百合的组织培养
百合组织培养和快速繁殖技术
实验方案1.材料的选取及消毒1.1材料的选取在花鸟市场购得新鲜百合，取百合的鳞片为外植体。
1.2材料的消毒将百合鳞茎分成鳞片，取外层鳞片经洗衣粉水浸泡3Omin，用自来水冲干净，在超净台上用7O%酒精浸4 min，0.5%新洁尔灭8 min，0.5%升汞10min，每次都用无菌水淋洗3～4次，剥去外皮，再用70%酒精浸2 min，0.5%新洁尔灭5 min，0.5%升汞8min后用无菌水淋洗4～8次后即可．将外层鳞片切成上、中、下3段约0.5cm×0.5cm方块，选取下段接种。
2.培养方法2.1培养基的选择培养基是以MS为基本培养基，附加不同激素构成的。
根据各种激素浓度范围及比例的不同，以下设计三套方案：继代培养基：（6-BA/NAA=4/1）生根培养基：2.2培养基的配制2.2.1MS培养基母液的配制MS培养基含有近30种营养成分，为了避免每次配制培养基都要对这几十种成分进行称量，可将培养基中的各种成分，按原量的20倍或200倍分别称量，配成浓缩液，这种浓缩液叫做培养基母液。
这样每次使用时，取其总量的1/20（50 mL）或1/200（5 mL），加水稀释，制成培养液。
根据MS培养基中元素分类，分为以下四种母液：大量元素(母液Ⅰ) NH4NO3、KNO3 、CaCl2·2H2O 、MgSO4·7H2O 、KH2PO4微量元素(母液Ⅱ) KI 、H3BO3、MnSO4·4H2O、ZnSO4·7H2O、Na2MoO4·2H2O、CuSO4·5H2O、CoCl2·6H2O、铁盐(母液Ⅲ) FeSO4·7H2O、Na2-EDTA·2H2O有机成分(母液Ⅳ)肌醇、烟酸、盐酸吡哆醇、盐酸硫胺素、甘氨酸以上各种营养成分的用量，除了母液Ⅰ为20倍浓缩液外，其余的均为200倍浓缩液。
上述几种母液都要单独配成1 L的贮备液。
百合的组织培养综述
百合的组织培养xxx摘要：百合的离体培养是目前为止百合迅速繁殖的最有效方法，下文对百合的外植体选择和处理、离体培养的器官发生途径、和组织培养中容易出现的问题进行综述。
并对百合组织培养的未来发展做出展望。
关键词：百合；外植体；组织培养；器官发生百合是百合科百合属，多年生草本球根植物。
是著名的观赏花卉，可食用，有很高的利用价值。
利用组织培养进行繁育是百合无毒化和商品化的必要途径。
百合的传统繁殖方式主要有珠芽繁殖、小子球繁殖、鳞片繁殖3种方式。
由于百合的常规繁殖率低，易感染病毒，所以对繁殖技术提出了更高的要求，人工繁殖技术对百合具有重要的意义。
1、百合组织培养的特点和优势培养条件可人为控制，进行周年生产。
植物组织培养中采用的植物材料是经过精挑细选的，他们生长的培养基及小气候环境都是人为控制的对其生长最有利的，摆脱了大自然中四季、昼夜气温频繁变化甚至是灾害性气候等外界不利因素的影响。
并且条件均一，便于稳定地进行周年生产。
生长周期短,繁殖率高,成本较低。
人为控制的条件可以满足其快速生长的需要，所以生长快，培养周期比其它繁殖方式短很多。
虽然组织培养先期投资较大，需要一定的设备及能源消耗，但是在百合开始批量生产之后，相对于有性繁殖来说成本低廉的多。
管理方便，便于工厂化生产和自动化控制植物。
组织培养可以在工厂高密度培育，并可以通过机械进行培育，与传统的盆栽相比，省去了中间一系列繁杂劳动。
培养材料来源广泛。
由于植物细胞具有全能性，在生产实践中, 单个细胞、小块组织等经离体培养均可再生形成完整植株。
由于取材少，培养效果好，对于新品种的推广和良种延续还有灭毒等都有重大的实践意义。
另外，百合组织培养具有很高的应用价值。
百合可以进行远缘杂交，但由于生理代谢等方面的原因，常使杂种胚早期败育，而不能得到相应的杂种植物。
而通过组织培养，可使其顺利生长，得到远缘杂交品种并讲品种延续下去，从而选育出园艺新品种。
此外还可采用愈伤组织诱变、花粉培养等多种方法来进行花卉育种。
百合繁殖技术实训报告总结
一、实训背景百合作为一种世界著名的观赏花卉，其花朵色彩鲜艳，形态优美，深受人们的喜爱。
百合繁殖技术的研究对于提高百合的产量和品质具有重要意义。
本实训旨在通过实践操作，掌握百合繁殖技术，为我国百合产业发展提供技术支持。
二、实训目的1. 熟悉百合繁殖的基本原理和方法；2. 掌握百合组织培养、分株繁殖、扦插繁殖等繁殖技术；3. 提高百合繁殖的成活率和产量；4. 为百合产业发展提供技术支持。
三、实训内容1. 百合组织培养（1）材料准备：选取百合鳞茎、叶片、茎段等部位作为外植体，消毒处理后备用。
（2）培养基配制：采用MS培养基，添加不同激素比例进行实验。
（3）接种与培养：将外植体接种于培养基中，在适宜的条件下进行培养。
（4）结果观察：观察百合组织培养的成活率、生根情况、芽分化等指标。
2. 百合分株繁殖（1）材料准备：选取生长健壮的百合植株，消毒处理后备用。
（2）分株操作：将百合植株从土壤中挖出，按照一定的比例进行分株。
（3）栽植与管理：将分株后的百合栽植于花盆或大田中，进行浇水、施肥、病虫害防治等管理。
（4）结果观察：观察百合分株繁殖的成活率、生长状况等指标。
3. 百合扦插繁殖（1）材料准备：选取百合茎段、叶片等部位作为扦插材料，消毒处理后备用。
（2）扦插操作：将扦插材料插入沙床或珍珠岩中，保持适宜的温度、湿度。
（3）栽植与管理：将扦插生根后的百合栽植于花盆或大田中，进行浇水、施肥、病虫害防治等管理。
（4）结果观察：观察百合扦插繁殖的成活率、生长状况等指标。
四、实训结果与分析1. 百合组织培养通过实验，我们发现MS培养基添加0.5mg/L NAA和0.1mg/L 6-BA的激素组合，对百合组织培养效果较好。
在该条件下，百合外植体成活率达到90%，生根率达到70%，芽分化率达到60%。
2. 百合分株繁殖经过实践操作，百合分株繁殖的成活率达到了85%。
在适宜的管理条件下，分株后的百合生长状况良好，产量较高。
3. 百合扦插繁殖实验结果表明，百合扦插繁殖的成活率为80%，生根率达到60%。
百合的组织培养技术
百合的组织培养技术1植物名称百合(lilium brownii var. viridulum)2材料类别鳞茎、珠芽、叶片、花器官等3外植体消毒将洗净的外植体材料放于无菌瓶中，先用70%-75%的酒精消毒10-60s，用无菌水冲洗1次；再用饱和的漂白粉上清液消毒5min，用无菌水冲洗1次；再用0.125%的HgCI2消毒5-10min，用无菌水冲洗1次；再用饱和漂白粉的上清液消毒10-20min，用无菌水冲洗6-7次即可获得无菌的外植体材料。
4外植体培养条件（1）诱导培养基：MS+6-BA 1.0mg/L+NAA 0.1mg/L；（2）增殖培养基：MS+6-BA0.5mg/L+NAA 0.5mg/L；（3）生根培养基：1/2MS+NAA 0.1mg/L；以上所有培养基的pH均为5.8-6.0，培养温度为（24±2）℃，光照为800-1200lx，每天光照12h左右。
５外植体的生长与分化5.1诱导培养：鳞茎切块接种于诱导培养基上，大约20天后便可在切口处产生白色小鳞茎凸起，这时便可进行继代培养。
5.2增殖培养：将萌发的小鳞茎切成数块接种于增殖培养基上，约30天后即可抽出叶片形成幼苗。
5.3生根培养：将已经抽叶的幼苗转入生根培养基中大约10天便可看到有根开始长出。
5.4炼苗及移栽：当幼苗的根生长到0.5cm长度左右时即可进行炼苗，在室温下炼苗2天，然后除去封口膜继续炼苗3-5天，然后将组培苗取出，用自来水洗净苗根部的培养基，移栽入基质或者田园土中，放入人工气候室中进行培养，每天进行浇水，约10-15天后即可移栽入大田中。
注：百合组培苗移栽以春秋季节成活率较高，冬夏季较差。
6意义百合是百合科百合属的一种多年生草本植物，不仅是世界著名的观赏花卉，而且具有食用、药用价值。
传统的百合繁殖方法具有繁殖系数小、多代繁殖种性易退化等缺点，对百合生产的数量和质量造成了一定的影响。
组培技术的应用能够克服以上缺点，并且提高的繁殖速度，是今后生产中一种有效的繁殖途径。
百合的组织培养技术
Байду номын сангаас
外植体的准备
（一）外植体的选择
在百合科植物组织培养中外植体来源广泛 几乎包括了植物的各种组织和器官。如鳞片、 种子、珠芽、茎段、花瓣、花丝、叶片、花药、 子房和花梗等。 1、培养目的 2、外植体的培养能力 种子> 鳞片> 花丝> 花瓣> 叶片 3、消毒难易和遗传稳定性
外植体的准备
（二）外植体的消毒
百合的组织培养技术
第一组
组长：郭男男 副组长：康瑶
组员：白丹、陈恩名、党花利、谷微微、
胡梦圆、贾春秋、姜飞龙、雷丹
目录
• 百合的简介
• 外植体的准备
百合简介
百合是单子叶植物纲百合科百合属的 总称。其为多年生宿根草本植物, 本属在世 界上有 90 余种,原产我国的约有47 种, 占世 界总数的51%。百合花除具有观赏价值外, 大多数可以食用, 是上等的滋补佳品。百合 中的麝香百合、 透百合和香水百合等观赏 价值高, 植株刚直挺秀,花大美丽, 清雅脱俗, 芳香宜人, 常被人们视为纯洁、 光明、 自 由和幸福的象征,是目前国际市场上十分畅 行的花卉之一。
百合的组织培养技术综述
百合的组织培养综述（辛文龙，200674010152）摘要对百合的分布和组织培养的进展状况及组织培养在百合育种中的应用作了综述。
特别罗列了百合组织培养中所选用的外植体类型和一些组培材料的最佳分化、生根培养基配方；阐述了组织培养中常见的一些问题；并介绍了百合组织培养在其育种中的应用。
关键词百合；组织培养；百合(Lilium.spp.)是百合科(Iiliaccae)百合属(Lilium)多年生草本植物。
我国是百合植物的原产地，早在1400多年以前就有人工栽培，食用、观赏和药用百合的栽培利用历史十分悠久。
百合除具有观赏价值外，大多数可以食用、药用，是上等的滋补佳品。
传统的白合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽鳞片扦插、鳞片包埋等。
但采用这些方法繁殖，繁殖系数较小，特别是经多代分殖以后，常造成种性退化，甚至病毒积累，影响百合的产量和质量。
利用组织培养技术，能够迅速去除病毒和更新品种，加快了百合的快速繁殖速度，缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性，而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
现将目前百合组织培养及育种方法做简单总结。
1百合的分布全世界百合约有90多个种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区，南半球没有野生种分布。
中国是百合种类分布最多的国家，也是世界百合起源的中心。
据调查，中国约有47个种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36个种15个变种为中国特有种；日本有15个种，其中9个种为日本特有种；韩国有11个种，其中3个为特有种；亚洲其他国家和欧洲共有约22个种；北美洲约有14个种。
2百合的组织培养外植体类型2.1外植体的选择2.1.1鳞片百合鳞片作为外植体具有容易获得、分化能力强、对培养基要求不严等优点是目前百合组织培养中普遍采用的外植体。
主要是通过调节生长素和细分裂素的比例来诱导其组织产生不定芽和再生植株。
百合初代培养实训报告
一、实训目的本次实训旨在通过学习百合初代培养的方法和技巧，掌握百合组织培养的基本原理和操作流程，提高对植物组织培养技术的理解和应用能力。
同时，通过对百合初代培养过程中的各个环节进行实践操作，培养自己的动手能力和团队协作精神。
二、实训内容1. 百合组织培养概述百合（Lilium）是百合科百合属多年生草本植物，具有较高的观赏价值。
百合组织培养技术是一种无性繁殖方法，通过将百合的外植体接种到培养基上，使其在无菌条件下生长、分化，最终形成完整的植株。
2. 百合初代培养方法（1）外植体选取选取百合鳞茎或叶片作为外植体。
鳞茎选取饱满、无病虫害的健康鳞茎；叶片选取叶尖或叶缘部位。
（2）外植体消毒将外植体放入70%酒精中浸泡30秒，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体放入0.1%的氯化汞溶液中浸泡5-10分钟，再用无菌水冲洗3-5次。
（3）接种将消毒后的外植体接种到含有不同植物激素的培养基上。
培养基成分：MS培养基+6-BA 0.5mg/L+NAA 0.1mg/L。
（4）培养条件将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃±2℃，光照强度为1000勒克斯，每天光照12-14小时，空气相对湿度保持在70%-80%。
3. 百合初代培养过程（1）愈伤组织诱导接种后3-5天内，外植体开始生长，形成愈伤组织。
愈伤组织呈白色、质地松软。
（2）芽分化愈伤组织培养7-10天后，开始分化出芽。
芽分化过程中，可适当调整培养基中植物激素的比例，以促进芽的分化。
（3）生根芽分化后，将芽转移到含有NAA 0.1mg/L的培养基上，促进生根。
生根过程中，芽可逐渐转移到生根培养基中。
（4）移栽当百合植株长到2-3片叶时，可将其移栽到营养土中。
三、实训结果与分析1. 百合初代培养结果通过本次实训，成功诱导出百合愈伤组织，并分化出芽和根，最终形成完整的植株。
2. 实训结果分析（1）外植体选取对百合初代培养效果有较大影响。
鳞茎外植体诱导愈伤组织的效果优于叶片外植体。
百合组织培养快速繁殖
百合组织培养快速繁殖组织培养是进行植物快速繁殖的常规手段,通过组织培养可以快速获得无病毒植株,对繁殖珍贵花卉品种是简易而有效的方法。
本研究通过组培快繁再生体系的建立、试管鳞茎的增、大再分化及移栽后的生理检测对东方百合“西伯利亚”、“索邦”和铁炮百合“白天堂”的快速繁殖进行了系统的研究。
以鳞片和试管苗叶片为外植体,通过直接诱导不定芽再生的方式,对启动培养、增殖培养、生根移栽等组织培养快速繁殖各个环节的影响因素进行了分析。
研究结果表明:1、MS基本培养基中附加适宜浓度配比的NAA与6-BA可诱导不定芽再生,再生频率在80%以上。
2、试管苗叶片下部分化能力较强,是建立高频快速增殖体系的首选材料:“西伯利亚”和“白天堂”再生芽的能力要强于“索邦”;用NAA或IBA与KT组合诱导不定芽增殖效果较好,再生频率在86%以上,适宜“白天堂”“西伯利亚”“索邦”试管苗增殖的激素配比分别为NAA 0.2mg/L+KT 0.4mg/L、NAA 0.1mg/L+KT0.2mg/L、IBA 0.1mg/L+KT 0.2mg/L。
3、百合试管苗具有较强的生根能力,在继代增殖的同时就可达到生根的目的。
4、以珍珠岩:土(3:1)为移栽基质,选取鳞茎直径≥1cm的试管苗移栽,成活率在95%以上。
培养基添加物对百合快繁体系影响的研究结果表明:培养基中添加30g/L蔗糖和3mg/L多效唑分别为促进“索邦”和“西伯利亚”生长的最佳培养基。
在添加60g/L蔗糖和3mg/L多效唑的培养基中“白天堂”试管鳞茎的增大及再分化效果最佳。
在上述最佳培养基中,各供试品种出瓶直径均在1cm以上,东方百合增殖系数可达8以上。
活性炭可以提高试管苗的质量,浓度在4～10g/L时,“白天堂”、“索邦”及“西伯利亚”试管鳞茎生长情况较好。
将移栽成活的健壮试管苗移栽入土后进行多效唑叶面喷施,研究结果表明:以500mg/L多效唑处理5周,百合叶片的气体交换特性得到明显改善、叶绿素、可溶性糖、可溶性蛋白含量均有所提高,组织含水量减少,对试管苗移栽入土后的生长发育起到了显著的促进作用。
百合的组织培养
百合的组织培养一、百合叶片的组织培养(一)外植体百合鳞茎。
(二)灭菌方法取百合花茎于洗涤灵液中浸泡20min, 自来水冲洗20 min, 离花茎叶片基部上下各0.2cm 左右, 剪取0.5cm 带叶片茎段。
自叶片基部留叶片长1.5~ 2.0cm, 剪去以上大部叶片, 于0.1% 农用链霉素水溶液中浸泡1h, 自来水冲洗20 min; 无菌条件下, 75% 酒精处理2~ 3s; 0.1% 升汞溶液处理3~ 4 min, 无菌水洗5~ 6 遍, 备用接种。
(三)发育途径将叶片茎段接种于诱导分化培养基, 待诱导出芽后将芽接种于增殖培养基, 最后增殖芽进行生根诱导。
(四) 培养基以MS 和LS 为基础培养基, 细胞分裂素采用BA, 生长素采用NAA, 以二者不同浓度和比例制成诱导分化培养基和芽增殖培养基, 探求基础培养基MS 和LS 及不同浓度激素及其配比对新普百合诱导分化和不定芽增殖的效果。
生根培养基采用LS, 培养基中添加不同浓度生长素、活性炭, 研究生长素浓度及活性炭对生根苗的影响。
培养基均添加琼脂7g / L。
在103kPa、121℃条件下灭菌15min。
(五)培养条件培养室温度( 25±1℃) , 相对湿度60%~ 70% , 光强1800~ 2500lx , 光照每天12h。
(六)讨论愈伤组织的诱导及不定芽的分化设计8 种起始诱导培养基, 每种培养基接种50 片叶。
接种后, 在适宜培养基上, 15 天左右可见叶片基部膨大隆起, 继而生出黄绿色愈伤组织,20 天左右可长至0.5cm3 , 并生出绿色芽点后分化出芽, 50 天左右可长至2~ 3cm。
统计愈伤组织及不定芽诱导状况。
结果表明, 经50 天的培养后, 单一使用细胞10分裂素的处理效果不佳, 愈伤组织诱导率、不定芽分化率均较低。
因此在新普百合的诱导培养中需细胞分裂素( BA) 和生长素( NAA) 配合使用。
当BA 浓度较高时, 有利于愈伤组织的形成, 不利于不定芽的分化。
百合组织培养课件
通过组织培养获得的种苗是脱 病毒的，降低了病虫害的风险
。
缺点
成本高
组织培养技术需要专业的设备和实验 室，同时需要专业的技术人员进行操 作，因此成本较高。
技术要求高
组织培养技术需要较高的技术水平， 操作不当容易导致失败。
变异可能性
虽然组织培养可以获得遗传稳定的种 苗，但也有一定的变异可能性。
Part
05
百合组织培养的前景展望
百合组织培养的发展趋势
高效繁殖
通过组织培养技术，实现百合快速、高效繁 殖，满足市场需求。
基因工程
结合基因工程技术，实现百合优良性状的遗 传转化和分子育种。
品种改良
利用组织培养技术进行百合品种改良，提高 抗病性、抗逆性和观赏品质。
资源保护
通过组织培养保存珍稀、濒危百合品种资源 ，保护生物多样性。
对百合组织培养的期望和建议
加强基础研究
深入开展百合组织培养的基 础理论研究，提高技术水平 。
推广应用
加强百合组织培养技术的推 广应用，促进科技成果转化 。
政策支持
政府应加大对百合组织培养 产业的支持力度，推动产业 发展。
国际合作与交流
加强国际合作与交流，引进 国外先进技术和管理经验， 提升我国百合组织培养的国 际竞争力。
实验材料
健康无病虫害的百合鳞茎 。
实验操作步骤
消毒处理
将百合鳞茎放入消毒液中 浸泡一定时间，然后取出 晾干。
观察与记录
定期观察外植体的生长情 况，记录生长数据和照片 。
外植体切割
用镊子将百合鳞茎切割成 适当大小的小块，作为外 植体。
接种与培养
将外植体放入已配置好的 培养基中，在适宜的温度 和光照条件下进行培养。
最新百合组培实验报告
最新百合组培实验报告实验目的：本次实验旨在探究百合组织培养的最佳条件，以实现高效繁殖和遗传改良。
通过对比不同培养基、激素浓度和培养环境对百合组织生长的影响，确定最适合的培养参数。
实验材料：1. 百合种球2. MS培养基3. 植物生长调节剂（生长素和细胞分裂素）4. 无菌水5. 培养皿和培养箱6. 75%酒精和0.1%硝酸银用于消毒7. 称重天平和移液器实验方法：1. 种球消毒：选取健康无病虫害的百合种球，用75%酒精浸泡10分钟，再用0.1%硝酸银溶液消毒5分钟，最后用无菌水冲洗3次。
2. 组织切割：在无菌条件下，将种球切成约1平方厘米的小块。
3. 培养基制备：按照MS培养基配方，添加不同浓度的生长素和细胞分裂素，制备出一系列实验组。
4. 接种：将处理好的百合组织块接种到培养基上，每个培养基接种3块组织。
5. 培养条件：将接种好的培养皿放入培养箱中，设定温度为25°C，光照周期为16小时光照/8小时黑暗。
6. 数据记录：每天观察记录组织生长情况，包括生长速度、形态变化和任何异常情况。
实验结果：经过两周的培养，发现在添加了适量生长素和细胞分裂素的MS培养基上的百合组织生长最为良好。
其中，生长素浓度为0.5mg/L，细胞分裂素浓度为1.0mg/L的培养基上，百合组织的增殖率最高，且无明显变异现象。
结论：本实验确定了百合组织培养的最佳激素浓度，为百合的快速繁殖和遗传改良提供了科学依据。
未来工作将进一步探索其他影响因素，如培养环境的湿度、光照强度等，以优化培养条件，提高百合组织培养的成功率。
《百合组织培养》课件
保持优良品种
拯救濒危植物
通过组织培养可以将优良品种的基因传递下去，保持其优良性状，避免优良品种的消失。
对于濒危植物，可以通过组织培养技术进行快速繁殖，增加其种群数量，保护濒危植物。
03
02
01
通过组织培养技术可以将外源基因导入百合植物细胞中，实现基因的遗传转化。
遗传转化
通过遗传转化技术可以改良百合植物的性状，培育出抗逆性更强、产量更高、品质更优的新品种。
基因工程育种
通过遗传转化技术可以将外源基因导入百合植物中，生产出具有特定功能的转基因植物，如抗虫、抗病、抗除草剂等。
转基因技术应用
细胞培养生产有用化合物
通过组织培养技术可以生产出具有药用价值的化合物，如生物碱、黄酮类化合物等。
04
CHAPTER
百合组织培养的挑战和前景
成本与资源
组织培养需要大量的资源和资金投入，包括设备、设施、人员和技术支持等，这对于一些小型企业和研究机构来说是一个挑战。
外植体切割与接种
将消毒后的外植体切割成适宜的大小，并进行接种操作。接种时应注意无菌操作，避免污染。
百合组织培养需要在恒定的温度下进行，一般为25℃左右。温度的稳定对于细胞的分裂和生长至关重要。
温度控制
保持培养环境相对较高的湿度，有利于外植体的生长和发育。湿度的控制可以通过调节气体交换来实现。
湿度控制
适宜的光照强度和时间对百合组织培养至关重要。一般来说，光照强度ห้องสมุดไป่ตู้1000-2000 lux之间，每天光照16小时左右为宜。
光照控制
良好的气体交换有助于维持培养环境的稳定和外植体的正常生长。定期通风或更换气体可以提供适宜的气体交换条件。
气体交换
药用植物组织培养-百合组培实验报告
百合的组织培养姓名：XXX学号：学院：农学院专业：中草药栽培与鉴定百合简要概述百合是百合科百合属，多年生草本球根植物。
是著名的观赏花卉，可食用，有很高的利用价值。
利用组织培养进行繁育是百合无毒化和商品化的必要途径。
由于百合的常规繁殖率低，易感染病毒，所以对繁殖技术提出了更高的要求，人工繁殖技术对百合具有重要的意义。
本实验主要通过植物组织培养手段，以MS为基本培养基，以百合鳞茎为外植体，对其进行灭菌消毒，并置于温箱中进行培养。
随后观察其生长情况，并拍照记录。
植物组织培养概述植物组织培养是一种将植物体的部分细胞或组织与母体分离，在适当的条件下加以培养，使它们能够生长、发育、分化与增殖的技术。
原理是来自植物细胞的全能性分化能力，也就是植物体内的某一类细胞，能够独立发育并且分化成为完整的植物成体。
植物组织培养是根据植物细胞具有全能性的理论，利用植物体离体的器官、组织或细胞以及原生质体,在无菌和适宜的人工培养基及温度等人工条件下，能诱导出愈伤组织、不定芽、不定根，最后形成完整的植株。
培养选用的基础培养基一般较多采用的是MS。
采用固体培养基较多，因为相比液体培养基，固体培养基在操作上更方便，被广泛使用。
在基础培养基里添加一定的外源激素，可以诱导出愈伤组织、胚状体、不定芽、根等器官，最终可获得再生植株或者次生产物。
常用的激素类型有生长素类、细胞分裂素类、赤霉素等。
百合植物组织培养实验试剂烟酸，甘氨酸,盐酸硫胺素,肌醇,盐酸吡哆醇；琼脂，蔗糖，蒸馏水，NAA，6-BA，1mol/LHCl，1mol/L NaOH；75%酒精。
仪器冰箱、天平、pH试纸、电炉、高压灭菌锅、超净工作台、光照培养箱、三角瓶、容量瓶、量筒、移液管、烧杯、培养皿、滤纸、报纸、绳、玻璃棒、镊子、刀等。
生物材料：百合实验步骤1、配制培养基母液的配制方法a)大量元素的配制：依次称取KNO319g、NH4NO316.5g、MgSO4•7H2O3.7g、KH2PO40.17g、CaCl2•2H2O4.4g,分别用少量的蒸馏水彻底溶解，然后再将它们混溶，以防互相发生反应，最后用容量瓶定容至1L,转入试剂瓶中，贴上标签，置冰箱冷藏保存。
百合组织培养
传统的繁殖方法
1、播种法繁殖：播种属有性繁殖，主要在育种上应用。方 法是：秋季采收种子，贮藏到翌年春天播种。播后约20～30天发 芽。幼苗期要适当遮阳。入秋时，地下部分已形成小鳞茎，即可 挖出分栽。播种实生苗因种类的不同，有的3年开花，也有的需培 养多年才能开花。因此，此法家庭不宜采用。
传统的繁殖方法
• 1.冷藏：13～15℃预冷，3～5℃冷藏6-7周。
• 2.温水浸泡：于48℃的温水中，每隔2～3min提起再泡入，反复2～3次， 后在45℃温水中浸泡1h，严格掌握水温。
• 3.激素处理：用1000xGA溶液浸泡，为避免发根阻碍，可先将球根倒置浸 泡一半，而后恢复正常位置予以静置。
•
生活中的辛苦阻挠不了我对生活的热 爱。20. 11.1520 .11.15S unday, November 15, 2020
传统的繁殖方法
4、分珠芽法：分珠芽法繁殖，仅适用于少数种类 。如卷丹、黄铁炮等百合，多用此法。做法是：将 地上茎叶腋处形成的小鳞茎（又称“珠芽”，在夏 季珠芽已充分长大，但尚未脱落时）取下来培养。 从长成大鳞茎至开花，通常需要2～4年的时间。为 促使多生小珠芽供繁殖用，可在植株开花后，将地 上茎压倒并浅埋土一将地上茎分成每段带3～4片叶 的小段，浅埋茎节于湿沙中，则叶腋间均可长出小 珠芽。
百合组织培养
WE ARE SEEING THE WORLD IN COLOR
植物简介 主要品种 应用价值 文化含义 繁殖方法 组织培养
百合品系
•
百合是百合科百合属Leabharlann 年生草本球根植物，株高可达
1.2米。叶散生，倒披针形。
伞形总状花序，一个健壮的花
葶可具花 10朵以上，花期5至
8月，花色因品种而异。
百合组织培养课件
外植体处理
对外植体进行清洗、切割 等处理，以适应培养需求 。
外植体消毒
采用适宜的消毒剂和消毒 方法，对外植体进行彻底 消毒，以减少微生物污染 。
培养基的制备与灭菌
确定培养基配方
灭菌
根据实验需求，选择适宜的培养基配 方。
将配制好的培养基进行高温高压灭菌 ，以消除微生物污染。
配制培养基
按照配方比例，将各种成分混合在一 起，搅拌均匀。
观察与记录
定期观察外植体的生长状 况，记录生长数据。
继代培养
根据需要，将生长良好的 外植体进行继代培养，以 获得更多的材料。
百合组织培养的基本流程
诱导分化
在外植体上诱导分化出不定芽或愈伤 组织。
移栽与驯化
将分化出的植株移栽到适宜的基质中 ，进行驯化与适应。
百合外植体的选择与处理
选择适宜的外植体
根据实验目的和要求，选 择适宜的百合器官或组织 作为外植体，如鳞片、叶 片、茎段等。
赤霉素
调节细胞生长和伸长， 促进不定根形成。
脱落酸
促进细胞程序性死亡和 休眠。
环境因素对百合组织培养的影响
温度
适宜的温度可以促进细胞分裂和组织生长，过高或过低的温度都 会抑制生长。
光照
适当的日照强度和时间可以促进植物光合作用，提供足够的能量和 营养。
湿度
适宜的湿度可以保持培养基湿润，防止过度蒸发或结露。
D
02 百合组织培养技术
百合组织培养的基本流程
准备外植体
选择健康、无病虫害的百合植株，剪取适宜大小 的外植体。
外植体消毒
将外植体浸泡在消毒液中，彻底清除表面微生物 。
接种
将外植体放置在培养基上，确保与培养基紧密接 触。
百合的组织培养
百合的组织培养百合的组织培养百合是百合科属多年生草本鳞茎植物，是世界著名的观赏花卉。
全世界的本属植物约有94种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区。
中国是百合属植物分布最多的国家，也是世界百合起源的中心，据调查约有47种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36种15个变种为中国特有种。
随着我国花卉产业的不断发展20世纪80年代后期大量优良的观赏百合栽培品种陆续从荷兰等国引进我国。
现已得到广泛栽培，成为我国花卉市场中的重要高档切花种类。
关于百合的组织培养，国内外不少研究者开展了大量的工作。
在优良品种快速繁殖、品种脱毒复壮、新品种培育以及种质资源保存等方面，具有较为成熟的技术。
百合植株的不同部分均采用组织培养的方法，繁殖出新个体并进行快速扩繁。
据不完全统计，国内外组织培养成功的百合种及品种已超过几百种。
最早是Dobreaux等人（1950）首次用纯白百合（Liliumcandidum）的花蕾成功地诱导出小鳞茎。
随后Robb(1957)成功地进行了2个种百合鳞片的培养结果如下。
鳞片腹轴面上、中、下三部分形成小鳞茎的百分率分别为0、3.8%及71.3%。
春秋季鳞片形成子球率分别为77%及53%，夏季为2%，冬季为0。
Henser(1976)培养兰州百合（L.davidiivar.unicolor）的花柱和花梗，通过愈伤组织途径得到试管小鳞茎。
黄济明（1979~1984）对25个种或品种进行了组培试验，证明百合的珠芽、鳞片、鳞茎盘、根、茎、叶、茎尖、花梗、花柱和未成熟胚等外植体均能被促进形态发生。
新美芳二（1980）对百合鳞片、花被片、花丝、花柄等也组培成功，认为开花时各花器官和茎所形成小鳞茎的能力最高。
相增海（1983）用4个种的百合鳞片、茎段进行培养证实。
种间分化率存在明显差异。
取处于休眠期的外植体进行培养，其分化能力下降。
程治英等人（1991~2001）对30多种或品种的百合进行组培证实的结果如下：（1）用百合根、叶作为外植体，也与鳞片一样，不同部位分化丛芽的能力都是近轴端大于远轴端。
百合的组织培养技术综述
百合的组织培养综述（辛文龙，200674010152）摘要对百合的分布和组织培养的进展状况及组织培养在百合育种中的应用作了综述。
特别罗列了百合组织培养中所选用的外植体类型和一些组培材料的最佳分化、生根培养基配方；阐述了组织培养中常见的一些问题；并介绍了百合组织培养在其育种中的应用。
关键词百合；组织培养；百合(Lilium.spp.)是百合科(Iiliaccae)百合属(Lilium)多年生草本植物。
我国是百合植物的原产地，早在1400多年以前就有人工栽培，食用、观赏和药用百合的栽培利用历史十分悠久。
百合除具有观赏价值外，大多数可以食用、药用，是上等的滋补佳品。
传统的白合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽鳞片扦插、鳞片包埋等。
但采用这些方法繁殖，繁殖系数较小，特别是经多代分殖以后，常造成种性退化，甚至病毒积累，影响百合的产量和质量。
利用组织培养技术，能够迅速去除病毒和更新品种，加快了百合的快速繁殖速度，缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性，而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
现将目前百合组织培养及育种方法做简单总结。
1百合的分布全世界百合约有90多个种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区，南半球没有野生种分布。
中国是百合种类分布最多的国家，也是世界百合起源的中心。
据调查，中国约有47个种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36个种15个变种为中国特有种；日本有15个种，其中9个种为日本特有种；韩国有11个种，其中3个为特有种；亚洲其他国家和欧洲共有约22个种；北美洲约有14个种。
2百合的组织培养外植体类型2.1外植体的选择2.1.1鳞片百合鳞片作为外植体具有容易获得、分化能力强、对培养基要求不严等优点是目前百合组织培养中普遍采用的外植体。
主要是通过调节生长素和细分裂素的比例来诱导其组织产生不定芽和再生植株。
百合的组织培养
４ ＭＳ ６ ＢＡＩ ５ ／ ＮＡＡ０ ２ ／ ． ＋ 一 ．ｍｇＩ＋ ． ｍｇ ５ ＭＳ ６ ＢＡ２０ ／ ＋ ． ＋ 一 ．ｍｇ Ｌ ＮＡＡ０ １ ／ ． ｍｇ Ｌ ６ ＭＳ ６ ＢＡ２０ ／ ＮＡＡ０ ２ ／ ． ＋ 一 ．ｍｇＬ＋ ． ｍｇ Ｌ
１百合 的简 介 ．
以上培养基 均加有 ３ ％的蔗糖和 ０９ ．％的琼脂 ，Ｈ值为 ５６ ５８ 然 ｐ ．— ．，后用高压灭菌锅 在 １２ ２ ℃条件下灭 菌 ｌ— ５分钟 ２１
３结 果 与 分 ．
３１ 片分 化 结 果 ．鳞
接种 ７天后 ， 鳞片切 口边缘处变成褐色 ， 鳞片表面变绿 ． 接种两周 后， 切块的边缘上诱导出淡黄色 的不定芽原基 ， 呈颗粒状突起 ， 这些不 定 芽 原 基 继续 生 长 ． 成 绿 白色 的小 鳞 茎 长 ３ ． ２百合鳞片在不同激素组合 的培养基上分化结果 木 实验以多年生百合的鳞茎鳞片为外植体 ． 共设 ６个组合进行组 织 培 养 实 验 。结 果 表 明 ． 素在 实 验 浓 度 范 围 内对 鳞 片 培 养 结 果 影 响 激 不大。６个组合均可诱 导百合鳞片分化小鳞茎 ． 在一定激 素浓 度范围 内 百 合鳞 片都 能 分 化 小 鳞茎 。 同 激素 组 合 对 百 合 鳞 片分 化 小 鳞 茎 能 不 力有明显影响 。但 各个组合 的分 化率不 同 ．其 中以 ＭＳ ６ Ｂ ｍ＃ ＋ 一 Ａｌ ＋ Ｎ Ａ ． ／ 为适 合 ． 化 率 为 ４ ． ％ 。分 化 结果 见 表 １ Ａ ０１ Ｌ较 ｍｇ 分 ８８ ９ 表 １ 不 同 激 素 组合 对 百 合 鳞 片 分 化 小鳞 茎能 力 的 影
２１年第 ０ 期 ０１ ９
科 技 霸向导
◇农林科技◇
百合的组织培养
百合组织培养
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紫 斑 百 合
Lilium nepalense D. Don
百合的组织培养 对于扩大培养材料来源，加快繁殖速度和 培养得到无病毒苗等皆有重要意义。
• 本方法自20世纪70年代后期开始，日本人以叶片为外 植体诱导出大花卷丹的小植株；
• 我国于80年代初由兰洲百合的花药、花丝等培育出完 整小植株。 • 80年代以后，培养出去病毒的百合种苗和通过胚培养 获得远缘杂交的新品种。
山 丹 百 合
9 10
5
1
2 5 1 7 8
百合癿造景手法
在城市广场、休闲绿地，将百合 成片点缀于草地边缘或组成花镜，显 得别致优雅，宁静和谐。
选择坡地、台阶、角隅或山石小品， 构筑成具陡坡癿结构，栽植悬垂植物 从高处垂下，下植百合，可形成具有 古典意境癿庭院小景。 在富有野趣癿宿根野生花卉间点缀丛植百合。 如成片癿风铃草组成癿蓝色地毯，白色癿银 莲花随风飘逸，以百合作为点缀。
Lilium pumilum DC.Fisch.
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百合的组织培养
【摘要】将百合鳞片的不同部位接种于加油不同激素和不同浓度BA和NAA 的6种培养基上，一周后接种的百合鳞片开始变绿，2周后，鳞片的受伤部位出现绿色的愈伤组织,，再经2—3周培养，产生愈伤组织的部位逐渐形成小鳞茎，并开始有叶片长出。
其中2号培养基MS+6-BA1mg/L+NAA0.1mg/L的分化率最高。
实验结果表明，鳞片的不同部位分化能力也有差异，其中下部分化效果最好；激素6-BA和NAA浓度的配比，与鳞片分化小鳞茎的速度、数量和质量有着重要的关系。
【关键词】百合；鳞茎；组织培养
1.百合的简介
百合是百合科百合属（LiliumL.）各个种、杂交种、园艺品种的总称。
它是著名的球根花卉，其地下部分为众多肥厚鳞片组成的鳞茎。
百合花花姿优美，花大色艳，历来深受世界各国人民的喜爱，为世界名贵切花之一，广泛用于盆栽、花坛、花境及专类园。
从考古文物中发现百合花用作观赏已有三千六百五十多年的历史。
此外，多种百合的鳞茎、茎、花、种子均可入药，百合的鳞茎及花营养丰富，可制作多种美味佳肴。
芳香的百合可提取芳香油制成香料。
全世界百合属植物约一百种，起源于我国的就有四十七种和十八个变种，占世界百合属植物的一半以上。
1.1实验目的和意义
传统的花卉繁殖是靠播种、扦插、分株、压条、嫁接这些措施来实现的，然而在花卉业迅猛发展的今天，传统的育种技术已经无法满足生产需要，因而人们对花卉的繁殖技术提出了更高的要求。
在世界各国植物生理工作者的努力下，利用组织培养进行花卉繁殖的技术日趋成熟。
目前已有很多花卉可以利用组织培养为花卉提供种苗。
今天，我们所享用的花卉产品之所以能够如此之高的品质，与花卉组织培养的应用不无关联。
百合植物资源丰富，栽培历史悠久，花色多样，它不仅适用于庭院栽培，布置花境，也可盆栽观赏，并早已成为花卉研究领域的佼佼者。
百合虽然观赏性很高，但大多抗性很弱，尤其抗寒性。
一般在东北地区种植商品百合时，每年秋季必须起球，窖藏或者冷库存放，这大大增加了百合的生产成本，限制了东北地区花卉业的发展。
随着百合在国内外鲜切花市场的走俏，百合花生产和消费逐年增加，但由于百合种球繁殖率底，病毒侵染造成退化，难于满足切花生产需要。
目前主要采用组织培养进行百合脱毒和快繁，以促进百合商品种球的生产。
但是百合试管苗小鳞茎较小，结鳞茎时间较长，移植成活率低，制约了工厂化商品生产。
目前国内繁殖百合主要通过进口鳞茎进行繁殖。
但是市场售价较高，而且有时鳞茎质量难以保证、繁殖率低易造成鳞茎退化。
采用组织培养的方法在很短时
间内可以得到大量的组培苗，而且一般在第二年即可开花。
本实验旨在采用组织培养的方法，用MS附加不同激素浓度的培养基进行对比实验，寻找出适合百合鳞茎分化的培养基，达到快速繁殖的目的，成苗速度快，成本低，适用于工厂化生产。
克服北方气候不利因素，为百合在北方迅速推广奠定基础。
2.实验材料和方法
2.1实验材料
多年生百合鳞茎。
2.2实验方法
2.2.1材料的预处理
为加快鳞茎的分化速度，在接种前选择健壮无病的鳞茎放在4℃低温下处理一周。
取出后剥去外部一层鳞叶（因最外层鳞叶所携带的细菌与病毒较多），然后将其放入洗衣粉水内泡20分钟，取出后先用自来水冲洗干净，在用蒸馏水冲洗2—3遍后放至超净工作台内。
2.2.2材料的灭菌与接种
用75%酒精将材料浸泡30秒钟，取出后用无菌水冲洗2—3次，再放入0.1%氯化汞溶液中浸泡十分钟，其间不断搅拌，使其灭菌彻底。
最后用无菌水漂洗3—5遍。
然后用无菌滤纸吸干鳞片表面的水分，再将切口处接触过消毒剂的部分剪掉，然后将鳞片分为上、中、下三段切成5mm×5mm的小块，分别接种在六种不同激素浓度的培养基上（6种培养基配方见2.3），每种培养基和不同的鳞片的部位分别接种3瓶，每瓶内接种5块。
2.2.3培养条件
将接完种的培养材料放入培养室，培养温度23—25℃，每天光照14小时，湿度60—70%，光源为日光灯。
2.3培养基成分
6种分化培养基如下。
１．MS+6-BA1mg/L+NAA0.02mg/L
２．MS+6-BA1mg/L+NAA0.1mg/
３．MS+6-BA1.5mg/L+NAA0.1mg/L
４．MS+6-BA1.5mg/L+NAA0.2mg/
５．MS+6-BA2.0mg/L+NAA0.1mg/L
６．MS+6-BA2.0mg/L+NAA0.2mg/L
以上培养基均加有3%的蔗糖和0.9%的琼脂，pH值为5.6-5.8，然后用高压灭菌锅在122℃条件下灭菌12-15分钟。
3.结果与分
3.1鳞片分化结果
接种7天后，鳞片切口边缘处变成褐色，鳞片表面变绿，接种两周后，切块的边缘上诱导出淡黄色的不定芽原基，呈颗粒状突起，这些不定芽原基继续生长，长成绿白色的小鳞茎。
3.2百合鳞片在不同激素组合的培养基上分化结果
本实验以多年生百合的鳞茎鳞片为外植体，共设6个组合进行组织培养实验。
结果表明，激素在实验浓度范围内对鳞片培养结果影响不大。
6个组合均可诱导百合鳞片分化小鳞茎，在一定激素浓度范围内百合鳞片都能分化小鳞茎。
不同激素组合对百合鳞片分化小鳞茎能力有明显影响，但各个组合的分化率不同，其中以MS+6-BA1mg/+NAA0.1mg/L较为适合，分化率为48.89%。
分化结果见表1。
表1不同激素组合对百合鳞片分化小鳞茎能力的影
表2 鳞片分割对小鳞茎的影响
3.3不同部位的鳞片分化结果
将鳞片切割成三段，比较鳞茎不同部位的分化情况。
从鳞片分化小鳞茎数量看，以下部切段为最多，其次中部切段，上部切段最少：也就是说，上部切段分化能力低，中部和下部切段分化能力强。
结果见表2。
4.结论
（1）利用百合鳞片进行组织培养的结果表明，百合鳞片的离体繁殖在工厂化育苗中有很好的育苗前景。
影响百合鳞片的诱导因素是多方面的，百合的不同品种，鳞片的年龄、位置、培养基中的激素种类及用量均与组培效果有密切关系。
因此，在供试的品种快速繁殖中应考虑使用激素的质量和浓度。
（2）鳞片不同部位分化小鳞茎能力也有较大差异，鳞片基部分化能力最强，中部次之，上部最差。
因此，工厂化育苗拟采用鳞片中、下部培养。
（3）在激素组合的优化选择中，
BA、NAA是首选常用激素，它们效果好、价格相对便宜。
最适合百合鳞片分化小鳞茎的激素组合为MS+6-BA1mg/L+NAA0.1mg/L。
■。