课件医实动学实验(大鼠、小鼠)
医学动物实验方法与技术绪论PPT课件
均一性； 3.受试动物遗传特征具有极强的稳定性； 4.受试动物具有极易的获得性。
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动物实验技术 （Animal experimental technique）
是指进行动物实验时所实施的各种操作技术。 包括：
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实验动物（Laboratory animal）
是指用于一切科学实验的动物。
实验动物有3个特定的含义：
1.必须人工培育，遗传背景明确，来源一致； 2.所携带的微生物、寄生虫可实行人工控制； 3.能用于观察受试物的实验效应。
（如眼粘膜刺激-兔子）
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实验动物应具备4个基本要求：
手术后病人出现：
①毒瘾复发；
②人的性格改变；
③正常生理功能改变（动作变慢、记忆力下降等）
医院方存在的问题：
①夸大手术成功率；
②手术后病人继续服戒毒药“纳曲酮”。
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精选ppt课件最新 开颅戒毒手术后1病6 人
临床医学研究程序-“新技术应用”
理论依据
动物试验
专家论证 （有效） 少量临床病人探索性研究
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杜塞尔多夫（德国城市）
哈拉尔德.楚尔.豪森（德国人）
Harald zur Hausen attended the medical schools of Bonn, Hamburg, and Düsseldorf and received his M.D. in 1960. This was followed by 2 years of internship and 4 years of postdoctoral research at the Institute of Microbiology of the University of Düsseldorf, where Hausen worked with Professor Kikuth. In 1966 Harald zur Hausen went to the United States to the Children's Hospital of Philadelphia, joining the laboratory of Werner and Gertrude Henle. He was appointed Assistant Professor of Virology at the University of Pennsylvania in 1968.
小鼠实验的基本技术和方法ppt课件
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
实验动物学实验报告图文
实验动物学课程实验报告实验内容:1. 小鼠的基本实验操作2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术3. 豚鼠和兔的一般操作技术4. 大鼠实验的基本操作5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立6. 小鼠无菌取胎术7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄三、实验步骤1、抓取和固定2、性别鉴定3、编号(染色法4、去毛(脱毛剂法5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉9、解剖:9.1 生殖系统:9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明9.1.2雌性:双角子宫、卵巢9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
2、性别鉴定:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。
3、编号:3.1染色法:3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始3.1.3可编1-10号(10号为不编号3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹3.3 给药:3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml3.3.2 注射给药:3.3.2.1腹腔注射:3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。
实验动物简介
2、肿瘤学研究
近交系小鼠自发性肿瘤研究；小鼠对致癌物质、 射线及某些病毒敏感，可诱发各种肿瘤，如： 二乙基亚硝胺可诱发小鼠肺癌； 甲基胆葸可诱发小鼠胃癌和宫颈癌等； 感染人类腺病毒可诱发小鼠肉瘤及淋巴瘤。
将各种实体瘤、腹水瘤、白血病等一 定数量的瘤细胞或无细胞的滤液（病毒性 肿瘤）接种于相关品系的小鼠，就可以使 该品系的一群小鼠带有相同的肿瘤，其生 长速度一致，个体差异小，接种存活率可 达100%。 这种肿瘤模型经常用在筛选抗肿瘤新 药的研究。
主要品系：
1．近交系 (1) C57BL／6（B6）：黑色。乳腺癌发病 率低，对放射物质耐受力强，眼畸形， 口唇裂的发生率达 20 ％。淋巴细胞性白 血病发病率为6％。对结核杆菌、百日咳 组织胺易感因子敏感。嗜酒精性高。是 肿瘤学、生理学、遗传学研究常用品系。 (2) C3H ／He(C3) ：野生色。乳腺癌发病 率为 97 ％，对致肝癌因素敏感，对狂犬 病病毒敏感，对炭疽杆菌有抗力。用于 肿瘤学、生理学、核医学、免疫学的研 究。
主要品种
豚鼠按毛的长短可分为短毛豚鼠，长毛和刚毛 豚鼠3种。一般实验用豚鼠多为短毛豚鼠。 1. 英国种，亦称荷兰种：其特点是毛短而光滑，此品 种生长快，抗病力强，繁殖性能好; 2.近交系：体型较大，对结核杆菌抵抗力弱。
在生物医学中的应用
1、免疫学研究 血清中含有丰富的补体，是所有实 验动物中补体含量最多的一种动物, 其补体非常稳定，免疫学实验中所 用补体多来源于豚鼠。 是过敏性休克和变态反应研究的首 选动物，特别是迟发型超敏反应与
封闭群 SD
在生物医学中的应用
1、药物研究 药物毒理学试验 各种药物的毒理学研究中，如急性、亚急性和慢性毒性 试验、生殖毒性试验和药物依赖试验等；大鼠也经常用于 “三致”试验研究。 药物药效研究 神经系统疾病药物药效评价；心血管疾病药物药效评价， 大鼠的血管阻力和血压对药物的反映均很敏感，与人类或 大动物的反映均较一致；治疗炎症药物药效评价。
实验动物与实验医学PPT课件
实验动物学是新崛起的综合性学科,主要研究实验动物生物学特点及动物实验的普遍规律。 实验动物:驯化,育种,生理,解剖,生化,兽医,营养及环境生态等。 动物实验:研究动物对实验的反应,动物模型设计,实验方法改良提高等。 实验动物学研究范围广泛,甚至涉及生命科学以外的其他学科。
应 用
实验动物在各个领域的应用:包括医学、药学、环保、劳动、卫生、生命科学、宇宙、军事等。 在医学中的应用最为广泛:使医学研究更加准确深入,减少研究周期。实验动物作为人类替身,为人类健康做出巨大贡献。
实验动物科学的发展
1909 建立第一株近交系 1914 无菌动物 1915 化学致癌理论建立 1956 建立国际CLAS
实验动物与实验医学
第二章 实验动物质量控制
实验动物是实验中的试剂,没有标准化的实验动物将不可能得到正确的实验结果。 质量控制包括环境、微生物、遗传、营养四方面。
实验动物与实验医学
实验动物与实验医学
第一章 绪 论
引 言
引用动物代替人身实验历史悠久。但作为独立学科却是上世纪50年代才发展起来的。 实验动物应用范围广泛,但以医学实验动物应用最多。故本课程定名为《实验动物与实验医学》。
实验动物的概念
以科研或检验为目的,具有明确遗传背景,携带的微生物清楚的动物及相关材料。 实验用动物包括:实验动物,野生动物,经济动物。
遗传控制
不同品种品系动物反应不同 实验动物分:近交系、突变系、系统杂交系、封闭群等。
微生物控制
普通动物 清洁动物 SPF动物 无菌动物 悉生动物
只有增强三R观念与实验动物的爱护,中国生命科学的研究才有可能与国际接轨。
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概 述
环 境
药理学动物实验基本方法ppt课件
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
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•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架
内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。
右手将开口器 从一侧口角插 入口腔并固定。
胃管经开口器 的孔插入，向 前推进约15cm， 可达胃内。
在插管时应将 胃管另一端泡 在水中确认没 有冒气泡，即 可用注射器经
对象：兔、豚鼠等。
特点：采血量较大，继续保存动物生命。
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静脉采血
方法：将家兔放在固定箱内，剪去拟采血耳壳上的毛，用电灯照射
加热或用二甲苯棉球涂擦耳壳，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘 静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出，滴入已放有抗凝 剂的盛器中。采血完毕，用干棉球压住出血口，以待止血。如一时不 易止血，可用木夹夹住耳壳10～20分钟。
2.在C2单元格键入“=RAND()”后回车产生一个随机数字，然后同样利用其自动填充功能在C2～C33 生成一列随机数。需注意的是这里产生的随机数是会随着单元格的操作而变化的。故需选中“C2” 至“C33”单元格区域,复制所选中的区域,并以数据格式进行选择性粘贴。
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3.选中A、B、C 列,单击菜单栏“数据”→“排序”,在弹出的“排序”对话框中,选择以“区组” 为“主要关键字”排序“, 随机数”为“次要关键字”排序,然后,单击“确定”按钮,即完成以区 组单位的随机数字排序
先将注射部位毛 剪去 。
在静脉血管的 近心端，用乳 胶管扎紧肢体， 使血管充盈， 注射器针头向 静脉血管的近 心端方向穿刺 。
回抽注射器针 栓，如有回血， 则证明针尖在 血管内，即可 推注药液。
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•静脉注射给药——兔
大小鼠实验动物的一般操作技术(共22张PPT)
• 某公司现研发出一种新型农药要做产品登记，请根据今天所学的内容设 计一个简要的一般毒性试验方案（主要是操作思路和关键手法）。
• 1.实验目的。 2.实验过程：包括（1）动物的选择和分组；（2）选取两种染毒方式；（3）关键的操作 步骤。 3.实验心得体会。
• 小动物要求：
1.了解动物实验的目的和意义 1、大、小鼠的抓取和性别判断；
（3）关键的操作步骤。
不同组间同性别动物体重均值差异小于5%； 了解实验动物选择和染毒途径。 生物标本的采集 （鼠尾取血、眼眶取血） 注射染毒时要注意安全，注射器不用时要盖上盖子，不要被扎伤。
2.了解实验动物选择和染毒途径。 掌握大、小鼠实验的基本操作技术。
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注意拽鼠尾时不要用力过大，以免损伤鼠尾或使小鼠致死
原则： 大小鼠固定器（两人一套） 棉签 棉球 剪刀 血色素吸管 纱手套 一次性胶手套 染液 头皮针（4号半或5号）小鼠笼（每组2个）、搪瓷托盘
（每组一个）
同组、同性别动物体重差异应小于平均体重的10%；
体形丰满，同被毛一浓密实有光泽验、紧中贴体，表，实眼睛验明亮动，反应物行动的灵活年。 龄尽可能一致，实验动物体重
• 1、大、小鼠的抓取和性别判断；2、实验动物的标记方法；3、实验动物的分组方法；4、实验动物的染
毒途径和方法（灌胃，腹腔注射和尾静脉注射方法）；5、动物的处死方法。 （还可包括实验中你觉得那些操作的手法自己不适合，或那些实验步骤需要改进等，还可有其他的关于这堂
课相关的扩展知识都可上）
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1. 抓取与操作动物时小心不要被咬伤，如果被咬伤
3. 性别鉴定 4. 实验动物编号标记
5. 实验动物染毒途径和方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射） 6. 生物标本的采集 （鼠尾取血、眼眶取血） 7. 实验动物的处死
小鼠的基本实验操作ppt课件
• 致死采血量：50～100ml
兔的一般实验操作
• 5、处死
•
•
空气栓色法
20～40ml空气，急性循环衰竭
• 6、解剖
腹腔：肝脏、胃、肠道、圆小囊、胰腺、脾脏、肾脏、 肾上腺、输尿管、膀胱；卵巢、输卵管、子宫；睾丸、附 睾、输精管。 胸腔：肺、心脏。胸腔纵隔。 颈部：甲状腺。颈部N：迷走、交感、减压N。
豚鼠和兔的一般实验操作
豚鼠的一般实验操作
• 1、豚鼠的抓取和固定 • 2、豚鼠的性别鉴定
• 3、注射给药
• （1）皮下注射
• 皮肤松弛部位（如下腹部两侧）
• （2）肌肉注射
• 肌肉丰富而无大血管通过的部位（如臀部、大腿外侧）
• （3）腹腔注射
豚鼠的一般实验操作
• 4、采血
•
•
心脏采血法
胸部左侧（偏中）3～4肋间，心脏搏动最强处进针，进针 后注意往回抽
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作
一、实验目的
通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠 的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻 醉、处死。
二、实验动物
KM小鼠4只（2雌2雄）
小鼠的基本实验操作
三、操作
1、抓取和固定
2、性别鉴定
雄性：阴囊；生殖器与肛门之间距离长，毛发密 雌性：生殖器与肛门之间距离短，毛发疏（无毛小沟）
• （3）尾静脉注射
小鼠的基本实验操作
• 6、采血
• （1）眼眶后静Байду номын сангаас丛采血 （2）眼球摘除采血
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实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。
、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
（二）大鼠的抓取固定：大鼠抓取固定的方法有徒手固定、固定板固定、固定器固定、卵圆钳固定和使用立体定位仪进行头部固定等方法。
徒手固定法常用于体重小的大鼠灌胃、腹腔注射、肌肉注射和皮下注射等操作。
需尾静脉取血时，将大鼠固定在特定的固定器中固定。
在进行外科手术或解剖时，须用固定板固定。
徒手固定的方法如下：[实验器材]：大鼠饲养盒和面罩1套，大鼠防护手套（帆布或硬皮质手套）。
[方法步骤]：(1) 首先戴好防护手套。
(2) 用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上，轻轻向后拉尾。
(3) 左手迅速顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
(4) 以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈部皮肤，其余3指和手掌握住大鼠背部皮肤，置于掌心，完成抓取固定。
(5) 较大体形的大鼠用单手不容易固定，可用右手固定其后肢和尾部，请助手协助进行实验操作。
{注意事项}：(1)大鼠牙齿尖锐，性情较烈，在抓取时一定要特别注意，初学者应戴上防护手套以防咬伤。
(2)抓取时，注意不能捉提大鼠尾尖，因为尾尖易于拉脱，也不能让大鼠悬在空中时间过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。
五、大、小鼠的给药方法：(一) 小鼠经口灌胃给药原理：将药液直接注入小鼠的胃内。
器材：小鼠灌胃针1支、注射器1支、小鼠饲养盒(带面罩)1套、生理盐水、烧杯。
方法步骤：1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、操作前，大致测量从口腔到胃的距离，估计出灌胃针头插入的深度。
3、左手固定小鼠，使小鼠头部向上。
3、右手将灌胃针从小鼠口角处进针放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内，灌胃针插入约2—3cm。
4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入小鼠的胃中。
注意事项；1、操作宜轻柔，防止损伤食管。
2、在灌胃过程中，避免误插入气管。
如注入不畅，动物强烈挣扎，表示针头未插入胃内，必须拔出后重新进行。
3、给药容量：约0.5ml／20g体重。
4、进针方向要正确。
(二) 大鼠灌胃给药[原理]：将药液直接注入大鼠的胃内。
[器材]：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠饲养盒+面罩l套、生理盐水、烧杯。
[方法步骤]：1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、左手捉持固定大鼠，右手将灌胃针头尖端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内，灌胃针插入约5cm。
3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入大鼠的胃中。
[注意事项]1、剂量：O.Ol—O.02ml/g体重。
2、其他注意事项同小鼠灌胃给药法。
（二）大、小鼠注射给药1、皮下注射给药：[原理]：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。
[器材]：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：(1) 注射部位：选大鼠、小鼠颈背部的皮下。
(2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下。
(3) 针头刺入皮下前后向前2-3mm，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
[注意事项](1) 注射量：O．Olml--O．03ml／g体重。
(2)针头刺入皮下后切勿左右晃动。
2、肌肉注射给药[原理]：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。
[器材]：lml注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：(1) 注射部位，一般选择肌肉丰满而无大血管、神经通过的臀部，大腿内或外侧。
(2) 操作时1人先将动物抓取保定好。
(3) 另1人常规消毒注射部位后，用左手抓住动物的1条后肢，右手持注射器，(4) 将注射器针头在动物后肢大腿外侧肌肉丰富处呈60度角迅速刺入后注入药液。
[注意事项]（1）注意避免伤及坐骨神经，否则会导致后肢瘫痪。
（2）注射量：约为O.Olml/g体重。
3、腹腔注射给药[原理]：将药液注入动物的腹腔。
[器材]：注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：在下腹部靠近腹白线的两侧进行。
[方法步骤]：(1) 用左手将动物捉持固定，使动物腹部朝上，头部略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
注意事项注射量：大、小鼠O.Olml-O.02ml/g体重；豚鼠注射量不超过4 ml4、静脉注射给药[原理]：将药液注入大、小鼠的尾静脉。
[器材]：lml注射器1支、生理盐水、烧杯、大小鼠饲养盒(带面罩)或大小鼠固定器、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：尾巴中部静脉，。
[方法步骤]：(1) 将大小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过饲养盒或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴。
(2) 用左手捏住鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢。
(4) 右手持4号针头的注射器，使针头正对静脉进针，小于30度角。
(5) 从大小鼠尾巴下1/4-1/3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位约lmin，防止出血。
[注意事项](1) 注射量：大、小鼠为0.005m1—0.01m1/g体重。
(2) 30度角进针破皮后，即转为0度角没血管向前推行。
六、大鼠的麻醉（一）腹腔注射麻醉：原理：是使用非挥发性麻醉药采用腹腔注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g体重（0.00075mg／g体重）；。
方法步骤：(1) 用左手将大鼠捉持保定，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
注意事项(1) 注射后，需等10分钟才能麻醉，若30分钟还未麻醉，可加20％的量。
(2) 麻醉后需要注意保温。
（二）静脉注射麻醉：尾巴静脉。
原理：使用非挥发性麻醉药采用静脉注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g体重（0.00075mg／g体重）；方法步骤：(1) 将大鼠放在固定器中，通过固定器的孔拉出大鼠尾巴。
(2) 用左手捏住大鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴。
(4) 右手持4号头皮针针头，使针头与静脉平行(小于30度角)。
(5) 从大鼠尾巴下l／4或l／3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 缓慢推注麻醉药，麻醉药用量0．1ml／100g体重。
注意事项(1) 缓慢推注麻醉药，同时注意大鼠的麻醉深度。
(2) 注意动物的保温。
七、大、小鼠的采血方法（一）小鼠的采血——摘除眼球采血法：原理：将小鼠的眼球摘除后取血液的方法。
器材：眼科弯镊、试管。
方法步骤：(1) 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，(2) 左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
(3) 用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立，用试管接住流出的血液。
(4) 采血完毕立即用纱布压迫止血。
注意事项：采血量：每次0．6-1．Oml／次。
（二）大鼠的采血——眼眶后静脉丛(窦)取血：器材：毛细管(玻璃或塑料均可)、1％肝素溶液、干燥皿、乙醚、试管、干棉球。
方法步骤：(1) 先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分钟，然后取出干燥备用。
(2) 将大鼠进行麻醉，使大鼠保持侧卧位。
(3) 左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，致大鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉丛充血。
(4) 右手持毛细管由大鼠的外毗部插入结膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头方向推进，深度约3mm。
(5) 轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛，让血流顺毛细管流出。
注意事项采血量：0．4—0．6ml／次。
（三）大鼠、小鼠尾静脉切割采血法（四）大鼠、小鼠断头采血法八、大鼠、小鼠的处死方法(一)颈椎脱臼处死法1、是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。
2、用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
3、用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部4、右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，动物立即死亡。