酵母双杂交原理与实验具体流程.
酵母双杂（共转）
酵母双杂（共转）酵母双杂交的原理及实验步骤吴健2015.12.25一酵母双杂交的原理在酵母细胞中，有半乳糖存在的情况下，GAL4 可以激活半乳糖代谢酶GAL1的转录。
GAL4 蛋白包含两个结构域，单独的N 端的结构域(BD)可以特异地结合DNA 但是不能够激活转录；单独的C 端包含一个激活区域（AD）但是如果不能结合到17-mer 上游激活序列USA G 也不能激活转录。
将来自大肠杆菌的LecA DNA 结合域BD 和酵母的GAL4 转录激活域AD 重组后，在酵母中实现了下游基因的转录激活。
说明转录因子的BD 和AD 功能域可相互独立地发挥各自的作用，并且在重组后仍然具有基因转录的活性(Brent and Ptashne, 1985)。
酵母双杂交系统就是在这一分子基础上开发出来的，GAL4 的BD 和AD，分别与能够互作的蛋白X 和Y 融合表达。
由于XY 蛋白的结合，实现了GAL4 的BD 和AD 重组，GAL4 就重新获得了转录活性，转录因子就可以驱动报告基因表达(Fields and Song, 1989)。
除了将两个杂合载体BD-X 或AD-Y 转化入同一酵母细胞外，利用两个不同性别的酵母杂交（mating）也是实现BD 和AD 蛋白重组和蛋白互作检测的有效方法(Bendixen et al., 1994)。
Fig1. 酵母双杂原理图Fig2. 常用两种酵母菌的基因型Fig3. 常用两种酵母菌的报告基因Fig4. 常用AD和BD载体图Fig5. 酵母双杂流程图二酵母双杂交的基本步骤1 酵母感受态的制备配制培养酵母YPAD 培养基，以及筛选和转化酵母的SD 培养基，灭菌备用。
1) 用灭菌的接种环从保存的菌种中挑取一小块，在YPAD 培养基上划线分离单菌落，在30℃培养箱中倒置培养 3 d 活化菌种；2) 用灭菌的接种环挑取一个2-3 mm，生长时间小于一个月的单克隆到3 ml 的YPAD 培养基中，剧烈震荡1 min，打散所有的细胞块，30℃震荡培养8 h；3) 接种5 μl 的培养物到含有50 ml YPAD 的250 ml 的烧瓶中，30℃，250 r/min 震荡培养20 h，直到OD 600 =0.3；4) 700 g 室温离心5 min，去除上清，用100 ml 的YPAD 重悬细胞块，30℃230-250 r/min 震荡培养3-5 h，直到OD 600 =0.4-0.5；5) 700 g 室温离心5 min，去除上清，用60 ml 的灭菌的dd H2O 重悬细胞块；6) 700 g 室温离心5 min，去除上清，用3 ml 的1.1×TE/LiAc 溶液重悬细胞块；7) 将上清分装到2 个无菌的1.5 ml 的离心管，室温13200 g 离心15 sec；8) 去除上清，用600 μl 1.1×TE/LiAc 溶液悬浮细胞块，感受态制备完成。
酵母双杂交具体实验流程
酵母双杂交具体实验流程
酵母双杂交（Yeast Two-Hybrid，Y2H）是一种常用的蛋白质相互作用分析方法，它基于酵母细胞内存在的转录激活子结合域（Transcription Activation Domain，TAD）和DNA结合域（DNA Binding Domain，DBD），通过融合特定的蛋白质序列并在酵母细
胞中共同表达，以实现筛选并鉴定蛋白质相互作用的目的。
酵母双杂交具体实验流程如下：
1.构建启动子驱动的酵母表达载体
该载体包含两部分：AD与DB，分别携带TAD和DBD结构域。
这些结构域可以具体化作为外源蛋白的两个互补部分，这样当它们相互结
合时，激活酵母内的报告基因（RLUC或LacZ）表达，并通过信号放
大器Cre的介入增强了信号。
2.构建融合基因的酵母表达载体
将想要研究的两种蛋白质的氨基酸序列分别连接到AD与DB的C端，形成融合蛋白质基因，然后将融合基因与启动子驱动的表达载体转化
入双杂交酵母细胞。
3.获得蛋白质相互作用的筛选和确认
通过对酵母双杂交转化后的细胞进行筛选，并通过对表达的信号进行观察和测量，得到蛋白质相互作用的筛选结果。
4.确定筛选结果的真实性
在确定特定蛋白质相互作用是否真实的过程中，通常会进行一些补充实验。
例如，可以通过分析生化反应，并利用免疫共沉淀等方法验证筛选结果的可靠性。
总的来说，酵母双杂交是一种常用的蛋白质相互作用分析方法，它可以快速、可靠地鉴定蛋白质相互作用，从而帮助研究者更深入地探究蛋白质的功能和作用机制。
酵母双杂交的原理
酵母双杂交的原理引言：酵母双杂交是一种常用的分子生物学技术，用于研究蛋白质相互作用以及蛋白质与DNA或RNA的相互作用。
本文将详细介绍酵母双杂交的原理及其在科研领域中的应用。
一、酵母双杂交的基本原理酵母双杂交技术是基于酵母细胞的遗传特性和蛋白质相互作用的原理而发展起来的。
其基本原理可简单概括为以下三个步骤：第一步：构建酵母双杂交载体将目标蛋白质分别与DNA的两个片段（称为“鱼饵”和“猎物”）融合，构建酵母双杂交载体。
鱼饵片段通常与DNA结合蛋白质相连，而猎物片段通常与转录激活蛋白质相连。
第二步：转化酵母细胞将构建好的酵母双杂交载体转化到酵母细胞中。
这里使用的是酵母的双杂交株，其特点是缺失了酵母中的两个转录因子基因。
第三步：筛选蛋白质相互作用在含有适当选择性培养基的培养条件下，酵母细胞将仅在存在蛋白质相互作用的情况下存活下来。
通过对酵母细胞进行筛选，可以筛选出与目标蛋白质相互作用的蛋白质。
二、酵母双杂交的应用酵母双杂交技术已经被广泛应用于生物学研究中，尤其是在蛋白质相互作用的研究方面。
以下是酵母双杂交技术在不同领域的应用：1. 蛋白质相互作用研究酵母双杂交技术是研究蛋白质相互作用的重要方法。
通过酵母双杂交技术，可以筛选出与目标蛋白质相互作用的蛋白质，进一步研究其功能和调控机制。
2. 蛋白质与DNA或RNA相互作用研究酵母双杂交技术也可以用于研究蛋白质与DNA或RNA的相互作用。
通过将目标蛋白质与DNA或RNA片段进行融合，可以筛选出与目标蛋白质相互作用的DNA或RNA序列。
3. 药物靶点筛选酵母双杂交技术在药物研发中也起到了重要的作用。
通过将潜在药物分子与蛋白质片段进行融合，可以筛选出与药物分子相互作用的蛋白质，从而寻找药物的靶点。
4. 疾病相关基因研究酵母双杂交技术也被广泛应用于疾病相关基因的研究中。
通过将疾病相关基因与其他基因片段进行融合，可以筛选出与疾病相关基因相互作用的蛋白质，进一步研究其功能和调控机制。
酵母双杂交技术原理
酵母双杂交技术原理
酵母双杂交技术是一种DNA定向克隆的分子生物学技术，又称为抗性转移技术。
它利用细胞壁抗生素的抗性性质作为分子生物学过程的引物，分子生物学的原理是利用噬菌体感染酵母的策略，将目标DNA 片段转移到仅有两种抗性的酵母菌中去。
具体的操作步骤如下：首先制备携带乙醇容抗体型剂量胞壁抗生素的噬菌体，再将酵母菌与这些抗生素装载的噬菌体混合放置，此时目标DNA会受到噬菌体的选择性感染，而不会感染来源酵母菌，进而将目标DNA进行吸收，最后再使酵母双向繁殖，最终形成携带抗性基因的酵母菌。
酵母双杂交系统步骤
酵母双杂交系统的步骤酵母双杂交法的原理：典型的真核生物转录因子，如GAL4、GCN4、等都含有二个不同的结构域：DNA结合结构域和转录激活结构域。
前者可识别DNA上的特异序列，并使转录激活结构域定位于所调节的基因的上游，转录激活结构域可同转录复合体的其他成分作用，启动它所调节的基因的转录。
酵母双杂交法的步骤：1. 阳性克隆的筛选2. 用质粒自然分选法筛除只含有AD-文库杂合子的克隆3. 酵母杂合试验确定真阳性克隆4. 阳性克隆的进一步筛选和确证5. 对双杂交系统阳性结果的进一步研究6. 阳性克隆的筛选7. 用质粒自然分选法(Natural Segregation)筛除只含有AD-文库杂合子的克隆8. 酵母杂合试验(Yeast Mating)确定真阳性克隆9. 阳性克隆的进一步筛选和确证扩展资料：酵母双杂交系统能在体内测定蛋白质的结合作用，具有高度敏感性。
主要是由于：1、采用高拷贝和强启动子的表达载体使杂合蛋白过量表达。
2、信号测定是在自然平衡浓度条件下进行，而如免疫共沉淀等物理方法为达到此条件需进行多次洗涤，降低了信号强度。
3、杂交蛋白间稳定度可被激活结构域和结合结构域结合形成转录起始复合物而增强，后者又与启动子DNA结合，此三元复合体使其中各组分的结合趋于稳定。
4、通过mRNA产生多种稳定的酶使信号放大。
同时，酵母表型，X-Gal及HIS3蛋白表达等检测方法均很敏感。
在研究蛋白质的结构功能特点、作用方式过程中，有时还要通过突变、加抑制剂等手段破坏蛋白质间的相互作用。
针对实际工作中的这种需要，Vidal等人发展了所谓的逆双杂交系统（reverse two-hybrid system）。
这项技术的关键是报道基因URA3的引入。
URA3基因在这里起到了反选择的作用，它编码的酶是尿嘧啶合成的关键酶。
酵母双杂交原理与实验具体流程
galactosidase. MEL1 is endogenous to both Y187 and AH109. Because αgalactosidase is a secreted enzyme, its activity can be detected by adding X-α-Gal to the selection plate: If MEL1 is active and X-α-Gal is present, the colony will turn blue. lacZ in Y187 exhibits a high level of induced β-galactosidase activity in a poAD通过这个“桥 梁”共同起作用，激活报告基 因（ADE2、HIS3 、 lacZ和 MEL1）的转录。
推荐使用Clontech公司的第三 代载体，pGADT7-Rec 和 pGBKT7进行双杂交筛选，因 为它们产生更少的假阳性。对 于cDNATA regions can be switched to create novel promoters
For GAL4-based systems, either a native GAL UAS or a synthetic UASG 17-mer consensus sequence (Heslot & Gaillardin, 1992) provides the binding site for the GAL4 DNA-BD. If you are putting together your own one- or two-hybrid system, you must make sure that the reporter gene's promoter will be recognized by the DNA-BD moiety encoded in your DNA-BD fusion vector.
酵母双杂交原理及步骤
酵母双杂交原理及步骤以酵母双杂交原理及步骤为标题，本文将探讨酵母双杂交的原理和步骤。
酵母双杂交是一种常用的分子生物学技术，用于研究蛋白质相互作用、信号转导和基因调控等生物学过程。
酵母双杂交是一种基于酵母菌的遗传系统的实验方法，通过检测两个蛋白质是否相互作用，从而揭示它们之间的相互作用关系。
这种方法的核心原理是将两个感兴趣的蛋白质分别与DNA结合域和激活域相连，当这两个蛋白质相互作用时，DNA结合域和激活域会靠近，从而激活报告基因的表达。
酵母双杂交实验的步骤如下：1. 构建融合基因：首先需要选取两个感兴趣的蛋白质，并将它们的编码序列分别克隆到酵母双杂交载体的DNA结合域和激活域上。
DNA结合域和激活域是两个功能区域，当两个蛋白质相互作用时，这两个功能区域会靠近并激活报告基因的表达。
2. 转化酵母菌：将构建好的酵母双杂交载体导入酵母菌中。
酵母菌是双杂交实验中常用的宿主，因为它具有简单的遗传系统和易于生长的特点。
3. 筛选阳性克隆：将转化后的酵母菌分别接种在缺失报告基因所需的营养物的培养基上。
只有当两个蛋白质相互作用时，DNA结合域和激活域才能靠近并激活报告基因的表达，从而使酵母菌能够在缺失营养物的培养基上生长。
4. 验证相互作用：通过进一步的实验证实阳性克隆的相互作用。
常用的方法包括酵母菌营养物补充实验、酵母菌生长曲线分析和蛋白质互聚实验等。
酵母双杂交技术的优点在于它能够直接在真核细胞中研究蛋白质相互作用，同时具有灵敏度高、结果可靠、重复性好等特点。
然而，也需要注意到酵母双杂交实验存在一定的局限性，如假阳性和假阴性结果的可能性，以及蛋白质结构和功能的局限性等。
酵母双杂交是一种常用的分子生物学技术，通过构建融合基因、转化酵母菌、筛选阳性克隆和验证相互作用等步骤，可以研究蛋白质相互作用等生物学过程。
在实际应用中，需要综合考虑实验设计、阳性和阴性对照、验证方法等因素，以确保实验结果的准确性和可靠性。
酵母双杂交实验原理
酵母双杂交实验是一种用于研究蛋白质之间相互作用的实验方法，它基于真核生物调控转录起始过程的机制。
酵母双杂交实验主要通过检测两个蛋白质在酵母细胞中的相互作用，从而揭示它们在生物体内的功能和相互作用。
酵母双杂交实验原理如下：
1. 构建重组质粒：首先，将目标蛋白质的表达载体与酵母双杂交系统中的启动子、激活子等调控元件进行重组，得到重组质粒。
2. 转化酵母细胞：将重组质粒转化到酵母细胞中，使目标蛋白质在酵母细胞中表达。
3. 筛选融合蛋白：利用选择性培养基，筛选出成功表达目标蛋白质的酵母细胞。
4. 鉴定蛋白质互作：将筛选出的酵母细胞进行混合、共培养，观察转录激活效应。
如果两个蛋白质之间存在相互作用，它们会结合在一起，形成完整的转录激活因子，从而激活报告基因的转录。
通过检测报告基因的表达水平，可以判断蛋白质之间是否发生相互作用以及作用强度。
5. 结果分析：根据实验结果，分析蛋白质之间的相互作用，进一步研究它们在生物体内的功能和调控机制。
目前常用的酵母双杂交系统有LexA系统和Gal4系统两种。
LexA系统基于原核蛋白LexA的DNA结合域和转录激活域，而Gal4系统则利用了酵母转录激活因子GAL4的DNA结合域和转录激活域。
这两种系统在实验操作和应用范围上略有不同，但均具有较高的灵敏度和特异性。
TAKARA酵母双杂交实验步骤
酵母双杂交实验方法一）酵母感受态细胞的制备1. 于YPDA平板上划线培养酵母Y2H Gold菌株，30℃培养约3d；2. 挑取单菌落（2-3mm）接种于YPDA液体培养基中，30℃、250rpm摇培8-12h；3. 接种0.5μL至5mL YPDA液体培养基中（1:1W的接种比例），30℃、250rpm 摇培至OD600 = 0.15~0.3（16-20h）；4. 700g离心5min，弃上清后用10mL YPDA（2倍体积）重悬；5. 30℃、230rpm摇培至OD600 = 0.4~0.5（3-5h）；6. 将10mL菌液分装成2管5mL，700g离心5min，用3mL ddH2O重悬（0.6倍体积）；7. 700g离心5min，用150μL 1.1×TE/LiAc重悬（0.05倍体积）；8. 转移至1.5mL离心管后，高速离心15s；9. 用60μL 1.1×TE/LiAc重悬（0.02倍体积）。
二）酵母感受态转化方法1. 感受态细胞转化体系：感受态细胞50μLYeastmaker Carrier DNA（10ng/μL）5μL质粒DNA 100ng**共转化时，prey的质粒DNA量两倍于bait于50μL酵母感受态细胞中依次加入5μL Carrier DNA、100ng 质粒DNA，共转化时，猎物蛋白（未知蛋白）质粒DNA量为诱饵蛋白的2倍。
2. 混匀后加入500μL PEG/LiAc，30℃孵育30min，每10min轻微混匀；3. 加入20μL DMSO，42℃水浴15min，每5min轻微混匀；4. 10000rpm离心15s，用1mL YPD Plus重悬；5. 10000rpm离心15s，用1mL 0.9% NaCl重悬；6. 涂布于二缺培养基，30℃培养。
酵母双杂交实验
酵母双杂交相关实验方法一、酵母总DNA的提取方法（蜗牛酶法）1、酵母质粒提取试剂Buffer I 0.9 mol/L Sorbitol0.1mol/L EDTABuffer II 50mM/L Tris20mM/L EDTABuffer III 10mM/L Tris1Mm/L EDTA2、操作步骤：(1)收集新鲜菌体重加入150μl buffer I，25μl 蜗牛酶（30mg/ml）。
.(2)37℃水浴1h。
(3)10000rpm离心10min，去上清，沉淀中加入250μl buffer II。
(4)加入25μl 10% SDS，65℃水浴30min，每间隔5min中震荡一次。
(5)加入25μl 5mol/L 醋酸钾，冰浴60min。
(6)4℃12000rpm离心15min，取上清。
(7)在上清中加入2-3倍体积的无水乙醇，混匀静置于-20℃，1小时以上。
(8)取出，4℃12000rpm离心15min ，弃上清。
(9)加入150μl buffer III 溶解沉淀，用等体积苯酚/氯仿/异戊醇抽提。
(10)12000rpm离心15min。
(11)将上清转入新的离心管中，加入6μl(10U/μl)RNA酶37℃放置30min。
(12)取上清，加入等体积的异丙醇。
(13)4℃静置10min，1小时以上或过夜。
(14)4℃10000rpm 离心5min。
(15)弃上清，并把沉淀溶于10μl buffer III 中。
二、小规模酵母转化1、酵母转化试剂：转化用试剂除PEG采用过滤灭菌外，其它试剂均需高温高压灭菌，条件同普通培养基灭菌。
(1)M 醋酸锂（Lithium Acetate）(2)聚乙二醇（Polyethylene glycol，PEG）分子量3350，浓度50%（w/v）(3)PEG/LiAc 溶液的配制（现用现配）800μl 50%PEG100μl 10×TE100μl 10×LiAc1ml 总体积(4) 1.1×TE/LiAc溶液（现用现配）11ml 10×TE(5)11ml 10×LiAc(6)78ml ddH202、操作步骤：(1)第一天下午3点将酵母接种于5ml YPDA中，30℃摇菌。
酵母双杂交步骤
酵母双杂交步骤酵母双杂交是一种常用的分子生物学技术，用于研究蛋白质相互作用和信号转导通路。
下面将介绍酵母双杂交的步骤。
第一步：构建酵母双杂交载体酵母双杂交载体是用于表达融合蛋白的质粒。
一般来说，酵母双杂交载体包括两个部分：DNA结合域（DBD）和激活域（AD）。
DBD 和AD分别与目标蛋白的DNA结合域和激活域融合，从而形成融合蛋白。
常用的酵母双杂交载体有pGBKT7和pGADT7。
第二步：构建酵母双杂交菌株酵母双杂交菌株是用于表达融合蛋白的酵母菌株。
一般来说，酵母双杂交菌株包括两个部分：DBD和AD。
DBD和AD分别与目标蛋白的DNA结合域和激活域融合，从而形成融合蛋白。
常用的酵母双杂交菌株有AH109和Y187。
第三步：酵母双杂交筛选酵母双杂交筛选是用于筛选蛋白相互作用的方法。
一般来说，酵母双杂交筛选包括两个步骤：初筛和确认。
初筛是通过生长选择培养基（SD/-Leu/-Trp）筛选出具有融合蛋白的酵母菌株。
确认是通过生长选择培养基（SD/-Leu/-Trp/-His/-Ade）筛选出具有蛋白相互作用的酵母菌株。
第四步：酵母双杂交验证酵母双杂交验证是用于验证蛋白相互作用的方法。
一般来说，酵母双杂交验证包括两个步骤：β-galactosidase检测和Western blot检测。
β-galactosidase检测是通过检测酵母菌株中β-galactosidase的活性来验证蛋白相互作用。
Western blot检测是通过检测融合蛋白的表达来验证蛋白相互作用。
酵母双杂交是一种重要的分子生物学技术，可以用于研究蛋白质相互作用和信号转导通路。
通过构建酵母双杂交载体和酵母双杂交菌株，进行酵母双杂交筛选和酵母双杂交验证，可以得到蛋白相互作用的信息。
酵母双杂交实验原理及具体步骤
酵母双杂交原理：酵母双杂交（Yeast two-hybrid，Y2H）是一种常用的蛋白质相互作用研究技术，用于检测蛋白质间的物理相互作用关系。
其原理基于转录因子的两个功能域的可拆分性。
①转录因子可拆分性：构建酵母诱饵（bait）和猎物（prey）表达载体：将目标蛋白分别将其编码序列分别克隆到两个表达载体中。
其中，诱饵载体通常包含一个“催化域”（activation domain，AD），用于连接目标蛋白和转录激活子域；猎物载体通常包含一个“DNA结合域”（DNA binding domain，BD），与转录因子的靶位点序列结合。
通过将目标蛋白的相互作用引入到转录因子中，可以重新组装功能域并激活报告基因表达。
②目标蛋白的诱饵和猎物构建：将目标蛋白分别克隆到诱饵载体和猎物载体中。
诱饵载体中的目标蛋白与BD结合，形成诱饵蛋白-BD复合物；猎物载体中的目标蛋白与AD结合，形成猎物蛋白-AD复合物。
③互补的转录因子和报告基因：将诱饵和猎物载体转化到同一酵母细胞中，诱饵蛋白与猎物蛋白发生相互作用后，诱饵蛋白的BD域与猎物蛋白的AD域重新组装为完整的转录因子。
该转录因子能够结合到特定的报告基因启动子上，激活报告基因的表达。
④报告基因表达和筛选：通过培养在所选的选择性培养基上，只有发生了特定蛋白相互作用的酵母细胞才能生长。
选择性培养基可能缺乏某些必需营养物质，当酵母菌株与目标蛋白质发生相互作用时，新的遗传特征和功能产物的表达则能够弥补酵母细胞在选择性培养基上的缺陷。
例如，当使用缺乏组氨酸（histidine）的培养基时，只有酵母菌株表达了完整的转录因子，才能够合成组氨酸并正常生长。
⑤结果验证：据此可以筛选出具有蛋白相互作用的酵母突变株。
验证通常通过进一步的亲和试验（如共免疫沉淀）或其他技术（如荧光共定位）来确认蛋白质相互作用的可靠性。
总体来说，酵母双杂交实验通过利用转录因子可拆分性的原理来检测蛋白质的相互作用。
请详述酵母双杂交的基本原理和具体操作步骤。
请详述酵母双杂交的基本原理和具体操作步骤。
酵母双杂交是一种常用的实验技术，用于研究蛋白质相互作用和基因功能。
酵母双杂交的基本原理是利用酵母细胞中的转录激活因子来检测两个蛋白质相互作用。
该技术基于转录激活因子在酵母细胞中诱导报告基因表达的原理。
核心思想是将需要检测
相互作用的两个蛋白质分别与两个互补的转录激活因子结合，从而使这两个转录激活因子
相互结合并激活报告基因的表达。
具体操作步骤如下：
1. 构建酵母双杂交载体：
- 选择一个载体，将一种转录激活因子的DNA序列插入该载体中的启动子和报告基因
之间，构建转录激活因子的融合蛋白。
- 在另一个载体上将另一种转录激活因子的DNA序列插入该载体中的启动子和报告基
因之间。
2. 转化酵母细胞：
- 将上述构建好的双杂交载体分别转化进酵母细胞中。
这一步骤常用的方法有直接转化、化学转化或电击转化。
- 在转化后，将酵母细胞培养至适当的条件，以使其能够自我复制并表达融合蛋白。
3. 鉴定蛋白相互作用：
- 将转化后得到的酵母细胞分别进行孵育和培养。
- 如果两个融合蛋白能够相互结合，其结合后的转录激活因子能激活报告基因的表达，则酵母细胞会在选择性培养基上生长，形成菌落。
- 将生成的菌落进行筛选和鉴定，确定其是否存在转录激活作用。
常用的方法有β-
半乳糖苷酶报告基因检测、荧光素酶报告基因检测等。
通过上述酵母双杂交的基本原理和具体操作步骤，可以很方便地研究蛋白质相互作用
和基因功能。
第一实验：酵母双杂交（YeastTwo-Hybrid）
第一实验：酵母双杂交（Yeast Two-Hybrid）一、目的掌握酵母双杂交原理和方法。
利用酵母双杂交方法在拟南芥转录因子AP2-EREBP家族中筛选与拟南芥Med25有相互作用的蛋白。
二、原理酵母双杂交系统由 Fields和Song等首先在研究真核基因转录调控中建立。
典型的真核生物转录因子，如GAL4、GCN4等都含有二个不同的结构域: DNA结合结构域(DNA-binding domain，DBD)和转录激活结构域(transcription-activating domain，AD)。
DNA结合结构域可识别DNA上的特异序列，并使转录激活结构域定位于所调节的基因的上游，转录激活结构域可同转录复合体的其他成分作用，启动它所调节的基因的转录。
二个结构域可在其连接区适当部位断开，仍具有各自的功能。
将两个待测蛋白分别与这两个结构域组成融合蛋白，并共表达于同一个酵母细胞内。
如果两个待测蛋白间能发生相互作用，就会通过待测蛋白的桥梁作用使AD与DBD形成一个完整的转录激活因子并激活相应的报告基因表达。
通过对报告基因表型的测定可以知道待测蛋白分子间是否发生了相互作用。
图 1-1 酵母双杂交基本原理酵母双杂交系统在发展中增添了接合型酵母双杂交和反向酵母双杂交系统。
其中接合型双杂交系统就是已预先将文库转化了某个接合型的单倍体酵母，然后再和转化了诱饵质粒的相反接合型的单倍体进行接合，形成二倍体，并检测报告基因的表达。
酵母双杂交系统由三个部分组成：(1)与DBD融合的蛋白表达载体，被表达的蛋白称诱饵蛋白(bait)。
(2)与AD融合的蛋白表达载体，被表达的蛋白称靶蛋白(prey)。
(3)带有一个或多个报告基因的宿主菌株。
常用的报告基因有HIS3，URA3，LacZ和ADE2等。
而菌株则具有相应的缺陷型。
双杂交质粒上分别带有不同的抗性基因和营养标记基因。
这些有利于实验后期杂交质粒的鉴定与分离。
酵母双杂交系统常应用在：(1)研究两个已知蛋白是否存在相互作用，同一蛋白是否有自身相互作用以及相互作用的分子区域。
酵母双杂交原理和具体流程
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酵母双杂交是一种利用酵母遗传学方法来研究蛋白质相互作用的技术。
TAKARA酵母双杂交实验步骤
酵母双杂交实验方法一）酵母感受态细胞的制备1. 于YPDA平板上划线培养酵母Y2H Gold菌株，30℃培养约3d；2. 挑取单菌落（2-3mm）接种于YPDA液体培养基中，30℃、250rpm摇培8-12h；3. 接种0.5μL至5mL YPDA液体培养基中（1:1W的接种比例），30℃、250rpm 摇培至OD600 = 0.15~0.3（16-20h）；4. 700g离心5min，弃上清后用10mL YPDA（2倍体积）重悬；5. 30℃、230rpm摇培至OD600 = 0.4~0.5（3-5h）；6. 将10mL菌液分装成2管5mL，700g离心5min，用3mL ddH2O重悬（0.6倍体积）；7. 700g离心5min，用150μL 1.1×TE/LiAc重悬（0.05倍体积）；8. 转移至1.5mL离心管后，高速离心15s；9. 用60μL 1.1×TE/LiAc重悬（0.02倍体积）。
二）酵母感受态转化方法1. 感受态细胞转化体系：感受态细胞50μLYeastmaker Carrier DNA（10ng/μL）5μL质粒DNA 100ng**共转化时，prey的质粒DNA量两倍于bait于50μL酵母感受态细胞中依次加入5μL Carrier DNA、100ng 质粒DNA，共转化时，猎物蛋白（未知蛋白）质粒DNA量为诱饵蛋白的2倍。
2. 混匀后加入500μL PEG/LiAc，30℃孵育30min，每10min轻微混匀；3. 加入20μL DMSO，42℃水浴15min，每5min轻微混匀；4. 10000rpm离心15s，用1mL YPD Plus重悬；5. 10000rpm离心15s，用1mL 0.9% NaCl重悬；6. 涂布于二缺培养基，30℃培养。
酵母双杂实验原理及技术
蛋白的酵母双杂交实验——以钓饵蛋白筛选cDNA 文库研究蛋白相互作用第一部分 系统简介1. 实验原理蛋白的酵母双杂交实验是以酵母的遗传分析为基础，研究反式作用因子之间的相互作用 对真核基因转录调控影响的实验。
很早就已知道，转录活化蛋白可以和DNA 上特异的序列结合而启动相应基因的转录反应。
这种DNA 结合与转录激活的功能是由转录活化蛋白上两个相互独立的结构域即DNA 结合结构域(Binding Domain, BD)和转录活化结构域(Activation Domain, AD)分别来完成的，并且这两个结构域对于基因的转录活化都是必须的。
目前酵母双杂交实验采用的系统有LexA 系统和Gal4系统两种。
在LexA 系统中，DNA 结合结构域由一个完整的原核蛋白LexA 构成，转录活化结构域则由一个88个氨基酸的酸性的大肠杆菌多肽B42构成，它在酵母中可以活化基因的转录; 在Gal4系统中，BD 和AD 分别由Gal4蛋白上不同的两个结构域(1-147aa 与768-881aa)构成。
在利用GAL4系统筛选cDNA 文库或研究蛋白间的相互作用时，DNA 结合结构域与靶蛋白即“诱饵”相结合，转录活化结构域与文库蛋白或要验证的蛋白相结合。
一般情况下，单独的BD 可以与GAL4上游活化序列（GAL UAS ）结合但不能引起转录，单独的AD 则不能与GAL UAS 结合，只有当BD 与AD 分别表达的融合蛋白由于相互作用而导致两者在空间上相互靠近时，BD 与AD 才能与GAL UAS 结合并且引起报道基因的转录。
在BD 与AD 要导入的酵母菌AH109中，通过基因工程的方法在GAL4 UASs 和启动子的下游构建了3个报道基因——ADE2，HIS3，MEL1（或LacZ ），因此可以通过营养缺陷筛选和酵母菌表型的改变来筛选或验证两个蛋白之间是否存在相互作用。
GAL4系统的原理如图所示：图一：酵母双杂交系统工作原理Kan r Amp r pGBKT7-bait pACT2-cDNA2．系统特点同以往研究蛋白质—蛋白质之间相互作用的实验手段相比，双杂交系统具有其独特优势。
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图2romoters and other cis-acting regulatory elements play a crucial role in yeast-based expression systems and transcriptional assays such as the MATCHMAKER One- and Two-Hybrid Systems. Differences in the promoter region of reporter gene constructs can significantly affect their ability to respond to the DNA-binding domain of specific transcriptional activators; promoter constructs also affect the level of background (or leakiness) of gene expression and the level of induced expression. Furthermore, differences in cloning vector promoters determine the level of protein expression and, in some cases, confer the ability to be regulated by a nutrient (such as g al actose in the case of the G AL 1p romoter) .
酵母双杂交系统原理及具体 操作流程
酵母双杂交系统可进行两个蛋白互作分析，可用
一个已知的蛋白因子（在双杂交系统中称为诱饵蛋白）
去钓取与其结合的蛋白；也可用进一步验证两个蛋白
之间的互作。应用Clontech第三代酵母双杂交系统， 并在按实验手册要求的严格操作下进行蛋白互作分析， 我们的筛选结果将具有较好的重复性与可靠性。
galactosidase. MEL1 is endogenous to both Y187 and AH109. Because αgalactosidase is a secreted enzyme, its activity can be detected by adding X-α-Gal to the selection plate: If MEL1 is active and X-α-Gal is present, the colony will turn blue. lacZ in Y187 exhibits a high level of induced β-galactosidase activity in a positive
UAS and TATA regions are basic building blocks of yeast promoters
The initiation of gene transcription in yeast, as in other organisms, is achieved by several molecular mechanisms working in concert. All yeast structural genes (i.e., those transcribed by RNA polymerase II) are preceded by a region containing a loosely conserved sequence (TATA box) that determines the transcription start site and is also a primary determinant of the basal transcription level. Many genes are also associated with cis-acting elements—DNA sequences to which transcription factors and other trans-acting regulatory proteins that bind and affect transcription levels.
杂交中推荐使用pGADT7-Rec，
这一克隆是通过体内同源重组 来实现的（图2），这一步骤是 利用酵母中的高效重组系统使
ds DNA与GAL4 A和4）， 化，接着在选择性培养基上进 行酵母双杂交的筛选。
two-hybrid assay because it is under the control of the intact GAL1 UAS.
Reporter genes under the control of a minimal HIS3 promoter
The HIS3 reporter gene in yeast strain Y190 is unusual among the GAL4 two-hybrid reporter gene constructs in that it is under the control of the GAL1 UAS and a minimal promoter containing both HIS3 TATA boxes The HIS3 reporter plasmids pHISi and pHISi-1 used in the
单、双杂交的方法是基于许多真核生物转录因子都是以模块 形式存在的，它们的转录激活域和DNA结合域在结构和功能上都 有区别。这就允许研究者去构建不同的融合基因，当在酵母中表 达融合蛋白，能立即结合DNA靶序列激活下游启动子的转录（图 1所示），BD Matchmaker系统应用酵母中已经研究透彻的转录 因子GAL4的转录激活域和DNA结合域AD通过这个“桥 梁”共同起作用，激活报告基 因（ADE2、HIS3 、 lacZ和 MEL1）的转录。
推荐使用Clontech公司的第三 代载体，pGADT7-Rec 和 pGBKT7进行双杂交筛选，因 为它们产生更少的假阳性。对 于cDN酵母单双杂，都基于许多 真核生物转录因子的转录激活
域和DNA结合域在结构和功能
上都有区别。这就允许研究者 去构建不同的融合基因，当在 酵母中表达融合蛋白，就能结
合DNA靶序录因子融合的GAL4AD激
活报告基因HIS3的转录，而双
Reporter genes under the control of GAL4-responsive elements
AH109 contains four reporters—ADE2, HIS3, MEL1, and lacZ—under the control of three distinct GAL4 upstream activating sequences (UASs) and TATA boxes . The ADE2 reporter alone provides strong nutritional selection. For higher stringency, and to reduce the incidence of false positives, select for ADE2 and HIS3 (James et al., 1996). You also have the option of assaying for MEL1, which encodes α-
MATCHMAKER One Hybrid System also have both of the HIS3 TATA
boxes present in the minimal promoter. By inserting a cis-acting element in the MCS, the regulated TATA box (TR) can be affected, but there is still a significant amount of constitutive, leaky expression due
The term “promoter” usually refers to both the TATA box and the associated cis-regulatory elements. This usage is especially common when speaking of yeast gene regulation because the cis regulatory elements are relatively closely associated with the TATA box (Yoccum, 1987). This is in contrast to multicellular eukaryotes, where cisregulatory elements (such as enhancers) can be found very far upstream or downstream from the promoters they regulate. In this text, "minimal promoter" will refer specifically to the TATA region, exclusive of other cis-acting elements. The minimal promoter (or TATA box) in yeast is typically approximately 25 bp upstream of the transcription start site. Yeast TATA boxes are functionally similar to prokaryotic Pribnow boxes, but are not as tightly conserved. Furthermore, some yeast transcription units are preceded by more than one TATA box. The yeast HIS3 gene, for example, is precedch is regulated, and TC, which is constitutive.