氢受体，植物根系中脱氢酶所引起的TTC还原，可因加入琥珀酸，延胡索酸，苹果酸得到增强，而被丙二酸、碘乙酸所抑制。所以TTC还原量能表示脱氢酶活性并作为根系活力的指标。 三、材料、设备仪器及试剂 1、材料：水培或砂培小麦、玉米等植物根系。 2、仪器设备：分光光度计；分析天平（感量0.1mg）；电子顶载天平（感量0.1g）；温箱；研钵；三角瓶50ml；. 漏斗；. 量筒100ml；吸量管10ml；. 刻度试管10ml；. 试管架；容量瓶10ml；. 药勺；. 石英砂适量；. 烧杯10ml、1000ml。 3、试剂：乙酸乙酯（分析纯）。次硫酸钠（Na2S2O4），分析纯，粉末。.1％TTC溶液准确称取TTC1.0g，溶于少量水中。定容到100ml。用时稀释至各需要的浓度。磷酸缓冲液（1／15mol/L，pH7）。. 1mol/L硫酸用量筒取比重1.84的浓硫酸55ml，边搅拌边加入盛有500ml蒸馏水的烧杯中，冷却后稀释至1000ml。. 0.4mol/L琥珀酸称取琥珀酸4.72g，溶于水中，定容至100ml即成。 四、实验步骤 1、TTC标准曲线的制作取0.4％TTC溶液0.2ml放入10ml量瓶中，加少许Na2S2O4粉摇匀后立即产生红色的甲月替。再用乙酸乙酯定容至刻度，摇匀。然后分别取此液0.25ml、0.50ml、1.00ml、1.50ml、2.00ml 置10ml容量瓶中，用乙酸乙酯定容至刻度，即得到含甲月替25μg、50μg、100μg、150μg、200μg的标准比色系列，以空白作参比，在485nm波长下测定吸光度，绘制标准曲线。 2、称取根尖样品0.5g，放入10ml烧杯中，加入0.4％TTC溶液和磷酸缓冲液的等量混合液10ml，把根充分浸没在溶液内，在37℃下暗保温1～3h，此后加入1mol/L硫酸2ml，以停止反应。（与此同时做一空白实验，先加硫酸，再加根样品，其他操作同上）。 3、把根取出，吸干水分后与乙酸乙酯3～4ml和少量石英砂一起在研钵内磨碎，以提出甲月替。红色提取液移入试管，并用少量乙酸乙酯把残渣洗涤二、三次，皆移入试管，最后加乙酸乙酯使总量为10ml，用分光光度计在波长485nm下比色，以空白试验作参比测出吸光度，查标准曲线，即可求出四氮唑还原量。五、结果计算 四氮唑还原强度（mg/g(根鲜重)/h）＝四氮唑还原量（mg）/[根重（g）×时间(h)] 六、实验作业 七实验总结及思考
植物根系活力的测定
实验三植物根系活力的测定——TTC法植物根系是活跃的吸收器官和合成器官，跟的生长情况的活力水平直接影响地上部分的生长和营养状况及产量水平。本实验练习测定根系活力的方法，为植物营养研究提供依据 一、原理： 氧化三苯基四氮唑（TTC）是标准氧化电位为80mV的氧化还原色素，溶于水中成为无色溶液，但还原后即生成红色而不溶于水的三苯甲腙，生成的三苯甲腙比较稳定，不会被空气中的氧自动氧化，所以TTC被广泛地用作酶试验的氢受体，植物根系中脱氢酶所引起的TTC还原，可因加入琥珀酸，延胡索酸，苹果酸得到加强，而被丙二酸、碘乙酸所抑制。所以TTC还原量能表示脱氢酶活性并作为根系活力的指标。 二、植物材料、仪器设备及试剂配制： （一）植物材料：完全液和铅溶液培养的黄瓜苗根系 （二）仪器设备：电子天平、生化培养箱、分光光度计、剪刀、镊子、10mL离心管、10mL具塞刻度试管、研钵、漏斗、移液管或移液枪、滴管、小烧杯、玻璃棒等。 （三）配置试剂： 1、乙酸乙酯（分析纯） 2、次硫酸钠（Na2S2O4） 3、1%TTC溶液：标准称TTC1.00g，溶于少量去离子水中，定容到100mL，用时稀释。 4、硫酸缓冲液（1/15mol/L，pH7） 5、1mol/L硫酸：量取比重1.84的浓硫酸55mL，边搅拌边加入盛有500mL去离子水的 烧杯中，冷却后稀释至1000mL 三、实验步骤： 1.TTC标准曲线的制作：取0.4%TTC溶液0.2mL放入10mL量瓶中，加少许Na2S2O4 粉末摇匀后立即产生红色的甲月替，再用乙酸乙酯定容至刻度，摇匀。然后分别取此液0.25mL、0.50mL、1.00mL、1.50mL、 2.00mL置于10mL刻度试管中，用乙酸乙酯定容至刻度，即得到甲月替25μg、50μg、100μg、150μg、200μg的标准比色系列，以空白作参比，在485nm波长下测定吸光度，绘制标准曲线。 2.称取新鲜根尖0.5g，放入10mL离心管中，加入0.4%TTC溶液和磷酸缓冲液的等量混合液5mL，把根充分浸没在溶液内，在37℃下暗保温1h，此后加入1mol/L硫酸1ml，以终止反应。（与此同时做一空白实验，先加硫酸，再加新鲜根，其他操作同上）。 3.把根取出，吸干水分后与乙酸乙酯3~4mL和少量石英砂一起在研钵内磨成浆，以提出甲月替。红色提取液移入10mL刻度试管中，并用少量乙酸乙酯把残渣洗涤二、三次，皆移入刻度试管，最后用乙酸乙酯定容至10mL，摇均匀，用分光光度计在波长485nm下比色，以空白试验作参比测出吸光度，查标准曲线，即可求出四氮唑还原量。 四、结果计算： 四氮唑还原强度（mg/g（根鲜重）/h）=四氮唑还原量（mg）/[根重（g）×时间（h）] 五、注意事项： 1.要剪取根尖作为测量材料 2.测定的同时要做空白对照 3.TTC容易氧化，要现用现配，避光保存 4.反应结束后，根系要吸干水分后研磨，否则溶液容易浑浊 5.要用少量多次的乙酸乙酯把残渣中的红色苯三甲腙洗涤干净
植物生理学实验指导
植物生理学实验指导主编胡君艳陈国娟张汝民 浙江农林大学植物学科 2013年8月
实验一植物组织水势的测定 水势与渗透势的测定方法可分为3大类：⑴液相平衡法，包括小液流法、重量法测水势，质壁分离法测渗透势；⑵压力平衡法（压力室法测水势）；⑶气相平衡法，包括热电偶湿度计法、露点法等。 Ⅰ小液流法 【实验目的】 了解采用小液流法测定植物组织水势的方法。 【实验原理】 水势表示水分的化学势，像电流由高电位处流向低电位处一样，水从水势高处流向低处。植物体细胞之间，组织之间以及植物体和环境间的水分移动方向都由水势差决定。 当植物细胞或组织放在外界溶液中时，如果植物的水势小于溶液的渗透势（溶质势），则组织吸水而使溶液浓度变大；反之，则植物细胞内水分外流而使溶液浓度变小；若植物组织的水势与溶液的渗透势相等，则二者水分保持动态平衡，所以外部溶液浓度不变，而溶液的渗透势即等于所测植物的水势。可以利用溶液的浓度不同其比重也不同的原理来测定试验前后溶液的浓度变化，然后根据公式计算渗透势。 【实验器材与试剂】 1.实验材料：八角金盘、大叶黄杨等。 2.实验试剂：0.05、0.10、0.15、0.20、0.30mol·L-1蔗糖溶液、甲烯蓝溶液。 3.实验仪器：试管10支、微量注射器、镊子、打孔器、垫板。 【实验步骤】 1.取干燥洁净的试管5支为甲组，标记1~5，各支中分别加入0.05~0.30mol·L-1蔗糖溶液5mL。另取5支干燥洁净的试管为乙组，标记1'~5'，各试管中分别加入0.05~0.30mol·L-1蔗糖溶液2ml。 2.取待测样品的功能叶数片，用打孔器打取小圆片约50片（避开叶脉），混合均匀。用镊子分别夹入10个小圆片到乙组试管中。并使叶圆片全部浸没于溶液中。放置约30~60min，为加速水分平衡，应经常摇动试管。 3.到时间后，在乙组试管中加入甲烯蓝溶液1~2滴，并用微量注射器取各试管糖液少许，将注射器插入对应浓度甲组试管溶液中部，小心地放出一滴蓝色溶液，并观察蓝色小液流的
水处理常规指标测定方法
三、项目指标测定方法 1、COD含量 （1）测定步骤 a)估算水样中COD的含量，决定取样的体积，一般取5ml； b)取适量样品（含两个空白样品）于COD消解罐中，加入约0.3g掩蔽剂（HgSO4）、 3.0 mL消解液、5.0 mL催化剂； c)将消解罐摇晃均匀，放入COD消解仪中消解相应时间； d)自然冷却后用蒸馏水润洗消解罐，将罐中液体移入250ml锥形瓶中，保证液体 体积约20mL-30ml左右。加入三滴指示剂； e)用硫酸亚铁铵标准溶液滴定至锥型瓶颜色转为暗红色即可； f)记录、存档、分析； （2）试剂配置： a)重铬酸钾标准溶液（1/6K2CrO7）：称取经120℃烘干2h的基准或者优纯级 K2Cr2O7 4.903g，用少量水溶解，移入1000mL的容量瓶中，用水稀释至标线，摇匀； b)硫酸亚铁铵标准溶液：称取39.2g分析纯级溶解于水中，加入浓硫酸，冷却后移 入1000mL容量瓶中，用水稀释至标线，临用前用1.000mL的K2Cr2O7的标准溶液标定； c)消解液：称取19.6g重铬酸钾，50.0g硫酸铝钾，10.0g钼酸铵，溶解于500mL 水中，加入200mL浓硫酸，冷却后转移至1000mL的容量瓶中，用水稀释至标线。该溶液重铬酸钾浓度约为0.4moL/L； COD值不同水样应选择不同浓度K2Cr2O7消解液 COD（mg/L）<50 50~1000 1000~2500 消解液中K2Cr2O7 0.05 0.2 0.4 浓度（mol/L） K2Cr2O7质量 2.45 9.8 19.6 d)催化剂：称取8.8g 分析纯Ag2SO4，溶解于1000mL浓硫酸中； e)指示剂：称取0.695g分析纯FeSO4·7H2O和1.4850g邻菲罗啉溶解于水中稀释至 100mL，贮存于棕色瓶中待用； f)掩蔽剂：称取10.0g分析纯HgSO4，溶解于100 mL10%硫酸中；
根系活力测定方法
植物根系活力的测定（甲烯蓝法） 植物根系是活跃的吸收器官和合成器官，根的生长情况和活力水平直接影响地上部的营养状况及产量水平。本实验学习测定根系活力的甲烯蓝法。 【原理】根据沙比宁等的理论，植物对溶质的吸收具有表面吸附的特性，并假定被吸附物质在根系表面形成一层均匀的单分子层；当根系对溶质的吸附达到饱和后，根系的活跃部分能将吸附着的物质进一步转移到细胞中去，并继续产生吸附作用。在测定根系活力时常用甲烯蓝作为吸附物质，其被吸附量可以根据吸附前后甲烯蓝浓度的改变算出，甲烯蓝浓度可用比色法测定。已知1mg甲烯蓝形成单分子层时覆盖的面积为1.1m2，据此可算出根系的总吸收面积。从吸附饱和后再吸附的甲烯蓝的量，可算出根系的活跃吸收表面积，作为根系吸收活力的指标。 【材料、仪器与试剂】1.材料：植物根系。2.仪器及用具：分光光度计；移液管；烧杯；比色管。3.试剂：0.01 mg?mL-1甲烯蓝溶液；0.0002 mol?L-1（0.075 mg?mL-1）甲烯蓝溶液。 【方法与步骤】 1. 甲烯蓝标准曲线的制作按表2－1用0.01 mg?mL-1甲烯蓝溶液配制系列标准溶液，于660 nm处测定吸光度，以甲烯蓝浓度为横坐标，吸光度为纵坐标，绘制标准曲线。 表2－1 甲烯蓝系列标准溶液的配制
2. 将待测的植物根系洗净沥干，浸在装有一定量水的量筒中，用排水法测定根系的体积（或用体积计测定）。 3. 将0.0002 mol?L-1的甲烯蓝溶液（每毫升溶液中应含0.075 mg甲烯蓝，为消除溶液配制和比色误差，其含量需要重新进行比色，查标准曲线确定）分别倒入3个小烧杯中，编号，每个烧杯中溶液体积约10倍于根系的体积。准确记下每个烧杯中的溶液量。 4. 将洗净的待测根系，用吸水纸小心吸干，然后依次浸入盛有甲烯蓝溶液的烧杯中，每杯中浸1.5 min，注意每次取出时，都要使根上的甲烯蓝溶液流回到原杯中去。 5. 从3个小烧杯中各吸取甲烯蓝溶液1 mL，用去离子水稀释10倍后，于660 nm处测定吸光度，根据标准曲线，查得各杯浸根后甲烯蓝的浓度。【结果与计算】 （1）总吸收面积（m2）=[（c1—c1’）×v1+（c2—c2’）×v2]×1.1（2）活跃吸收面积（m2）= [（c3—c3’）×v3]×1.1 （3）活跃吸收面积%=根系活跃吸收面积（m2）/根系总吸收面积（m2）×100%（4）比表面积（cm2·cm-3）= 根系总吸收面积（cm2）/根体积（cm3） 式中c：各杯未浸泡根系前的甲烯蓝浓度（mg?mL-1）；