动物实验的基本知识与给药方法
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
实验动物的给药方法
3.4 实验动物的给药方法3.4.1 经口投药法(1) 口服法．口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。
该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。
其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。
(2) 灌服法灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。
这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。
故应熟练掌握该项技术。
强制性给药方法主要有两种：①固体药物口服一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。
②液体药物灌服小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。
插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。
给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。
助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
理学小学期药理实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验一 利尿药、脱水药的利尿作用的观察 实验二 尼可刹米对兔呼吸兴奋作用观察 实验三 组胺与抗组胺药对离体肠肌和离体子宫作用的观察 实验三 缩宫素和麦角新碱对离体子宫兴奋作用的观察
目的：
1.验证所学理论，加深对理论知识的理解，巩固兽医药理学的知识。 2.通过实验掌握有关兽医药理学的技术和方法，培养学生客观地对生命进行观察、比较和综合分析能力以及创新思维和创新能力。
一、 实验动物（experimental animal）
婚垫
雄蟾
（一）实验动物的种类
蟾蜍（Toad）
蟾蜍属两栖动物，其一些基本生命活动与哺乳动物近似，其离体组织和器官所需的生理环境比较简单 (无须供氧和恒温)。 蟾蜍常用于神经生理、肌肉生理、心脏生理，微循环、水肿等实验。
三、实验动物的麻醉
常用麻醉方法 全身麻醉 吸入麻醉 注射麻醉 局部麻醉
三、实验动物的麻醉
麻醉操作要求 麻醉的基本原则 注意不同个体的耐受性 及时判断麻醉的深浅 静脉麻醉坚持先快后慢原则 补充麻醉 麻醉注意事项
四、实验动物手术
术前准备 理论准备：了解结构、方法、应急措施等 材料准备：动物准备、器械准备 药品准备、其他准备 仪器准备
手术器械与使用
1.手术刀
执刀姿势视切口大小、位置等不同而有指压
执刀姿势视切口大小、位置等不同而有指压式（又称琴弓式或执弓式）、捉刀式（或称抓持式）、执笔式及反挑式（外向执笔式）等持法，见图6中a-d。指压式为最常用的一种执刀方法，发挥腕和手指的力量，多用于腹部皮肤切开及切断钳夹的组织。抓持式用于切割范围较广、用力较大的坚硬组织，如筋腱、坏死组织、慢性增生组织等，力量在手腕。执笔式用以切割短小切口，用力轻柔而操作精细，如分离血管和神经以及切开腹膜小口等，动作和力量主要在手指。反挑式的手法是刀刃由内向外挑开，以避免深部组织或器官损伤，如腹膜切开或挑开狭窄的腱鞘等。
实验动物的给药方法
实验动物地给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起地变化，常需要将药物注入动物体内.给药地途径和方法多种多样，可根据实验目地、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一）注射给药法. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少地部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出.. 皮内注射此法用于观察皮肤血管地通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量地放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一.方法是：将动物注射部位地毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中地药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过地部位，多选臀部.注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约厘米，再使针头与皮肤呈度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用地较多.. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效.但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠地静脉注射：常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有根，左右两侧和背侧各根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用.操作时，先将动物固定在暴露尾部地固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行地角度进针.开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部地压迫后，便可进行注射.如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺.注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血.如需反复注射，尽量从尾地末端开始.一次地注射量为每体重～.②豚鼠地静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉.鼠地静脉管壁较脆，注射时应特别注意.③兔地静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定.注射部位除毛，用％地酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉地近心端，拇指绷紧静脉地远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉地远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血.④狗地静脉注射：狗地静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧地小隐静脉.注射部位除毛后，在静脉血管地近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉地远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入.. 淋巴囊注射蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收.腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径.一般多选用腹部淋巴囊给药.注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液.（二）经口给药法. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取.一般适用于对动物疾病地防治或某些药物地毒性实验，制造某些与食物有关地人类疾病动物模型.此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大.大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽.. 灌胃法：在急性实验中，多采用灌胃法.此法剂量准确.灌胃法是用灌胃器将所应投给动物地药灌到动物胃内.灌胃器由注射器和特殊地灌胃针构成.小鼠地灌胃针长约～，直径为，大鼠地灌胃针长约～，直径约.灌胃针地尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空地.焊金属球地目地是防止针头刺入气管或损伤消化道.针头金属球端弯曲成°左右地角度，以适应口腔、食道地生理弯曲度走向.①鼠类地灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠地口腔插入，压迫鼠地头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微地阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入.一般灌胃针插入小鼠深度为～，大鼠或豚鼠为～.常用灌胃量小鼠为～，大鼠～，豚鼠～.②狗、兔地灌胃法：先将动物固定，再将开口器地小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管地外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插.插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入.灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器.一次灌胃能耐受地最大容积兔为～，狗为～.（三）其它途径给药方法. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态地药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药.如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛.. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤地吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法.如兔和豚鼠常采用背部一定面积地皮肤脱毛后，将一定地药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收.. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后地各种变化.. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉.兔直肠内给药时，常采用灌肠地胶皮管或用号导尿管代替.. 关节腔内给药：此法常用于关节炎地动物模型复制.大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见地给药方法之一.灌胃所用地针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠地手法和小鼠有所不同.大鼠灌胃是在清醒状态下进行地，不需要麻醉.大鼠地灌胃针长约～，直径约.大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠地头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠地尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余地操作均和小鼠一样.大鼠一般灌胃量为体重，因此一般大鼠灌入是可以地.大鼠地灌胃给药体积一般为～.但是药物地浓度是需要自己按照动物实验方法学地方法进行换算：大鼠对应人地折算系数为.二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见地给药方式，尤其是在麻醉时.常见地麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射.大鼠腹腔注射地方法和小鼠基本相同..大鼠腹腔注射可以用地注射器，配合～号针头..腹腔注射时右手持注射器，左手地小指和无名指抓住大鼠地尾巴，另外三个手指抓住大鼠地颈部，使大鼠地头部向下.这样腹腔中地器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官.进针地动作要轻柔，防止刺伤腹部器官..尤其是对于体重较小地大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部地另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液..大鼠腹腔注射地给药容积一般为～.三、大鼠尾静脉注射这也是常见地操作，稍微有点难度，没有指导地话，一开始可能会感觉有点手足无措.但是可以肯定地说，只要掌握了方法，大鼠地尾静脉注射还是很容易地.总地来说，大小鼠地尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠地尾巴较粗，而且血管也较粗，进针地手感比较好找.但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片地间隙，以利于针尖顺利刺入.操作步骤：. 首先要固定大鼠，最简单地固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了.但是我们往往需要多次给药，就是单次给药地话，每只都麻醉地话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物地影响，因此，有必要找另外地方法固定了.再有地固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做地，（可以在当地地铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作.圆筒地一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠地尾巴伸出来（中间地小孔可以用胶布缠一下，防止锐利地边缘割伤大鼠尾巴）.另外一段可以用金属网地结构，网地形状可以做成子弹头地头端形状.网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面.圆筒地长度约～，直径约～，可以做个系列长度和直径地圆筒，适合不同大小地大鼠.操作地时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网地一面稍微向上，拔下另外一头地盖子，抓住大鼠地尾巴，悬空大鼠，让大鼠地头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠地尾巴穿过盖子中间地小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了.也有直接利用大鼠笼盖地铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定地方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次地静脉注射时可以试用，不推荐使用..固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性地地注射器，去除针头，接上号地头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头..注射前首先要让大鼠地血管充盈.可以采用地酒精棉球擦拭地方法或者采用温水浸泡地方法，（一般水浴温度度左右），大概分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风地热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张地方法不但快而且操作方便，但要控制好吹地方式，不要弄伤动物.若大鼠地血管很不清楚，推荐采用温水浸泡地方法，水温以不烫手为宜.温水浸泡～分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭.等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了.若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论..大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右地两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针.一般要求进针部位靠近大鼠地尾端，这样若注射失败地话，还可以再向上选择进针点.但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一地位置比较好..最关键地就是进针了.进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠地尾巴，让大鼠地尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲.针头和血管呈约°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显地回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注地过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起.推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射.（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺地难度，若是带有颜色地液体，如伊文斯兰，就更要注意）.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥地棉球压一下进针点，防止液体回漏.四、大鼠舌静脉注射大鼠地舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作.不麻醉地情况下也不是不可以，但是若不麻醉地话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤.一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血地实验中，垂体后叶素地静脉注射采用舌静脉注射..舌静脉注射一般采用注射器，配号针头..大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好.右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚地静脉，一般右侧地比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷地太紧，这样静脉会看地不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜..右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈°角，挑刺入血管.（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败.这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了..舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血..正常地舌静脉注射不影响大鼠地进食.五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制地硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为：：，加水混合成糊状软膏.用棉签将脱毛剂涂在要脱毛地部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净地水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤.六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药，二是长期慢性给药.慢性给药，具体地说应该是在暴露出寰枕膜后将管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将管插入达腰膨大水平，固定并缝合即可.注射反意寡核苷酸，所以直接在～椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记地导管，根据动物大小和所需埋置地脊髓节段，决定好插入深度，一般～地大白鼠腰骶部约，胸段约～.给药：将号注射针头锯断，并磨尖，插在导管上，导管另一端接在另一接又注射器地号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好地导管相接即可.七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠地生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些.小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用地是用小儿科地头皮针改做地软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道地一部分体积，导致主入地菌液易漏，后来尝试用地加样器每次取，采取多次注射地办法.做此类实验主要是注意感染地药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射地办法.八、大鼠鼻腔给药.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入.滴鼻给药没有办法达到雾化吸入地效果.雾化吸入需要有雾化设备，一般医院地都有，但是医院地如果借不出来，自己家里地加湿器也可以凑合.雾化给药地时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭地地容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门地这种容器，一般都是自制地，材料最好是有机玻璃.如果需要一只一只给药地话，那么大鼠固定器也可以着用.雾化地时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时.从药物进入体内分布地部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大地不同..鼻内接种动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内.接种量不宜过多：大鼠为～（小鼠为～；豚鼠与兔可为）.。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
实验动物的捉拿和给药方法
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】(一)小自鼠的捉拿和给药方法1．捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起．置于鼠笼上面或其他粗糙面上，向后拉轻鼠尾，迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部朝上，然后以无名指及小指压往鼠尾，使小鼠完全固定(实验图1)．实验图1 小白鼠的捉拿法2．给药方法(1)灌胃将小白鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，右手持灌胃器自口角插入口腔，沿上颚轻轻进入食管，如动物安静，呼吸元异常、口唇无紫绀现象，即可注入药液(实验图2)．灌胃器0．1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)(2)腹腔注射将小白鼠固定后，右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部，以免刺伤内脏，注射量一般为0．1~O．2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前，右手持注射器，将计头刺人背部皮下注人药液。
注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作，一人固定小白鼠后，另一入持注射器，将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液，注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法1．捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢，无名指和小指夹住蛙的两下肢，将蛙固定于手中。
2．给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。
多采用腹囊给药。
由于蛙的皮肤弹性差，被针头刺破后，针眼不易闭合会便药波外溢，故注射针头必须通过一层隔膜，再进人皮下淋巴囊。
如腹囊绐药时，针头应自大腿上端刺人，经过大腿肌层入腹壁肌层．再浅出进人腹壁皮下入腹囊。
注射量每只可达0.25—1．Oml.(三)家免的捉拿和给药方法1．捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起，以右手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。
2.给药方法(1)灌胃两人合作，由一人固定兔身，另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开，并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。
11.常用实验动物的给药途径和方法
11.常用实验动物的给药途径和方法第一篇：11.常用实验动物的给药途径和方法常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2～0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
常见实验动物的捉持和给药方法
常见实验动物的捉持和给药⽅法常见实验动物的捉持和给药⽅法⼀、⼩⽩⿏的捉持和给药⽅法1、捉持⽅法右⼿提起⿏尾，放在粗糙物（如⿏笼）上⾯，轻向后拉其尾；此时⼩⿏前肢抓住粗糙⾯不动；⽤左⼿拇指和⾷指捏住双⽿及头部⽪肤，⽆名指、⼩指和掌⼼夹其背部⽪肤及尾部，便可将⼩⿏完全固定。
腾出右⼿，可以给药。
此外，也可单⼿捉持，难度较⼤，但速度快。
先⽤拇指和⾷指抓住⼩⿏尾巴，⽤⼩指、⽆名指和⼿掌压住尾根部，再⽤腾出的拇指、⾷指及中指抓住⿏双⽿及头部⽪肤⽽固定。
2、给药⽅法ａ.灌胃法⼩⿏固定后，使腹部朝上，颈部拉直，右⼿⽤带灌胃针头的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从⼝交插⼊⼝腔，再从⾆背进沿上腭进⼊⾷道。
若遇阻⼒，应退出后再插，切不可⽤⼒过猛，防⽌损伤或误⼊⽓管导致动物死亡。
灌胃量⼀般不超过0.25ml/10g。
ｂ.腹腔注射法抓⿏⽅法同上，右⼿持注射器（5～6号针头），从耻⾻联合上⼀侧向头端以30度⾓刺⼊腹腔（应避开膀胱）。
可先刺⼊⽪下2～3mm，再刺⼊腹腔，以防药液外漏。
针头刺⼊部位不宜太⾼太深，以免刺破内脏。
注射量⼀般为0.1～0.25ml/10g。
ｃ.⽪下注射法⼀般两⼈合作。
⼀⼈左⼿抓住⼩⿏头部⽪肤，右⼿拉住⿏尾；另⼀⼈左⼿提⾼背部⽪肤，右⼿持住注射器（针头号同上），将针头刺⼊提起的⽪下。
若⼀⼈操作，左⼿⼩指和⼿掌夹住⿏尾，拇指和⾷指提起背部⽪肤，右⼿持注射器给药。
⼀般⽤量为0.05～0.25ml/10g。
ｄ.肌⾁注射法两⼈合作时，⼀⼈抓⿏⽅法同上，另⼀⼈左⼿拉直⼀侧后肢，右⼿持注射器，注射部位多选后腿上部外侧（针头号同上）。
如⼀⼈操作，抓⿏⽅法类似腹腔注射，只是药液注射在肌⾁内。
每腿的注射量不宜超过0.1ml。
ｅ.尾静脉注射法将⼩⿏置于待置的固定筒内，使⿏尾外露，并⽤酒精或⼆甲苯棉球涂擦，或插⼊40℃～50℃温⽔中浸泡⽚刻，使尾部⾎管扩张。
左⼿拉尾，选择扩张最明显的⾎管；右⼿持注射器（4～5号针头），将针头刺⼊⾎管，缓慢给药。
实验动物基本知识及基本操作
2.耳中央动脉采血
将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较 鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中 央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可 见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血 可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生 痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动 脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待 时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血 用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动 脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚， 血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。
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标记方法 ：
用棉签或毛笔沾一种颜料溶液，涂于动物体表 不同部位标记，顺序是：先左后右，从上到下， 从前到后。左前腿记为1号，左侧腹部记为2号， 左后腿记为3号；头部记为4号，腰部记为5号， 尾基部记为6号；右前腿记为7号，右侧腹部记 为8号，右下腿记为9号。空白处则记为10号。
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（四）常用给药方法 经消化道给药法
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3.心脏取血
将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处 注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项 有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防 止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应 将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动 以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。
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4.后肢胫部皮下静脉取血
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3. 肌肉注射 小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌 肉，注入药物。
4. 腹腔注射 左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持 注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下 向前推进3～5mm，然后使针头与皮肤呈45度角方向 穿入腹腔。针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻 推药物。
实验动物基本知识基本操作实验方法
实验动物基本知识基本操作实验方法实验动物是用于科学研究和药物安全性评估的动物，其主要作用是代表人类进行实验，以便了解和解决人类的健康问题。
在科学研究中，实验动物的使用是不可或缺的。
下面将介绍实验动物的基本知识、基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物的种类：常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、猴子等。
根据不同的实验目的和要求，选择适合的实验动物进行研究。
2.实验动物的特点：实验动物一般具有较短的生命周期、较快的繁殖速度、易于获取和饲养，并且在生理和生化方面与人类有较高的相似性。
3.实验动物的饲养条件：实验动物的饲养需要满足特定的环境要求，包括温度、湿度、光照、气流等。
此外，饲养动物还需要提供适宜的饮食、洁净的饮水和舒适的生活空间。
二、实验动物的基本操作1.动物的标识：为了对实验动物进行个体管理，在实验动物身上进行标记是必要的。
标记方式可以是耳标、尾标、皮肤刺纹等。
2.动物的饲养和管理：根据不同的实验需要，合理饲养和管理动物是确保实验结果准确性的重要环节。
饲养和管理包括动物饲料的配制、日常照料、观察动物行为以及健康状况等。
3.动物的采集：在进行实验前或实验过程中，需要采集动物的组织、细胞或体液样本。
采集方式可以是手术切除、穿刺、皮下或腹腔注射等。
三、实验动物的实验方法1.动物的体外实验：将动物的组织或细胞体外培养，通过加入试剂、观察细胞变化、测定生物活性等方式来研究其中一种生物学过程或药效。
2.动物的体内实验：将试验物质注射或服用给动物，观察动物的生理、生化或行为变化。
可以通过动物模型来模拟人类的疾病和药物反应。
3.动物实验设计：根据实验目的和要求，合理设计动物实验方案。
包括选择合适的实验动物、确定实验过程和方式，制定实验流程和时间表等。
总结：实验动物在科学研究和药物试验中起着重要的作用。
了解实验动物的基本知识、基本操作和实验方法，对开展科学研究、提高实验数据的可靠性具有重要意义。
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法
一．经口给药法（一）(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的·种常用给药法。
1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。
左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。
2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。
然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
(二)口服法口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。
此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。
大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。
二、注射给药法(一)皮下注射皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。
皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。
推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。
(二)肌肉注射肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。
大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。
注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。
(三)腹腔注射给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
实验动物给药途径和方法
实验动物给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。
给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图1小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定，故不用。
外缘静脉表浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
实验动物给药途径和方法
实验动物给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。
给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图1小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定，故不用。
外缘静脉表浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
11.常用实验动物的给药途径和方法
经常运用试验动物的给药门路和办法在动物试验中,为了不雅察药物对机体功效.代谢及形态的变更,常需将药物注入动物体内.因为试验目标.动物种类.药物剂型不合,给药门路和办法也多种多样.一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量精确,是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种经常运用给药办法.1.白鼠灌胃法：抓起小鼠,以左手拇指.食指固定头部,小指.无名指和掌心夹注尾巴,使腹部朝上,颈部拉直,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的吵嘴拔出口腔,从舌背沿上腭拔出食道.灌胃量0.2～0.5ml/10g.胃管可用合适口径的硬质塑料管或磨去针头的8号打针针头弯成恰当的弧度制成.留意,操纵时不要用力猛插,以免插破食道或误拔出器官造成动物逝世亡.2.白鼠灌胃法：左手戴上棉手套,用左手拇指和食指将大鼠头部固定,将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢拔出食道.灌胃针拔出时应无阻力,若有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出,从新再插.灌胃器由打针器和特别的灌胃针组成.灌胃量10～20ml/kg3 兔.犬等:灌胃一般要借助于启齿器.灌胃管进行.先将动物固定,再将启齿器固定于高低门齿之间,然后将灌胃管(经常运用导尿管代替)从启齿器的小孔拔出动物口中,沿咽后壁而进入食道.拔出后应检讨灌胃管是否确切拔出食道.可将灌胃管外启齿放入盛水的烧杯中,若无气泡产生,标明灌胃管被精确拔出胃中,未误入气管.此时将打针器与灌胃管相连,注入药液.4.猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较艰苦,因猪的鼻翼与上唇结合形成吻突,鼻腔内高低鼻夹与鼻中隔通道极窄,只能经由过程F10－12号的导尿管,F14号以上的导尿管不克不及拔出,故一般均给猪采取经口入胃的灌胃办法.具体办法是,预先做好一矩形小木块,中央有一洞,让小猪咬住,将其固定,然后再由此洞下胃管.此种操纵较为轻便.5.鸟类：包含鸽.鸡等,经口灌胃给药,可由助手将其身材用毛巾裹住固定好.试验者用左手将动物向后拉,使其颈部竖直,用左拇指和食指将动物嘴撬开,其他三只手指固定好动物头部,右手取带有灌胃针头的打针器,将灌胃针头由动物舌后拔出食管.不要象其它动物灌胃时插的太深,如动物不挣扎,插针头又很顺遂,即可将药液经口或食管上端罐入胃内.罐入速度要慢.(二)口吃法口服给药是把药物混入饲料或溶于饮水中让动物自由摄取.此法长处是简略便利,缺陷是剂量不克不及包管精确,且动物个别间服药量差别较大.大动物在赐与片剂.丸剂.胶囊剂时,可将药物用镊子或手指送到舌根部,敏捷关杜口腔,将头部稍稍举高,便其天然吞咽.二打针给药法打针给药剂量精确.感化快,是动物试验中经常运用的给药办法,给药时应留意针头的选择 (鼠类：4～5号 ,兔.猫.犬.猪.猴：6～8号).(一)皮下打针法打针一般拔取皮下组织松散的部位,大鼠.小鼠和豚鼠可在颈后肩肿间.腹部两侧作皮下打针;家兔可在背部或耳根部作皮下打针;猫.犬则在大腿外侧作皮下打针.以小白鼠为例,将小白鼠放在笼盒盖上,用左手小指和无名指捏住鼠尾,轻轻向后拉,用拇指和食指捏起背部皮肤,再用右手持打针器,右手将打针器的针头程度刺入背部皮下.针头可用5号针头.推送药液使打针部位隆起.拔针时,以手指捏住针刺部位,可防止药液外漏.打针量：大鼠为 1ml/100g.小鼠为 0.1～0.3ml/10g.鸟类皮下打针平日拔取翼下部位,可打针0.3ml～0.5ml药液.鸽类皮肤弹性差,打针液有时从针口流出.(二)皮内打针法固定动物的办法和打针部位与皮下雷同.将打针部位脱毛.消毒,用左手拇指和食指压住皮肤并便之绷紧,在两指之间,用皮试针头紧贴皮肤表层刺入皮内,然后向上挑起并再稍刺入,当针头不克不及阁下摆动时,即标明针头在皮内,回抽无回流后,即可迟缓打针,皮肤概况消失白色桔皮样隆起,若隆起可保持一准时光,则证实药液确切打针在皮内.打针量：小鼠为 0.1ml/次/穿刺部位.(三)肌肉打针法肌肉打针一般选肌肉蓬勃,无大血管经由过程的部位.大鼠.小鼠.豚鼠可打针大腿外侧肌肉;家兔可在腰椎旁的肌肉.臀部或股部肌肉打针;犬.猴等大型动物选臂部打针.打针时针头宜垂直敏捷刺入肌肉,回抽针栓如无回血,即可打针.小鼠：可二人合作,一人一手抓住小鼠头部皮肤,另一手抓住尾巴.另一人取连有4号针头的打针器,将针头刺入后腿外侧肌肉.打针量：不超出0.1ml.也可一人操纵,办法是左手单手掌握小鼠,并见将小鼠右脚趾拉放于左正面,用左手无名指压住.将针头刺入右腿外侧肌肉.家兔：将家兔用小动物手术台固定,打针部位可选择大腿肌肉.例如家兔股四头肌打针法：在家兔腿部两侧四头肌部位皮肤,用2%碘酒消毒,再用75%酒精擦去碘质,分离在股四头肌部位打针药液1 ml和 2 ml,作药物局部刺激性试验.鸟类：禽鸟类肌肉打针常拔取胸肌或腓肠肌肌肉打针,办法同大.小鼠.(四)腹腔打针法给大鼠.小鼠进行腹腔打针时,以左手固定动物,便腹部向上,为防止伤及内脏,应尽量便动物头处于低位,便内脏移向上腹,右手持连有5号针头的打针器从下腹两侧向头部偏向刺入,掌握针头与腹部的角度不宜太小,不然易误入皮下.针头亦不宜刺入太深或太近上腹部,以防止毁伤内脏.将打针器沿45°角斜向穿过腹肌进入腹腔,此时有失?感,回抽无回血或尿液,即可注入药液.兔.犬等动物腹腔打针时,可由助手固定动物,便其腹部朝上,试验者即可进行操纵.其地位:家兔下腹部近腹中线阁下两侧 lcm处,犬脐后腹中线两侧边 1～2cm处进行腹腔打针.(五)静脉打针法1．小鼠：常采取尾静脉打针.打针时,先将小鼠固定在吐露尾部的固定器内,尾2．大鼠: 将小鼠固定在吐露尾部的固定器内,露出尾巴,用10 ml试管盛45℃～50℃的温水浸润1～2分钟或用 75％酒精棉球重复擦拭使血管扩大,并使表皮角质软化,可明显见到三根暗红色的尾静脉.选择较明显的一条,在尾下1/4处,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,用中指从下面托起鼠尾,右手持打针器,使针头尽量采纳与尾部平行的角度（小于30度）进针,刺入,针头在尾静脉内平行推动少许,左手的三指捏住尾巴,并连针头和鼠尾一路捏住,以防大鼠运动将针头脱出.注入药液,如无阻力,暗示针头己进入静脉.打针后把尾部向打针侧曲折,或拔针后随即以干棉球按住打针部位以止血.留意：大小鼠尾静脉打针部位应尽量选在鼠尾下1/3处,此处皮薄,血管较易注入,经常运用鼠尾阁下两侧两根尾静脉,因其地位较固定,轻易注入.背侧尾静脉因为其地位轻易动,固一般罕用.腹正面是动脉,不采取作静脉打针.大鼠舌下静脉打针：将大鼠用40mg/kg戊巴比妥钠腹腔打针法麻醉,用鼠板固定大鼠,当大鼠进入麻醉状况后,用止血钳将大鼠舌头稍微拉出,露出舌下正中小静脉,用左手持止血钳固定舌尖部,右手持连有4号针头的打针器,在舌下静脉近中部向舌头基底部偏向进针,刺入舌下静脉血管,使针头与血管平行.慢慢向前推动,当进针顺遂时,暗示针头已进入舌下静脉,可以慢慢推注药液.打针完毕将针头抽出,用干棉球榨取打针部位止血.3．家兔:一般采取耳缘静脉打针.打针时先将家兔用固定盒固定,拔去打针部位的毛,用酒精棉球涂擦耳缘静脉,并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳,使静脉充血,再涂上一薄层凡士林,此时可清晰见到充血的耳缘静脉,然后用左手拇指和食指压住耳根端,待静脉明显充盈后,右手取连有4 1/2号针头的打针器,针头从接近耳尖部刺入静脉,顺血管平行偏向深刻1cm,放松对耳根处血管的榨取,左手拇指和食指,移至针头刺入部位,将针头和兔耳固定,然后向外略抽一下打针器,若有血液回流,即可注入药液.或当针头拔出血管后不必回抽,针头在血管推动顺遂,捎推打针液,即能天然注入,皮下不起液泡,即证实药液注进血管.打针后,拔出针头,用纱布或脱脂棉榨取止血.留意：（1）如打针处组织变白,变厚,或打针时推注阻力大,暗示针头未拔出血管,应拔出针头重插.兔耳中央的是动脉,兔耳内缘的静脉因毛多皮厚,故不宜作静脉打针用.（2）打针针头的号码代表针头内径的粗细.打针部位的组织坚韧宜用粗针头,以免曲折.折断;如组织优柔或血管渺小,宜用细针头,以免毁伤组织.4．犬:后肢外侧小隐静脉打针法：小隐静脉在后肢胫手下1/3的外正面浅表皮下,由前侧向后走向.将狗固定侧卧,把打针部位毛剪去,先用碘酒,后用酒精擦抹消毒皮肤.助手用手紧握股部,榨取血管,使静脉不回流,此时可见到充血的小隐静脉,右手持连有5 1/2号或5号的打针器,将针头向血管旁皮下先刺入,尔后与血管平谋杀入静脉.如进针顺遂,回抽针栓有回血,放松对静脉近端的榨取,将针头顺血管再刺进稍许.然后一手固定针头,一手将药液徐徐注入静脉.留意要很好固定静脉,因为静脉只隔一层皮肤,浅而易滑动,打针时针头不成刺入过深,偏向必定要与血管平行.前肢内侧头静脉打针法：前肢内侧头静脉在前肢内正面皮下,靠前肢内侧外缘走向,比后肢外侧小隐静脉还粗一些,而血管比较轻易固定.是以经常运用作静脉打针及取血用.打针办法与前述后肢外侧小隐静脉打针法雷同.舌下小静脉打针法：此法较便利有用,用于补注麻醉药或紧迫打针药物等用.打针前将麻醉的狗嘴打开,用舌钳包着纱布把舌头拉出,并翻向背侧,即可见到清晰的舌下小静脉,可找一根较粗的作静脉打针用.将舌头尽量拉出,左手拇指榨取舌下静脉根部,见到充血舌下静脉,用连4号针头的打针器与血管平行插进静脉.回血,推动药液.打针完毕将针头抽出,立刻用干棉球榨取止血,或用止血粉止血.因舌下小静脉四周都是软组织,且血管散布很丰硕,故应选择4 1/2号以下的细号针头,打针完毕要实时有用止血.5．豚鼠:可采取前肢皮下头静脉.后肢小隐静脉打针或耳缘静脉打针.6．猴:猴常在后肢小隐静脉.皮下静脉或股静脉打针,打针办法与犬静脉打针法基底细同.7．猪:可在耳静脉 .颈静脉打针.8．蟾蜍胸淋巴囊打针法取蟾蜍一只,一手抓住蟾蜍身材,固定四肢,使腹部朝上;另一手持（4～7号针头）将针头拔出口腔,经由过程下颌肌肉而刺入,打针药液后拨出针头,因为下颌肌内压缩使针孔闭合,可防止药液漏出.打针量每只0.25～1.Oml.三其它门路给药法除上述较经常运用的给药门路外,还有其他一些给药办法,如呼吸道给药.皮肤给药.脑内给药.直肠内给药.关节腔内给药等等.1. 呼吸道给药：呈粉尘.气体及蒸气或雾等状况的药物或毒气,均须要经由过程动物呼吸道给药.如试验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸入必定量的氨气,二氧化碳等不雅察呼吸,轮回等的变更;给动物按期吸入必定量的SO2.用锯末烟雾制造慢性气管炎动物模子等,特别在毒理学试验中运用更为普遍.2. 皮肤给药：为了判定药物或毒物经皮肤的接收感化.局部感化. 致敏感化和光感感化等,均需采取经皮肤给药办法.如兔和豚鼠常采取背部必定面积的皮肤脱毛后,将必定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤接收.3. 脊髓腔内给药：此法重要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.家兔椎管内打针办法：将家兔作天然俯卧式,尽量使其尾向腹侧愚昧,用剪毛剪将第七腰椎四周被毛剪去,用3％碘酊消毒,尔后用75％酒精将碘酊擦去.在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸到第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨之间）,拔出腰椎穿刺针头.当针到达椎管内时（蛛网膜下腔）,可见到兔的后肢跳动,即证实穿刺针头已进入椎管.这是不要再向下刺,以免毁伤脊髓.固定好针头,即可将药物注入.4. 脑内给药：此法经常运用于微生物学动物试验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后不雅察接种后的各类变更.5. 直肠内给药：此种办法经常运用于动物麻醉.兔直肠内给药时,常采取灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替.6. 关节腔内给药：此法经常运用于关节炎的动物模子复制.7．脚掌打针法：（1）小鼠：打针前小鼠应先麻醉.因前脚需用以取食,故仅能用后脚掌.针头刺入约5mm,即可推液,最大量为0.25ml.假如运用福氏完整佐剂,注入脚掌后,可使足掌部形成轻微肿胀.溃疡及坏逝世,动物行为艰苦,是以,若非试验必须,最好不要运用.其它试剂固然不致引起如斯强烈的反响,最好仅用一只后脚掌.（2）豚鼠：由助手固定好动物,使后脚掌面向操纵者.用棉签沾水将脚掌洗净,特别是脚趾之间,再用酒精棉消毒.其它同小鼠.针头刺入约5mm即可推液.最大量为0.25ml.。
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法实验动物给药途径和方法的选择是影响实验结果的重要因素之一、根据药物的性质和实验的目的，常用的给药途径包括经口给药、皮下注射、静脉注射、肌肉注射等。
下面将介绍各种给药途径和方法的原理、特点和适用范围，并简述药物给量的计算方法。
1.经口给药(口服给药)经口给药是实验中最常用的给药途径之一、药物通过口腔、食道、胃和肠道进入血液循环，对实验动物产生作用。
优点是简单易行，不需要特殊技术。
但经过胃肠道吸收的药物受到肠道酶和肝脏的一次进过效应。
2.皮下注射皮下注射是在动物的皮下组织中注射药物。
特点是便捷简单，对实验动物能够均匀吸收。
注射部位一般选择在背部的腰椎处。
3.静脉注射静脉注射是将药物直接注射到动脉或静脉血管中，使药物迅速进入循环系统。
该方法能够实现药物的快速作用，但需要特殊的技术和专业的操作，同时需要根据实验动物的体重和药物的性质掌握合适的给药速度。
4.肌肉注射肌肉注射是将药物注射到动物的肌肉组织中。
与皮下注射相比，肌肉注射的吸收更快且更完全，对实验动物的作用更持久。
通常将注射部位选择在大肌肉组织上，例如大腿肌肉。
药物给量的计算方法：药物给量的计算需要根据实验动物的体重、药物的浓度和给药途径进行合理估算。
给药量=目标血药浓度×剂量体积/药物浓度×动物体重其中，目标血药浓度是研究中设定的药物效果所需要达到的血药浓度；剂量体积是每次给药所需用到的药物体积；药物浓度是给药液体中药物的浓度；动物体重是实验动物的体重。
在实验中，根据药物的生物利用度和实际需要，还需要将计算得到的给药量按照一定比例进行折算。
此外，在药物给量计算中还需考虑到给药途径的生物利用度、药物代谢和排泄速度、给药次数等因素。
需要注意的是，给药量的计算只是一个初步估算值，实验中仍需根据动物对药物的反应及目标血药浓度进行进一步调整。
综上所述，实验动物的给药途径和方法、药物给量的计算方法是实验设计中重要的考虑因素。
常用动物实验基本知识
常用动物实验基本知识
【目的】学习家兔耳缘静脉穿刺、颈总动脉分 离、插管及采血、插导尿管。 【药品】 0.5％肝素生理盐水， 0.9%生理盐 水， 20%乌拉坦 【实验器材】婴儿秤、兔手术台、导尿管、注 射器、烧杯、静脉留置针 【动物】 家兔
【方、步骤 】
1.取家兔一只，称重，耳缘静脉留置静脉 留置针备用。耳缘静脉注射麻醉（20%乌拉 坦5ml/Kg ）。 麻醉后，为给药方便，耳缘静脉输入 生理盐水（滴速控制在5~10滴/分！！） 注意：固定好静脉留置针以防脱落！
2．分离颈总动脉，头端用线结扎， 心端用动脉夹夹闭。
头 端
向心端 动脉 夹
3．动脉插管，备取血用。
离 心 端
向心端 动脉 夹
4．肝素化：0.5％肝素
生理盐水2 ml/只，IV。
5.将充满水（远端用血管钳夹闭）并涂过 液体石蜡的导尿管插入尿道（约8~10 cm），轻柔下腹部将余尿排尽，导尿管下 接以烧杯。 6.观察正常每分钟尿量（滴/分）以及20分 钟尿量。
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法
一．经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，就是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内得·种常用给药法。
1．鼠类：鼠类得灌胃器由特殊得灌胃针构成.左手固定鼠,右手持灌胃器，将灌胃针从鼠得右U角中,插入口中,沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置,灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。
2.兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行.先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。
然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器得小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管就是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水得烧杯中，若无气泡产生,表明灌胃管被正确插入胃中,未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液.(二）口服法口服给药就是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取.此法优点就是简单方便,缺点就是剂量不能保证准确,且动物个体间服药量差异较大。
大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高,使其自然吞咽.二、注射给药法（一）皮下注射皮卜注射一般选取皮下组织疏松得部位,大鼠、小鼠与豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射;家兔可在背部或耳根部作皮卜注射;猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。
皮下注射用左手拇指与食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器,使针头水平刺入皮下。
推送药液时注射部位隆起。
拨针时,以手指捏住针刺部位,可防止药液外漏。
（二）肌肉注射肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过得部位。
大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁得肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射.注射时针头宜斜刺迅速人肌肉,回抽针栓如无回血，即可注射。
（三)腹腔注射给大鼠、小鼠进行腹腔注射时,以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位,使内脏移向上腹,右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下,针头稍向前,再将注射器沿4５角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液,即可注入药液。
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实验目的
掌握实验动物的编号、捉拿、固定等方法 掌握实验动物的给药方法（灌胃给药、腹腔注射）。 熟悉实验动物的麻醉方法及实验设计原则
小鼠的基本操作技术（一）
小鼠的编号：
实验时为了分组和辨别方便，事先 为实验动物进行编号，方法如下： 采用不同颜料涂擦背毛的方法来标 记或用油性记号笔在尾部标记。 染色剂：3－5％苦味酸溶液 0.5%中性品红溶液
（2）自身对照（给药前后）
均衡随机法分组： 先按易控制的因素（性别、年龄、体重等）均衡分档，然后 在每一档随机取出等量的动物分配到各组，使难控制的因 素（活泼程度、饥饱、疲劳程度等）得到随机安排。
具体样例如下：如将12只小鼠分为3组，每组4只将小鼠称 重 体重如下：18.6、18.4、19.3、20.3、20.0、18.7、19.6、18. 9、18.1、19.7、19.4、20.5，将体重分为18～19g，19～20 g，20g以上
方法一
2.只用左手，先用拇 指和食指抓住小鼠尾 部，再用手掌尺侧及 小指夹住背部，然后 用拇指和食指捏住其 颈部皮肤。
小鼠的基本操作技术（三）
腹腔注射
1、针头刺入部位不宜太 接近上腹部或太深，以 免刺破内脏。针头与腹 腔的角度不宜太小，避 免刺入皮下。 2、使用针头不宜太粗， 避免药液注射后从注射 孔流出。
灌胃给药
1.用左手拇指和食指抓住鼠两 耳和头部皮肤，其他三指抓住 背部皮肤，将鼠抓持在手掌内， 固定好动物，头部和颈部保持 很平,右手取注射器进行灌胃。 2.灌时针头沿鼠口角通过食管 进入胃内。灌时如很通畅，则 表示针头已进入胃内；如动物 有呕吐动做或强烈挣扎，必须 拔出后按上述方法重新操作。 决不可进针不顺硬向里插。
小鼠的基本操作技术（四）
实验动物的麻醉
1.局部麻醉 2.全身麻醉 （1）吸入麻醉：小鼠、大鼠和兔常用乙醚吸入麻醉。 （2）注射麻醉：适用于多种动物，注射方法不一。
各种动物的麻醉方法
1.小白鼠：可根据需要选用吸入麻醉或注射麻醉，注射麻醉时 多采用腹腔注射。 2.大白鼠：多采用腹腔麻醉，也可用吸入乙醚麻醉。 3.兔：多采用耳缘静脉麻醉
单 色50 20 30 60
70
80 90
双色标记法
小鼠的基本操作技术（二）
小鼠的捉持
小鼠属于小型啮齿类动物，性情较温顺，但体 型小且灵活，所以在捉取时需稳和准。捉拿方 法有两种： 1.右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上， 向右上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面， 迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并 用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中
18 ～ 19g
19
～
20g
20g以上
取三个空笼子
1
2
3
3
2
1
分析与讨论
实验设计三大原则：重复、随机、对照
重复原则：用1个动物，做一次实验，不能就下结论， 用第2个动物，再做同样的实验，就是重复。科学实 验要重复多次，最大程度地减少偶然性。实验重复的 次数越多，结论越正确、越可靠。 随机原则：使每个实验对象在接受处理因素时，有相 同的机会，以减少主观因素所带来的偏性误差。 对照原则：研究必须有对照，实验室常用的对照有以 下几种形式。 （1）组间对照（给药组与对照组）