用小鼠做实验的基本知识
小鼠实验心脏实验报告
一、实验目的1. 了解心脏生理学的基本知识，掌握心脏功能实验的基本操作技能。
2. 探讨心脏在生理和病理状态下的功能变化，为心脏疾病的研究提供实验依据。
二、实验原理心脏是维持血液循环的泵，具有收缩和舒张功能。
通过实验，可以观察心脏在生理和病理状态下的功能变化，如心率、心输出量、心肌收缩力等。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：成年雄性小鼠，体重20-25g。
2. 仪器：手术显微镜、心室灌流装置、生理信号记录仪、电子天平、注射器、手术刀、缝针、缝线、生理盐水、0.1%肝素钠溶液、10%福尔马林固定液等。
四、实验方法1. 动物麻醉：将小鼠用麻醉剂（如戊巴比妥钠）进行麻醉，保持动物呼吸平稳。
2. 心脏暴露：在手术显微镜下，沿小鼠左侧第四肋间进行开胸手术，暴露心脏。
3. 心脏固定：将心脏用缝线固定在心室灌流装置上。
4. 心肌收缩力测定：向心室灌流装置中注入0.1%肝素钠溶液，排除血液，然后注入生理盐水进行灌流。
使用生理信号记录仪记录心脏的收缩曲线，计算心肌收缩力。
5. 心输出量测定：记录心脏在灌流过程中，单位时间内通过心脏的血液量。
6. 心率测定：观察心脏在灌流过程中的跳动频率。
7. 实验结果分析：对实验数据进行统计分析，比较不同处理组之间的差异。
五、实验结果1. 生理状态下，小鼠心脏的收缩曲线呈规律性波动，心肌收缩力、心输出量和心率均处于正常范围。
2. 在病理状态下，小鼠心脏的收缩曲线出现异常，心肌收缩力降低，心输出量和心率下降。
3. 与对照组相比，病理组小鼠心脏的收缩曲线、心肌收缩力、心输出量和心率均有明显差异。
六、实验讨论1. 本实验通过观察小鼠心脏在生理和病理状态下的功能变化，为心脏疾病的研究提供了实验依据。
2. 实验结果表明，心脏在病理状态下，其功能受到严重影响，表现为心肌收缩力降低、心输出量和心率下降。
3. 本实验结果与相关文献报道一致，为心脏疾病的研究提供了参考。
七、实验结论1. 心脏在生理和病理状态下具有不同的功能变化。
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
毒理学动物实验基本操作
毒理学动物实验基本操作一，实验目的1.了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2.掌握小鼠动物实验的基本操作二，实验器材电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。
三，实验内容1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定：性别鉴定依据：性器官与肛门的距离2.实验动物抓取和固定。
3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法大鼠均为250g 编号方法如图所示：实验动物基本信息如下表：编号性别类别体重/g13 雌小鼠22.6327 雄小鼠23.9256 雌小鼠22.787 雄大鼠250.0018 雌大鼠250.00124 雄大鼠250.00179 雄大鼠250.004 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法：灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。
5. 小鼠腹腔注射给药：左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。
6. 小鼠尾静脉注射给药：操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。
7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂）方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。
大鼠可采8ml血。
8. 处死方法（颈椎脱臼）方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。
9.解剖，识别以下脏器：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢，并称重，计算各脏器的脏器系数：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢。
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作一、实验目的：本实验的目的是学习和掌握大鼠和小鼠的基本实验操作，并通过实际操作加深对实验动物学的理解。
二、实验材料和仪器：1.实验动物：本实验采用大鼠和小鼠作为实验动物。
2.实验材料：a.饲料：适用于大鼠和小鼠的饲料。
b.饮水：大鼠和小鼠所需的饮水。
c.防护用品：手套、口罩、工作服等。
3.实验仪器：称量器、注射器、实验笼等。
三、实验步骤：小鼠的基本实验操作：1.饲养：a.准备实验笼：清洗实验笼并确保洁净无菌。
b.注入饮用水：将饮用水注入到实验笼的水槽中。
c.放入饲料：将适量的饲料放入实验笼的饲料盆中。
d.放入小鼠：将小鼠轻轻放入实验笼中，并确保每只小鼠有足够的空间。
e.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.准备秤量器：准备一台准确的秤量器。
b.小鼠暂时移动：将小鼠轻轻移动到秤量器上，记录小鼠的体重。
c.小鼠放回实验笼：将小鼠安全放回原来的实验笼中。
3.注射：a.准备注射器和药物：准备一支注射器，并配制好需要注射的药物。
b.固定小鼠：采用适当的方式固定小鼠，如手持小鼠的颈部或者使用专用固定架。
c.注射药物：将药物缓慢注射到小鼠的体内，确保注射过程不会引起小鼠的不适。
d.观察并记录：观察小鼠注射区域的反应，并记录相关数据。
大鼠的基本实验操作：1.饲养：a.饲料和饮水的准备与放置方法与小鼠相同。
b.放养环境的准备：根据大鼠的特点，提供较大的实验笼和足够的空间。
c.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.方法与小鼠相同。
3.注射：a.方法与小鼠相同。
四、实验结果和讨论：通过本次实验操作，我们学习和掌握了小鼠和大鼠的基本实验操作。
在饲养方面，我们了解到提供干净的实验笼、适当的饲料和饮水对实验动物的健康至关重要。
在体重测量方面，我们掌握了如何用秤量器准确测量实验动物的体重。
在注射方面，我们学会了如何固定实验动物并将药物缓慢注射到体内。
鼠实验基本技术实验报告
一、实验目的本次实验旨在学习并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，具体包括：1. 熟悉健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。
2. 掌握小鼠灌胃给药与腹腔注射给药的技术。
3. 了解小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义。
4. 熟悉小鼠的标记、解剖步骤及正常脏器观察。
5. 了解实验动物的被毛去除方法、粪尿收集、血液样本采集方法。
二、实验材料和器材动物：小鼠器材：- 鼠笼- 天平- 注射器- 灌胃针- 止血钳- 手术剪- 平皿- 托盘- 烧杯若干三、实验方法1. 对小鼠进行观察：- 观察指标：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2. 小鼠捉拿：- 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，使小白鼠将前肢固定于粗糙面上。
- 迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3. 小鼠性别鉴定：- 观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。
- 成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4. 小鼠称重：- 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。
- 将小鼠置于平皿中，待读数稳定后记录其体重。
5. 小鼠灌胃给药：- 将小鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入小鼠口腔，直至药物完全灌入。
6. 小鼠腹腔注射给药：- 用手术剪在小鼠腹部剪一个小口，用注射器将药物注入腹腔。
7. 小鼠颈椎脱臼法处死：- 将小鼠固定在实验台上，用一只手握住小鼠的头部，另一只手握住小鼠的尾部，使小鼠呈弓形。
- 用力拉扯小鼠的头部和尾部，使颈椎脱臼，导致小鼠死亡。
8. 小鼠脏器系数的测定：- 处死小鼠后，取出其心脏、肝脏、肾脏等脏器，用天平称重。
- 计算脏器系数：脏器重量（g）/体重（g）× 100%。
小鼠实验技能培训
小鼠实验技能培训
小鼠实验技能培训通常包括以下内容：
1. 实验安全：在进行小鼠实验之前，接受实验安全培训是非常重要的。
这包括了解如何正确使用实验设备和器械，如何处理实验废弃物，以及如何避免实验室事故。
2. 小鼠的基本知识：了解小鼠的生物学特征、行为习性和饲养要求对于成功进行实验至关重要。
你需要学习如何识别不同的小鼠品系，如何正确饲养和照顾小鼠，以及如何进行小鼠的标记和识别。
3. 实验技术：小鼠实验涉及各种技术，如注射、采血、解剖等。
你将接受培训，学习如何正确执行这些操作，以确保实验的准确性和可靠性。
此外，还将学习如何进行实验数据的记录和分析。
4. 伦理考虑：在进行小鼠实验时，必须遵守相关的伦理规范。
培训将涵盖动物福利、伦理审查和实验设计的原则，以确保实验过程符合伦理要求。
5. 实践操作：培训过程中会提供实践操作的机会，让你亲自动手进行小鼠实验。
这将帮助你熟悉实验步骤，提高操作技能，并增强自信心。
通过参加小鼠实验技能培训，你将获得进行小鼠实验所需的知识和技能。
这将为你在生物医学研究、药物研发等领域的工作奠定坚实的基础。
小鼠实验的基本技术和方法ppt课件
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
大小鼠动物实验基础知识
大小鼠动物实验基础知识
大小鼠动物实验基础知识
2018.09.12
实验动物 实验动物环境 动物实验常用大小鼠 动物实验技术
CONTENTS
实验动物
Laboratory animal
/ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ1
实验动物定义
实验动物是指经人工饲育,对其携带微生物实行控制,遗传背景明确或者来源清楚的用于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物。 实验动物必须具备三个特点： 从遗传控制角度实验动物必须是来源清楚、人工培育、遗传背景明确的动物； 从微生物控制角度所有实验动物携带的微生物、寄生虫都是在人工严格控制之下的； 从应用角度培育所有实验动物的最终目的都是用于科学实验。
小鼠
小鼠皮肤无汗腺,它的唾液分泌能力很有限,只能改变体温以部分地代偿环境的改变。适宜温度21～25℃。低温繁殖率下降,持续高温 32℃ 引起死亡或产生后效应。 由于小鼠的蒸发表面与整个身体相比所占的比例大,减少饮水较大多数哺乳动物更为敏感。呼出的气体在鼻腔内冷却以及尿液的高效浓缩,都有助于水分保持。这是其有别于其他动物的特性。 阴道栓是小鼠交配典型特征,被视为交配成功的标志。 性周期,雌鼠性成熟后,卵巢产生卵细胞并分泌雌性激素,出现明显的动情周期。根据阴道涂片所观察到的阴道上皮细胞变化,可进一步推测卵巢、子宫、激素变化和所处的发情阶段。 血配,分娩24小时内又可受孕。 假妊娠,雌鼠与去势雄鼠交配,转基因技术中作代孕鼠。 分娩,夜间或黎明,每4分钟一只,整个产程约1小时,1分钟后胎盘产出,母鼠食之。
小鼠
近交系常用小鼠 BALB/c。白色,1923年培育为近交系。乳腺癌发病率低,但当用乳腺肿瘤病毒诱发时发病率增高；肺癌发病率雌性26%,雄性29%；相对血压较高,多有心脏损害,常发动脉硬化；对放射线照射极为敏感；生产性能良好,所需饲料中蛋白质含量要求高。常用于单克隆抗体与免疫学研究。 C57BL。黑色,1921年培育。乳腺肿瘤自然发生率低,化学物质难以诱发乳腺和卵巢肿瘤；对放射物质耐受性强；补体活性高；对结核杆菌敏感；对鼠痘病毒有一定抵抗力,嗜酒精性高。常用于肿瘤学、生理学、免疫学、遗传学研究。 C3H。野生色,1920年白化雌鼠与乳腺肿瘤高发DBA系雄鼠杂交,再经20代以上近交培育而获得。乳腺癌发病率高,6--10月龄雌鼠乳腺癌自然发生率达85-100%,14月龄肝癌发生率为85%。补体活性高,干扰素产量低。血液中过氧化氢酶活性高,雄鼠对氨气、氯仿、松节油等甚为敏感,死亡率高。对狂犬病毒敏感,对炭疽杆菌有抵抗力。主要用于肿瘤学、生理学、核医学的研究。 DBA。淡灰色,1909年在毛色分离实验中建立,为最古老的近交系小鼠。1929年在亚系间进行杂交,建立了两个亚系：DBA/1、DBA/2。主要用于肿瘤学、遗传学和免疫学研究。 TA1和TA2。白色,我国培育的近交系。1955年天津医学院育成TA1,1963年育成TA2。TA1为自发低乳腺癌系,TA2为自发高乳腺癌系。主要用于乳腺肿瘤的研究。 615。深褐色,国内育成。1961年中国医学科学院血液病研究所用KM种小鼠雌鼠与苏联引进的C57BL雄鼠杂交,尔后又作近交培育而成。主要特性：8月龄后出现衰老现象,自发肿瘤发生率为10-20%,雌性为乳腺癌,雄性为肺癌；对津638白血病病毒敏感。主要用于白血病等的研究。
小鼠缺氧实验知识点总结
小鼠缺氧实验知识点总结一、实验概述小鼠是一种常见的实验动物，被广泛应用于科研领域中。
缺氧实验是指将小鼠暴露在缺氧环境下，观察其生理和行为变化，以研究缺氧对生物体的影响。
缺氧实验对人类疾病的治疗和预防具有重要的指导意义。
二、缺氧的定义和机制缺氧是指组织和细胞缺乏足够的氧气供应。
生物体在进行呼吸作用时，需要通过呼吸器官吸入含氧的空气，将氧气转化为细胞内的能量。
当氧气供应不足时，会导致细胞内ATP合成受到抑制，造成细胞功能紊乱，甚至细胞死亡。
缺氧可以通过多种途径引起，如高原缺氧、低氧通气、贫血等。
三、缺氧对小鼠的影响1. 生理变化：小鼠在缺氧环境下会出现心率加快、呼吸加快、血压升高等生理变化。
这些变化是小鼠对缺氧环境的一种生存适应反应。
2. 行为变化：小鼠在缺氧环境下会出现活动减少、食欲下降、水摄入减少等行为变化。
这些变化反映了小鼠在缺氧环境下对生存压力的一种应激反应。
3. 细胞代谢：缺氧会导致小鼠细胞内ATP合成减少，细胞代谢紊乱，细胞功能受损。
四、缺氧实验的设计1. 实验动物的选择：常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子等。
在缺氧实验中，常用小鼠作为实验动物，因为小鼠体型适中，易于操控，且生活习性相对稳定。
2. 实验环境的构建：缺氧实验通常在低氧室中进行，通过调节氧气浓度和通风系统，可以控制缺氧环境的程度和持续时间。
3. 实验组和对照组的设置：实验组是暴露于缺氧环境下的小鼠，对照组是暴露于正常氧气环境下的小鼠。
通过对比实验组和对照组的数据，可以评估缺氧对小鼠的影响。
五、缺氧实验中的指标1. 血氧饱和度：血氧饱和度是评估缺氧程度的重要指标，常用脉搏血氧饱和度仪进行监测。
2. 生理指标：包括心率、呼吸频率、血压等生理参数的监测，可以反映小鼠在缺氧环境下的生理变化情况。
3. 行为表现：观察小鼠在缺氧环境下的活动量、食欲、水摄入等行为表现，可以评估小鼠对缺氧的应激反应。
4. 细胞代谢：通过检测小鼠组织和血液中的ATP含量、乳酸水平等指标，可以评估细胞代谢的变化。
机能学小鼠实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠生理学实验的基本操作方法。
2. 熟悉小鼠生理机能实验的基本原理和操作步骤。
3. 通过实验观察小鼠生理机能的变化，加深对生理学知识的理解。
二、实验原理生理机能实验是研究动物生理机能的一种实验方法，通过对实验动物进行特定的生理操作，观察和分析实验动物生理机能的变化，从而揭示生理机能的规律。
本实验以小鼠为实验对象，通过观察其生理指标的变化，了解小鼠在不同生理条件下的生理机能。
三、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠10只，体重20-25g。
2. 实验仪器：电子天平、生理机能实验台、生理机能记录仪、手术显微镜、手术器械、生理盐水、乙醚、水合氯醛、注射器、剪刀、镊子等。
3. 实验试剂：肝素钠、生理盐水、葡萄糖溶液、盐酸肾上腺素、利多卡因等。
四、实验方法1. 实验动物分组：将10只小鼠随机分为两组，每组5只，分别作为实验组和对照组。
2. 实验组操作：（1）乙醚麻醉小鼠，剪开小鼠颈部皮肤，暴露气管，插入气管插管。
（2）将小鼠固定在生理机能实验台上，连接生理机能记录仪。
（3）记录小鼠基础心率、呼吸频率、血压等生理指标。
（4）注射肝素钠，观察小鼠凝血时间的变化。
（5）注射盐酸肾上腺素，观察小鼠血压、心率、呼吸频率等生理指标的变化。
（6）注射利多卡因，观察小鼠神经传导速度的变化。
3. 对照组操作：（1）乙醚麻醉小鼠，剪开小鼠颈部皮肤，暴露气管，插入气管插管。
（2）将小鼠固定在生理机能实验台上，连接生理机能记录仪。
（3）记录小鼠基础心率、呼吸频率、血压等生理指标。
（4）注射生理盐水，观察小鼠生理指标的变化。
4. 实验数据记录与分析：（1）记录实验组和对照组小鼠的生理指标变化。
（2）分析实验组和对照组小鼠生理指标变化的差异，探讨生理学机理。
五、实验结果与分析1. 实验组小鼠注射肝素钠后，凝血时间明显延长，说明肝素钠具有抗凝作用。
2. 实验组小鼠注射盐酸肾上腺素后，血压升高、心率加快、呼吸频率增加，说明盐酸肾上腺素具有兴奋心血管系统的作用。
动物捉拿实验报告
一、实验目的通过本次实验，掌握动物捉拿的基本方法，提高动物实验操作的熟练度和安全性，为后续实验操作打下坚实基础。
二、实验材料与器材1. 实验动物：小鼠2. 实验器材：鼠笼、抓取板、注射器、剪刀、酒精棉球、手套等三、实验方法1. 抓取前的准备（1）将小鼠放入鼠笼，使其适应环境。
（2）检查鼠笼是否牢固，避免小鼠在抓取过程中逃逸。
（3）准备好实验器材，如抓取板、注射器、剪刀、酒精棉球等。
2. 抓取方法（1）抓取板法①将小鼠轻轻放在抓取板上，用左手拇指和食指轻轻捏住小鼠背部皮肤。
②用右手抓住小鼠尾巴，轻轻向上提拉，使小鼠身体悬空。
③左手继续捏住小鼠背部皮肤，右手将小鼠放在抓取板上。
（2）注射器法①将小鼠放在鼠笼内，用左手拇指和食指轻轻捏住小鼠背部皮肤。
②用右手握住注射器，将注射器前端对准小鼠尾巴根部。
③用注射器轻轻向上提拉，使小鼠身体悬空。
④左手继续捏住小鼠背部皮肤，右手将小鼠放在注射器前端。
3. 固定方法（1）用酒精棉球擦拭小鼠的爪子，防止小鼠在抓取过程中挣扎。
（2）用右手握住小鼠尾巴，左手拇指和食指捏住小鼠背部皮肤，将小鼠固定在实验台上。
（3）确保小鼠身体稳定，避免在实验过程中移动。
四、实验结果与分析1. 抓取方法本次实验中，我们主要采用抓取板法和注射器法两种方法进行动物捉拿。
通过实验发现，这两种方法均能有效固定小鼠，避免在实验过程中小鼠挣扎，提高实验操作的安全性。
2. 固定方法在固定小鼠时，我们采用了酒精棉球擦拭小鼠爪子的方法，有效防止了小鼠在抓取过程中挣扎。
同时，通过右手握住小鼠尾巴，左手拇指和食指捏住小鼠背部皮肤，将小鼠固定在实验台上，确保了小鼠身体稳定，为后续实验操作提供了保障。
五、实验总结通过本次实验，我们掌握了动物捉拿的基本方法，提高了动物实验操作的熟练度和安全性。
在实验过程中，我们要注意以下几点：1. 抓取时要轻柔，避免惊吓小鼠。
2. 固定时要确保小鼠身体稳定，避免在实验过程中移动。
3. 操作过程中要遵循实验规程，确保实验安全。
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作小鼠是最常用的实验动物之一，其体型较小、繁殖能力强、生命周期短、易于饲养和管理，因此被广泛用于生物医学研究中。
以下是小鼠实验的基本操作。
一、小鼠的选育与管理1.小鼠的品系选择：选择适合研究目的的小鼠品系，例如常用的C57BL/6、BALB/c等。
2.饲养环境控制：为小鼠提供适宜的饲养环境，包括控制温度、湿度、光照和气流等。
3.饲料和水的供给：提供适宜的饲料和清洁的饮用水，确保小鼠的正常营养摄入。
二、小鼠的配对与繁殖1.配对：选取性成熟健康的雄性和雌性小鼠，进行自然配对或人工配对。
2.孕期管理：雌性小鼠受孕后，需要监测妊娠情况，并做好相应的饮食和环境管理。
3.胚胎获取：根据需要，可以选择在特定生理时期采集小鼠胚胎，用于后续的胚胎移植或体外培育等实验。
三、小鼠手术操作1.解剖手术：通过解剖手术，可以获取特定组织或器官的标本，从而进行病理学和生理学研究。
2.移植手术：如肾移植、心脏移植等，用于研究器官功能和移植排斥反应等问题。
3.慢性操作：如植入插管或取样等，用于定期获取生理参数的连续监测。
四、小鼠的药物处理1.静脉注射：通过静脉注射给小鼠药物，用于研究药物的药理学和药效学等。
2.腹腔注射：通过腹腔注射给小鼠药物，多用于给予抗肿瘤药物、化疗和免疫细胞的移植等。
3.给药途径选择：根据研究目的和药物性质，选择合适的给药途径，如口服、皮下注射等。
五、小鼠的行为测试1. 空间记忆测试：如Morris水迷宫，用于评估小鼠的空间记忆能力。
2.暗箱测试：用于评估小鼠的焦虑状态和厌恶反应。
3.Y型迷宫测试：用于评估小鼠的学习和记忆能力。
六、小鼠的标本采集和检测1.组织标本采集：根据研究需要，取出小鼠的特定组织，如血液、脑组织等。
2. 分子生物学检测：如PCR、Western blot等，用于检测基因表达和蛋白质水平的变化。
3.组织病理学检测：用于观察和评估小鼠组织病变情况，如光镜下观察和组织染色等。
药物应用基础 实验操作步骤及知识点
实验1.2 小鼠的捉持和给药法[目的] 学习小鼠的捉持和各种给药法。
[材料] 小鼠3 4 ∽只；鼠笼、天平、注射器、针头、灌胃针头、小鼠尾静脉注射用固定筒、生理盐水。
[方法] １.捉持法以右手提鼠尾，将小鼠放于鼠笼或其它粗糙面上，将鼠尾向后轻拉，使小鼠固定在粗糙面上，以左手的拇指及屈成“V”状的食指捏其双耳及头颈部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，这样便可将小鼠完全固定，并可保持头颈部平直。
2. 灌胃法以左手捉持小鼠，使其头部朝上，颈部拉直。
右手持配有灌胃针头（以16号输血针头磨去针尖后制成）的注射器，自口角插入口腔，再从舌面紧沿上腭进入食道。
如手法正确，不难成功。
若遇阻力，应退出后再插，不能用力强插，以免刺破食道或误入气管，使动物致死。
灌胃的药液量一般为0.1 0.3ml/10g ∽。
试以生理盐水作灌胃练习。
3.皮下注射可由两人合作。
一人左手抓住小鼠头部皮肤，右手拉住鼠尾。
另一人左手捏起背部皮肤，右手持注射器（5 号或 6 号针头），将针头刺入背部皮下。
如由一人操作，可按前法捉持小鼠，右手持注射器，针尖从右侧肋缘上穿入皮下，向前推至右前肢腋下部位，将药液推入即可。
小鼠皮下注射的药液量一般为0.05 0.2ml/10g ∽。
试以生理盐水进行练习。
4．肌内注射可由两人合作。
一人左手抓住小鼠头部皮肤，右手拉住鼠尾。
另一人持注射器（4 号或 5 号针头），将针头刺入后肢外侧部肌肉。
如一人单独操作，以左手拇指和食指抓住小鼠头部皮肤，小指、无名指和掌部夹住鼠尾及一侧后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉给药。
注射器每腿不宜超过0.1ml。
试以生理盐水进行练习。
5．腹腔注射以左手抓住小鼠，使腹部在上面，头部下倾，右手持注射器（5 号或6 号针头），取30 度角将针头从一侧下腹部向头端刺入腹腔。
进针部位不宜太高，刺入不能太深，以免伤及内脏。
注射量一般为0.1 0.2ml/10g ∽。
试以生理盐水进行练习。
6．尾静脉注射将小鼠置特制的固定筒内（或倒置的大漏斗、乳钵下），使鼠尾露出在外。
小鼠实验胚胎技术知识分享
核移植法流程图
目的基因克隆、纯化 胚胎干细胞或体细胞转染
阳性细胞筛选 阳性细胞提供核，进行去核卵母细胞核移植
胚胎体外培养至双细胞期 胚胎体内移植
产生克隆阳性个体 阳性个体的培育和建群
核移植法特点：
• 优点：可以进行基因定点的敲除和导入
后段工作相对简单
• 缺点：技术难度大
需要昂贵仪器
感谢：
感谢陈系古教授和马芸老师提 供部分的图片!!
Thanks！ 谢谢!
此课件下载可自行编辑修改，仅供参考！ 感谢您的支持，我们努力做得更好！谢谢
小鼠实验胚胎技术
小鼠实验胚胎技术
• 超数排卵：给予发情间期的母鼠一定量的
促进卵泡成熟和卵子排放的激素，母鼠可 以同时段排放比正常排卵数多一倍以上的 成熟卵子。
PMSG（孕马血清促性腺激素）：促进卵泡 成熟。
HCG（人绒毛膜促性腺激素）：促进卵泡成 熟和卵子排放。
• 假母：性成熟的母鼠在与结扎公鼠交配后，
克隆目的基因 构建载体
精子 载体法
雄原核 注射法
胚胎 感染法曲细精管 注射法胚胎 干细胞法核移植 法
目的基因随机整合入动物个体基因组
目的基因转录、翻译 产生蛋白和表现功能
转基因动物
构建的载体通过同源重组方式 整合入动物个体基因组的特定位点
靶基因被删除或灭活
靶基因不能转录、翻译，不能产 生蛋白和表现功能
2. 胚胎-胚胎干细胞：一个8细胞期~桑椹 期的胚胎和多个胚胎干细胞在植物血凝 素的作用下，形成一个融合胚胎，移植 后发育成一个个体。 聚合法的特点：不需要昂贵仪器，但成 功率低。
二、显微注射法
1. 成体细胞：将成体细胞显微注射入囊胚期胚胎 囊腔，移植后发育成一个个体。
小鼠的基本实验方法
⼩⿏的基本实验⽅法⼀、实验⽬的1．学会实验⼩⿏的抓取、固定和性别、年龄鉴定。
2．掌握⼩⿏的灌胃，⽪下、肌⾁、腹腔和尾静脉注射⽅法。
3．掌握⼩⿏的常规采⾎⽅法和处死法。
⼆、实验器材和动物弯剪⼀把，眼科弯⽆钩摄⼀把，单⾯⼑⽚⼀⽚，1ml注射器两个，5号针头两个，灌胃针头⼀个，⼤号平镊⼀把，棉签4～6根，腊块⼀个。
试管架⼀个，试管四⽀，细塑料导管⼀根，⼩培养⽫⼀个，⼲棉球若⼲，⼤头针若⼲。
75％酒精棉球，8％碘酒棉球。
⼩⿏两只(雌雄各⼀只)。
三、实验⽅法1．性别鉴定⼩⿏的性别主要靠观察动物肛门与⽣殖器之间的距离来区分，距离较远的为雄性，距离较近的为雌性(图2-1)。
图2-1 ⼩⿏性别鉴定：左侧为雄⿏，右侧为雌⿏2．年龄鉴定⼩⿏主要由专门实验动物饲养场供应，在那⾥每⼀种动物都有⽣长的背景记录。
⼀般在领动物时可直接向饲养员询问，也可根据体重年龄相关曲线(图2-2)间接查得。
图2-2 ⼤、⼩⿏年龄与体重间的关系3．灌胃操作者左⼿抓取并固定住⼩⿏。
使其头颈拉直，右⼿持接有灌胃针头的注射器，针头沿⿏右侧嘴⾓，顺着⾆下插⼊⼝咽，针头稍上撬便于通过⾷道进⼊胃⾥，这时⽅可给药。
药量为0.3ml，进针过程中，若动物有呕吐动作或强烈挣扎，则表明针头插⼊⽓管，这时，应及时退针，不可推药，待动物恢复安静后，再重复操作。
4．⽪下注射根据实验的需要，可以选择任⼀部位做⽪下注射，但⼀般都取背部、后肢和腹部等部位。
注射时，操作者左⼿抓取和固定动物，并暴露注射部位，右⼿持注射器，以约150⾓进针到⽪下后，针头压平，顺⽪下插⼊约1cm即可注射。
5．肌内注射⼩⿏的肌内注射多在⼤腿外侧肌⾁进⾏，⽽且注射液量很有限，⼩⿏⼀般最⼤注射量0.2-0.3ml，注射前需备⽪，左⼿固定动物，以150⾓刺⼊肌⾁，回抽⽆⾎即可推出药液。
6．腹腔注射这是最常⽤的给药⽅法。
把动物固定在左⼿掌内，右⼿持注射器，以150⾓由腹部外⽣殖器上0.5～1cm处进针，到⽪下后压平针头，在⽪下向前移动针头0.2～0.3cm后，再以450～600⾓刺⼊腹腔，若有明显的落空感即说明已进⼊腹腔，这时回抽⽆⾎⽅可注射。
动物生理基础实验报告
动物生理基础实验报告一、实验目的本实验旨在通过观察和分析动物的生理指标，了解和掌握动物的生理基础知识。
二、实验原理本实验中使用小鼠作为实验动物，通过给小鼠饮食突然断水，然后再让其饮水，观察和记录小鼠的饮水量和尿量，为进一步研究小鼠的水尿平衡提供数据。
三、实验步骤1.将小鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。
2.实验组小鼠在实验开始前禁水5小时，对照组小鼠正常饮水。
3.记录实验组小鼠给水前的体重，并放入装有给水的瓶子中。
4.分别记录两组小鼠每隔1小时的饮水量和尿量。
5.实验结束后，记录实验组小鼠给水后的体重，并计算出每个小时的饮水量和尿量。
四、实验结果实验组小鼠在5小时内未给水前的体重平均为25.68g，给水后的体重平均为25.39g，减轻了0.29g。
对照组小鼠的体重没有变化。
实验组小鼠在给水后的第1小时饮水量为7.22ml，尿量为2.45ml。
第2小时饮水量为9.08ml，尿量为3.25ml。
第3小时饮水量为8.96ml，尿量为2.98ml。
第4小时饮水量为8.15ml，尿量为2.64ml。
第5小时饮水量为7.32ml，尿量为2.35ml。
五、实验讨论通过实验结果，可以看出实验组小鼠在未给水前体重有所减轻，这是由于禁水导致体液的丧失，体重下降。
给水后，实验组小鼠的体重有所恢复，说明小鼠摄入的水分得到了补充。
在给水的过程中，实验组小鼠的饮水量逐渐减少，而尿量则呈现出一个相对稳定的状态。
这说明小鼠在饮水后尿液的产生速度不如饮水量的减少速度快，体内部分水分被皮肤和呼吸道蒸发散失。
实验组小鼠在给水后的饮水量和尿量与时间的关系基本上呈现出相反的趋势。
这也是由于小鼠通过饮水摄取水分后，经过肾脏过滤形成尿液，一方面满足体内水分平衡的需要，另一方面有一部分水分会被其他途径散失。
六、实验结论通过本次实验，我们可以得出以下结论：1.经过禁水后，小鼠体重会有所减轻，给水后能恢复部分体重。
2.小鼠的饮水量和尿量呈现出相对稳定的状态，但饮水量的减少速度大于尿液产生速度。
小鼠实验资料
小鼠实验技术的创新与改进
基因操作技术的创新
• 利用CRISPR/Cas9等基因编辑技术
• 提高基因操作的精确性和效率
实验操作技术的改进
• 采用微创手术和可视化技术
• 减少实验过程中的创伤和误差
小鼠实验在基因编辑和基因治疗研究中的应用
基因编辑研究
基因治疗研究
• 利用小鼠模型研究基因编辑的效率和安全性
小鼠实验在药物筛选和治疗研究中的应用
药物筛选
药物疗效评估
药物作用机制研究
• 利用小鼠模型进行药物筛选和评价
• 利用小鼠模型评估药物的疗效和安
• 利用小鼠模型研究药物的作用机制
• 筛选出具有治疗潜力的候选药物
全性
和靶点
• 为临床试验提供重要依据
• 为药物优化和个性化治疗提供理论
支持
03
小鼠实验的伦理和道德问题
⌛️
小鼠实验操作简便，易于观察和分析
• 手术操作相对简单，创伤小
• 生长发育和疾病发生过程易于观察
小鼠实验的设计和操作流程
01
实验设计
• 确定实验目的和研究问题
• 选择合适的实验动物品系和基因背景
• 设计实验组和对照组
02
实验操作
• 动物饲养和基因操作
• 诱导疾病模型和药物干预
• 观察生物学过程和疾病发生
• 利用小鼠模型评估基因治疗的疗效和安全性
• 探讨基因编辑在疾病治疗中的应用前景
• 为基因治疗临床应用提供重要依据
小鼠实验在干细胞研究和再生医学中的应用
干细胞研究
• 利用小鼠模型研究干细胞的分化和功能
• 探讨干细胞在组织修复和再生中的应用前景
再生医学研究
• 利用小鼠模型评估再生医学技术的疗效和安全性
用小鼠做实验的基本知识
用小鼠做实验的基本知识1．实验动物环境可分为：外环境。
是指实验动物设施或动物实验设施以外的周边环境。
如气候或其他自然因素、邻近的民居或厂矿单位、交通和水电资源等。
内环境。
指实验动物设施或动物实验设施内部的环境。
内环境又细分为大环境和小环境。
前者是指实验动物的饲养间或实验间的整体环境状况;后者是指在动物笼具内，包围着每个动物个体的环境状况，如，温、湿度，气流速度，氨及其他气体的浓度，光照，噪音等等。
实验动物环境条件,对动物的健康和质量,以及对动物实验结果有直接的影响，尤其是高等级的实验动物，环境条件要求严格和恒定。
因而，对环境条件人工控制程度越高，并符合标准化的要求，生活这样环境中的动物，就越具有质量上的保证，一致性的程度就越高，动物实验结果就有更好的可靠性和可重复性，也使同类型的实验数据具有可比较的意义。
影响实验动物环境的因素及其控制：气候因素。
包括有温度、湿度、气流和风速等。
在普通级动物的开放式环境中，主要是自然因素在起作用，仅可通过动物房舍的建筑座向和结构、动物放置的位置和空间密度等方面来作有限的调控。
在隔离系统或屏障、亚屏障系统中的动物，主要是通过各种设备，对上述的因素予以人工控制。
在国家制定的实验动物标准中，对各质量等级动物的环境气候因素控制，都有明确的要求。
理化因素。
包括有光照、噪音、粉尘、有害气体、杀虫剂和消毒剂等。
这些因素可影响动物各生理系统的功能及生殖机能，需要严格控制，并实施经常性的监测。
普通级动物要在适当的范围内，采取有效的措施，对此予以监控;尤其是清洁级以上等级的动物，应通过实验动物设施内的各种设备，按国家颁布的各个等级标准，严格予以控制。
生物因素。
是指实验动物饲育环境中，特别是动物个体周边的生物状况。
包括有动物的社群状况、饲养密度、空气中微生物的状况等。
例如，在实验动物中许多种类，都有能自然形成具有一定社会关系群体的特性。
对动物进行小群组合时，就必须考虑到这些因素。
不同种之间或同种的个体之间，都应有间隔或适合的距离。
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用小鼠做实验的基本知识1．实验动物环境可分为：外环境。
是指实验动物设施或动物实验设施以外的周边环境。
如气候或其他自然因素、邻近的民居或厂矿单位、交通和水电资源等。
内环境。
指实验动物设施或动物实验设施内部的环境。
内环境又细分为大环境和小环境。
前者是指实验动物的饲养间或实验间的整体环境状况;后者是指在动物笼具内，包围着每个动物个体的环境状况，如，温、湿度，气流速度，氨及其他气体的浓度，光照，噪音等等。
实验动物环境条件,对动物的健康和质量,以及对动物实验结果有直接的影响，尤其是高等级的实验动物，环境条件要求严格和恒定。
因而，对环境条件人工控制程度越高，并符合标准化的要求，生活这样环境中的动物，就越具有质量上的保证，一致性的程度就越高，动物实验结果就有更好的可靠性和可重复性，也使同类型的实验数据具有可比较的意义。
影响实验动物环境的因素及其控制：气候因素。
包括有温度、湿度、气流和风速等。
在普通级动物的开放式环境中，主要是自然因素在起作用，仅可通过动物房舍的建筑座向和结构、动物放置的位置和空间密度等方面来作有限的调控。
在隔离系统或屏障、亚屏障系统中的动物，主要是通过各种设备，对上述的因素予以人工控制。
在国家制定的实验动物标准中，对各质量等级动物的环境气候因素控制，都有明确的要求。
理化因素。
包括有光照、噪音、粉尘、有害气体、杀虫剂和消毒剂等。
这些因素可影响动物各生理系统的功能及生殖机能，需要严格控制，并实施经常性的监测。
普通级动物要在适当的范围内，采取有效的措施，对此予以监控;尤其是清洁级以上等级的动物，应通过实验动物设施内的各种设备，按国家颁布的各个等级标准，严格予以控制。
生物因素。
是指实验动物饲育环境中，特别是动物个体周边的生物状况。
包括有动物的社群状况、饲养密度、空气中微生物的状况等。
例如，在实验动物中许多种类，都有能自然形成具有一定社会关系群体的特性。
对动物进行小群组合时，就必须考虑到这些因素。
不同种之间或同种的个体之间，都应有间隔或适合的距离。
对实验动物设施内空气中的微生物有明确的要求，动物等级越高要求越为严格。
国家标准规定，亚屏障系统设施内空气落下的菌数少于或等于12.2个/皿时，屏障系统2.45个/皿时，隔离系统0.49个/皿时。
2．对实验动物设施的环境条件，国家有标准化的规定，检测项目包括温度、相对湿度、气六速度、梯度压差、空气洁净度、空气落菌数、氨浓度、噪声、照度和换气量等。
环境检测的项目空气洁净度的指标包括有：空气落菌数，是检测空气生物洁净度的指标，用血琼脂培养基，置于被检房舍的空间，暴露30分钟后，计算培养基上的落菌数;尘埃粒子测定，是空气洁净级别的指标，10-20平米的房间布点3-5个，用专用仪器测定，数据作统计分析。
此外还有下列七项指标的测定：温度、湿度测定，包括日温差、温湿度的均匀性等;气流速度测定，使动物处在合理的风速区域;换气次数，测定送风口或出风口的风速，然后参照风口面积和房间容积计算;静压差测定，用压差计测定设施内各区域的压差，分析设施内气流走向的合理性;噪声测定，用噪声计，选离墙壁1米，距地面1.2-1.5米的测点测定;照度测定，常用仪器是照度计，采用多测点测定，检测光照的均匀性;氨浓度测定，该检测项目通常是在设施运转后进行的监测项目，反映室内的换气情况、动物的合理密度和设施的管理水平。
实验动物设施的维护实验动物设施的各项环境指标是通过是相关设备的运转来实现及维持的，环境指标值无时不在动态的变化之中。
对设施的环境监测和维护，是实验动物设施经常进行的工作。
日常维护的重点有以下三个方面：空气过滤系统的维护，系统中有初效、中效和高效三级过滤，过滤材料在工作时会沾染粉尘，逐渐造成堵塞，而影响设施内的空气质量。
初效过滤材料应2周至3个月更换一次，过滤材料经清洗、干燥，可重复使用;中效材料3至18个月更换一次，经清洗、干燥也可重复使用;高效材料一般1--3年更换一次，一般不重复使用。
材料更换的次数取决于空气使用量和周围空气的质量。
勤换初效和中效材料，可减少对高效材料的更换，因为更换高效过滤材料会在一定时间内造成设施内环境因素的不稳定。
空调系统的维护，空调系统主要控制温、湿度两个重要的环境指标，空调的热交换部件要经常清洗，并要经常检查制冷剂有否泄漏，自动控温装置是否有效。
灭菌系统的维护，注意高压灭菌装置和饮水灭菌系统是否有效，要经常监测，不可疏忽大意。
此外，还有传递窗的紫外线灭菌是否有效，传递渡槽的消毒液要及时更换等一些日常的维护工作也不能忽视。
总之做好设施的维护工作，反映了设施的管理工作水平，要健全制度，建立岗位责任，在管理上下功夫。
3.实验动物的房舍设施这里指的实验动物设施是实验动物和动物实验设施的总称，是为实现对动物所需的环境条件实行控制目标而专门设计和建造的。
实验动物设施依其使用功能的不同，划分为各个功能区域，各自有不同的要求。
实验动物设施的等级及其规划结构要点按照“实验动物环境与设施”国家标准（1994）规定，实验动物环境设施分为四等，控制程度从低到高，依次为开放系统、亚屏障系统、屏障系统和隔离系统。
开放系统通常为单走廊专用房舍，采用自然通风或设有排风装置，有防虫、防鼠设施，要求笼具和垫料消毒、使用无污染的饲料，人员进出有一定的防疫措施。
这类设施仅适用于普通级动物。
该系统通常分为三个区域：前区，包括检疫室、办公室、休息室等;控制区，包括动物饲育室、或动物实验室、清洁走廊、清洁物品储存室等;后勤处理室，包括污染走廊、洗刷消毒室、污物处理设施等。
人员、动物和物品原则上按：前区--控制区--后勤处理区的走向运行。
亚屏障系统又称为清洁级屏障系统，用于清洁级动物的饲育。
一般设双走廊，也有用层流架作清洁级屏障系统。
其设施的结构及设备配置要求都与屏障系统大体相同，只是空气洁净度只要求达到10万级，管理上要求稍低于屏障系统，故称之为亚屏障系统。
也分三个区域，即清洁区、污染区和外部区。
清洁区包括动物饲育室或实验室、清洁走廊、清洁准备室、清洁物品储存室、检疫室等;污染区包括污染走廊、洗刷消毒室等;外部区包括接受动物室、饲料加工室、库房、更衣淋浴间、办公室、值班室、机房、焚烧炉等。
结构通常是双走廊，凡进入清洁区的人员、动物、和物品，甚至空气和水都要经过相应的处理，保证该区域不受微生物的侵染。
进入清洁区的人员、动物和物品要分别遵循一定的运行路线：1.人员：更衣--淋浴--更衣--清洁走廊--饲养室或动物实验室--污染走廊--洗刷消毒室--更衣--外部区域。
2.物品：包装--高压消毒（已包装消毒的可经传递窗，清结笼具经有消毒液的渡槽）--清结准备室--清洁物品储存室--饲养室或动物实验室--（污物经包装处理）污染走廊--外部区域。
3.动物：动物（带专用包装）--传递窗--检疫室--清洁走廊--饲育室或实验室--（实验后或生产供应）--（经包装）污染走廊--外部区域。
屏障系统主要是用于SPF级动物的饲育。
有正压屏障构造、负压屏障构造（生物安全屏障系统）也有用层流架（正压/负压）或隔离器作SPF级屏障系统。
屏障系统设施，要求与外界隔离，空气经三级过滤净化后才进入屏障设施之内，空气洁净度为10,000级。
除生物安全屏障系统为负压以外，通常应保持为正压，且不低于20--50Pa;出风口设有防空气倒流装置。
屏障系统设有清洁和污染走廊，进入系统的笼具、饲料、饮水、垫料、器械等一切物品都要经过严格的消毒灭菌，人员进入要经淋浴、更衣，使用专用的服装，进入的动物要有专用包装，也经严格的消毒处理。
系统内的人员、物品和空气等采用单向固定的流通路线，有呼吸系统疾病和皮肤病的人员不能进入系统内。
结构要求和进入系统内的人、动物和物品的运行等与亚屏障系统基本相同，但要求更为严格。
隔离系统主要设备是隔离器，分有正压和负压隔离器。
隔离器及其辅助装置共同组成的隔离系统，用于饲养SPF动物、无菌动物和悉生动物。
隔离器可置于亚屏障系统或开放系统内运转，如在开放系统内，则要严格控制系统内环境的温、湿度。
操作时，工作人员只能通过隔离器上的橡胶手套来进行饲养或实验。
物品是通过包装消毒后，由灭菌渡舱或传递窗传入;动物是经由无菌剖腹产的方法进入;进入隔离器的空气，应经高效过滤，保证隔离器内空气洁净度达100级，无菌并维持正压状态。
根据实验需要也可维持负压状态，但需要配置空气排放装置，保证空气排放符合标准。
另外，对实验动物设施的房舍设施的建设，如：地面、门窗、墙壁、天花板、走廊及空气净化调节设备与送排风系统等都有详细的要求，例如：地面要求平而不滑，一般不设排水口;墙壁要求保温和隔音，墙涂料耐酸碱，易于消毒清洗;有压力梯度的系统，门应开向压力高的一侧等。
总之，设施建设是从质量控制要求的角度，考虑到操作和成本等因素来提出相应的要求。
小白鼠俗称“小鼠”、尖嘴鼠，由于颜色纯白而得名。
我国饲养小白鼠历史最早，据记载，公元307～1641年就有人捕获野生小鼠进行饲养，并作为古代僧侣们的祭物。
据资料介绍，从18世纪开始，小鼠开始成为实验动物，有的也进行观赏饲养。
小白鼠一、生物学特性（一）分类学地位小白鼠是野生鼷鼠的变种，隶属于动物界，脊椎动物门，哺乳纲，啮齿目，鼠种。
我国目前饲养最广泛的是1946年从印度某研究所引入到云南昆明饲养的品种，又名昆明种。
50年代由昆明引到北京生物制品研究所，以后输送到全国各地饲养。
（二）形态特生小白鼠经过人们长期选择，定向培育，已形成许多品种类型。
一般人们把它分为普通常用小白鼠和满足特殊需要的特种小白鼠两种。
特种小白鼠有高癌鼠、低癌鼠、糖尿病鼠及先天性肌肉萎缩病鼠等。
有的将小白鼠根据不同杂交方法和获得遗传特性而划分为近交品系、突变品系、远交和杂交群等。
1972年以前，国际上公认的小白鼠近交系已有250多个。
各品种小白鼠形态特征略有差异，但基本上相差不多。
普通小白鼠体长约8厘米，尾略短或略长于体长，面部尖实，嘴前部有长长的触毛，耳耸立呈半圆形，眼睛大，嘴尖，被毛有纯白色和白斑色。
90日龄昆明种小白鼠，体长9～11.0厘米，一般雄鼠大于雌鼠，尾有四小白鼠经过人们无数代的定向选择，生活习性有了一定的改变，环境适应性较差。
如果把它们放回到室外环境，往往会因缺乏竞争力而难以生存。
在人工饲养条件下的小白鼠，胆小怕惊，温顺，较易捕捉。
当它受惊时，尾巴挺直并猛力甩动。
夜间比白天活跃，喜群居。
白日常集群而卧，下午4～5点钟以后活动加强，尤其在晚上更加活跃。
当人在晚上进入鼠舍，即可听到小鼠不停地活动与啃咬所发出的沙沙响声。
小白鼠喜阴暗、安静的环境，对环境温度、湿度很敏感，经不起温度的骤变和过高的温度。
夏季温度过高常影响种母鼠的受胎率和仔鼠生长发育。
冬季室温过低，不仅会影响种鼠的生长繁殖，且易发生多种疾病。