毒理学指标及实验操作汇总
毒理学实验操作规程
毒理学实验操作规程一、实验目的毒理学实验旨在评估化学物质、生物制品或其他潜在有害物质对生物体的不良影响，包括急性毒性、慢性毒性、致畸性、致癌性、致突变性等。
通过实验数据，为环境保护、职业卫生、食品安全以及药物研发等领域提供科学依据，以保障人类和生态系统的健康。
二、实验准备（一）实验动物的选择根据实验目的和要求，选择合适的动物种类、品系、年龄、性别和体重。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、豚鼠、兔等。
实验动物应来自具有资质的供应商，并经过检疫和适应期。
（二）实验环境的控制实验动物房应保持适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
动物笼具应定期清洁和消毒，以防止交叉感染和污染。
（三）实验试剂和仪器的准备准备所需的化学试剂、药品、标准品等，并确保其质量和纯度符合实验要求。
同时，检查和校准实验所需的仪器设备，如移液器、离心机、分光光度计等。
三、实验操作步骤（一）急性毒性实验1、预实验通过少量动物（一般为 3 5 只）进行初步的剂量探索，确定大致的致死剂量范围。
2、正式实验根据预实验结果，设置多个剂量组和对照组。
将实验动物随机分组，每组一定数量。
采用经口灌胃、腹腔注射、皮下注射等途径给予受试物。
观察并记录动物在给药后的中毒症状、死亡时间和死亡数量。
3、数据处理计算半数致死剂量（LD50）或半数致死浓度（LC50），评估受试物的急性毒性强度。
（二）慢性毒性实验1、实验设计根据受试物的预期用途和暴露情况，确定实验周期（一般为数月至数年）。
设置低、中、高剂量组和对照组。
2、给药方式通常采用经口灌胃或掺入饲料、饮水等方式长期给予受试物。
3、观察指标定期监测动物的体重、进食量、饮水量、临床症状、血液生化指标、脏器重量和病理变化等。
4、数据处理综合分析各项指标，评估受试物的慢性毒性效应。
（三）致畸实验1、动物选择通常选用大鼠或小鼠。
2、实验分组设置对照组和不同剂量的受试物组。
3、给药时间在雌性动物的器官形成期给予受试物。
4、观察指标在妊娠末期处死动物，检查胚胎和胎仔的外观、骨骼和内脏畸形情况。
毒理学实验技术总结
毒理学实验技术总结毒理学作为一门研究外源性化学物质对生物体产生有害作用的学科，其实验技术对于评估化学物质的毒性、安全性以及环境风险具有至关重要的意义。
在这篇文章中，我们将对常见的毒理学实验技术进行总结和介绍。
一、急性毒性实验急性毒性实验是评估化学物质在短时间内对生物体产生毒性作用的重要方法。
实验通常采用经口、经皮、吸入等途径给予受试物，观察受试动物在 24 小时至 14 天内的中毒症状和死亡情况。
通过计算半数致死剂量（LD50）或半数致死浓度（LC50）来衡量化学物质的急性毒性强度。
急性毒性实验可以初步了解化学物质的毒性特征，为后续的慢性毒性实验和风险评估提供基础数据。
在进行急性毒性实验时，需要严格控制实验条件，如受试动物的种类、年龄、体重、性别等，以及受试物的给予剂量和方式。
同时，要密切观察受试动物的行为、生理和病理变化，及时记录和处理实验数据。
二、慢性毒性实验慢性毒性实验是研究化学物质长期低剂量暴露对生物体产生的毒性作用。
实验周期通常为数月至数年，旨在观察受试动物在长期接触受试物后的生长发育、生殖功能、免疫功能、致癌性等方面的变化。
慢性毒性实验可以更全面地评估化学物质的潜在危害，为制定安全标准和防护措施提供依据。
慢性毒性实验的设计和实施较为复杂，需要考虑受试物的蓄积性、代谢途径、靶器官等因素。
实验过程中要定期对受试动物进行体检、血液生化指标检测、组织病理学检查等，以评估受试物对各个系统和器官的影响。
三、遗传毒性实验遗传毒性实验用于检测化学物质对生物体遗传物质（DNA）的损伤作用。
常见的遗传毒性实验方法包括基因突变实验（如 Ames 试验）、染色体畸变实验（如微核试验）和 DNA 损伤修复实验等。
这些实验可以帮助评估化学物质的致癌性和致畸性风险。
Ames 试验是一种常用的基因突变实验，通过检测受试物对鼠伤寒沙门氏菌的回复突变率来判断其致突变性。
微核试验则是通过观察细胞中的微核形成情况来评估染色体损伤程度。
第十一章 毒理学实验方法讲解
（1）染毒柜的容积以每只染毒小鼠每小时不少 于3L空气计，每只大鼠每小时不少于30L计。
（2）染毒浓度的计算：染毒浓度一般应采用实 际测定浓度。在染毒期间一般可测4～5次，求其 平均浓度。在无适当测试方法时。计算染毒浓度： C=(a×d/v) ×106
式中：C-- 染毒浓度(mg/m3) ；a-- 加入受试样品 的量(ml) d-- 化学品密度；v-- 染毒柜容积(L)
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试验目的：
（1）检测化学品对实验动物的急性 吸入毒性作用和强度。
（2）为亚急(慢)性等吸入毒性试验提 供剂量选择的依据。
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术语：
急性吸入毒性(Acute Inhalation Toxicity)： 实验动物短时间（24h内）持续吸入一种可 吸入性受试样品后，在短期内出现的健康 损害效应。
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动式染毒法
动式染毒是采用机械通风装置，连续不断地将含 有一定浓度受试样品的空气均匀不断地送入染毒 柜，空气交换量大约为12～15次/h，并排出等量 的染毒气体，维持相对稳定的染毒浓度（对通过 染毒柜的流动气体应不间断地进行监测，并至少 记录 2 次）。一次吸入性染毒2h。当受试化合物 需要特殊要求时，应用其它的气流速率。染毒时， 染毒柜内应确保至少有19%的氧含量和均衡分配 的染毒气体。一般情况下，为确保染毒柜内空气 稳定，实验动物的体积不应超过染毒柜体积的 5%。且染毒柜内应维持微弱的负压，以防受试 样品泄露污染周围环境。同时，应注意防止受试 样品爆炸。
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染毒方法：
（1）静式染毒法 （2）动式染毒法
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药物毒理学实验
指导老师： 刘 娟 罗艺晨
• 毒性试验
•
给实验动物进行不同途径、不同期限的染毒、检测各
种毒性终点的实验。其目的是确定无害作用水平、毒性类
型、靶器官、剂量-反应关系，为安全性评价或危险性评 价提供重要的资料。
评价一个药物的毒性试验方法：急性毒性试验、亚慢性毒性试
验、慢性毒性试验、特殊毒性试验（遗传、生殖、致突变等）、其 它毒性试验（刺激性、过敏性、溶血性等）等。 评价一个药物的毒性指标：安全剂量（safety dose）、最小中 毒剂量（minimal toxic dose）、最大耐受剂量（MTD）、半数致死 量（LD50）、治疗指数（TI=LD50/ED50）、安全范围（MS=LD1/ED99或 LD5/ED95）
>10000 mg/kg
35 ~ 350克 350 ~ 1050克
>1050克
6. 注意事项
6.1 正确捉拿小白鼠，防止咬伤；
6.2
注意肌肉注射方法，给药剂量力求准确；
6.3 实时注意观察小鼠中毒症状及其发生时间、死亡 时间。
7. 作业
7.1 查阅文献，与国内外相关文献报道结果作比较。
7.2 撰写试验报告
2.3 给药方法：肌肉注射
表1：给药方案 组别 1 2 3 注射浓度（mg/kg） 1000 850 720 注射量
0.005mL/g体重
4 5
660 520
3.试验结果记录
表2：结果记录表
组别 1 2 3 4 5 注射浓度（mg/kg） 动物数 4 4 4 4 4 死亡数 死亡率 备注
1000 850 720 660
构,是染色体畸变在间期细胞中的一种表现形式。
微核是在细胞的有丝分裂后期染色体有规律地进 入子细胞形成细胞核时，仍然留在细胞质中的染色 单体或染色体的无着丝粒片断或环。最后单独形成 一个或几个规则的次核，存在于细胞质中，由于比 核小得多故称微核。 微核的产生与染色体损伤有关。
食品毒理学·表示毒性的常用指标
的剂量-反应关系有阈值，而遗传毒性致癌物
和性细胞致突变物的剂量-反应关系尚未定论
（无阈值，即零阈值）。
低于阈值的剂量，则无危险度；高于零阈值的
任何剂量都存在危险度。
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四、参考剂量和参考浓度
➢ 实际安全剂量(virtual safety dose, VSD)： 指低于此剂量能以99%可信限的水平使超额 癌症发生率低于10-6，即100万人中癌症超额 发生低于1人。
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四、毒作用带：急性毒作用带
有人提出：用毒物引起致死效应的剂量反应关系曲线的斜率代表急性毒作用带 的宽窄，来评价毒物的危害性：
12LLD D8540LLD D1560
急 性 毒 作 用 带 = 半 数 致 死 量 急 性 毒 性 最 小 有 作 用 剂 量
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三、毒作用带
▪ 注意： ▪ 经验在安全系数或不确定系数的选择上会起
到很大的作用，故最后确定的数值大小常带 有一定的主观色彩。
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图2-14 100倍不确定系数（安全系数）的构成
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四、参考剂量和参考浓度
▪ 将动物资料外推至人100倍的不确定系数是 作为起点，并因毒效应的性质和所用毒理学 资料的质量而改变：
家委员会(ACGIH)推荐的生产车间空气中有害物质
的职业接触限值。
•为绝大多数工人每天反复接触不致引起损害作用
的浓度。
•由于个体敏感性的差异，在此浓度下不排除少数
工人出现不适、既往疾病恶化、甚至患职业病。
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四、参考剂量和参考浓度
•参考剂量(reference dose，RfD)和参考浓度
毒理学实验资料
实验一毒理学实验的基本操作一、实验目的1、了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2、掌握小鼠动物实验的基本操作技术二、实验器材与试剂电子称、小鼠固定器、注射器（3号针头）、灌胃针（12号针头）、棉签、镊子、眼科镊、毛细管、小号毛笔、品红、苦味酸、生理盐水、巴比妥钠、报纸、5ml离心管三、实验内容1. 实验动物的抓取和固定。
2. 实验动物的选择、性别鉴定、随机分组及标记。
3. 实验动物的给药途径（麻醉）：灌胃及腹腔、尾静脉、皮下注射。
4. 实验动物的采血：摘取眼球法。
5. 实验动物的处死：颈椎脱臼法。
实验动物的种类——小鼠（Mouse )（一）小鼠的捉拿、固定（二）辨别小鼠的性别，小鼠的编号及染色方法，完全随机分组1. 颜料涂擦被毛编号法（常用于大小鼠）：红色：0.5%中性红或品红溶液黄色：3-5%苦味酸溶液（水）80-90%苦味酸酒精饱和溶液2. 实验动物的分组——完全随机分组法将符合实验要求的40只小白鼠随机分配到A，B两组。
（1）动物编号1-40；（2）根据随机数字表，任意指定第10行第15列，从左到右依次读取40个两位的随机数字；（3）对随机数字按大小顺序排序，如数字相同，按先后顺序，先出现的为小；（4）随机数字序号为1~20号对应的小鼠分为A组，21~40号对应的小鼠分为B组。
（三）常用给药方法1、经消化道给药法A自动摄取法B灌胃给药法：小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成，喂管长约1nm，喂管尖端焊有一金属小圆球，金属球中空，用途是防止喂管插入时造成损伤。
金属球弯成20度角，以适应口腔与食道之间弯曲。
将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小鼠的胃，插入深度约3cm。
用中指与拇指捏住针筒，食指按着针竿的头慢慢往下压，即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。
在插入过程中如遇到阻力或可看见1/3的针管，说明灌胃并没有插入胃中，需要取出重新操作。
2、注射给药法A皮下注射B腹腔注射(巴比妥钠)：左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
毒理学实验技术总结
毒理学实验技术总结毒理学是一门研究外源化学物、物理因素和生物因素对生物体产生有害作用的科学。
而毒理学实验技术则是研究这些有害作用的重要手段。
通过一系列的实验操作和观察，我们能够评估物质的毒性、确定安全剂量范围，为保护人类健康和环境安全提供科学依据。
接下来，让我们详细了解一下毒理学实验技术。
一、急性毒性实验急性毒性实验是毒理学中最常见的实验之一，其目的是测定化学物质在短时间内（通常为 24 小时至 14 天）对生物体造成的损害。
实验通常采用两种方法：经口急性毒性实验和经皮急性毒性实验。
经口急性毒性实验是将化学物质以特定的剂量灌胃给予实验动物，然后观察动物在短期内出现的中毒症状和死亡情况。
通过计算半数致死剂量（LD50）来评估物质的毒性强度。
LD50 越小，说明物质的毒性越强。
经皮急性毒性实验则是将化学物质涂抹在动物的皮肤上，观察其对皮肤的刺激性以及可能产生的全身性毒性反应。
在进行急性毒性实验时，需要严格控制实验条件，包括实验动物的种类、年龄、体重、性别等，以及化学物质的给予方式和剂量。
同时，要对实验动物进行密切观察，记录其症状出现的时间、严重程度和持续时间等。
二、亚慢性和慢性毒性实验与急性毒性实验不同，亚慢性和慢性毒性实验的观察周期较长。
亚慢性毒性实验的观察期通常为 90 天左右，而慢性毒性实验则可能持续一年甚至更长时间。
这些实验旨在评估化学物质在长期低剂量暴露下对生物体产生的潜在危害，如对器官功能的影响、致癌性、致畸性等。
实验过程中，需要定期监测实验动物的体重、饮食、行为、血液生化指标等，并在实验结束时对动物进行解剖，检查各个器官的病理变化。
三、遗传毒性实验遗传毒性实验用于检测化学物质对生物体遗传物质的损害作用，包括基因突变、染色体畸变和 DNA 损伤等。
常见的遗传毒性实验方法有：1、细菌回复突变实验（Ames 实验）：通过检测化学物质对细菌基因突变的诱导作用，来评估其遗传毒性。
2、微核实验：观察细胞中微核的形成，以判断化学物质是否导致染色体损伤。
食品毒理学·表示毒性的常用指标
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三、最大无作用剂量
maximal no-effect dose，MNEL：
指化学物质在一定时间内，按一定方式或途径与 机体接触，用现代的检测方法和最灵敏的观察指 标，不能发现任何损害作用或异常反应的最高剂 量； 又称未观察到的作用剂量（no observed effect level, NOEL)。
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四、毒作用带
毒作用带(toxic effect zone)： 指阈剂量作用下限与致死毒作用上限之间的距离； 常用外源化学物的LD50与急性毒性或急性毒性
与长期毒性最小有作用剂量（阈剂量）的比值表 示。 类型：急性毒作用带（Zac）、慢性毒作用带 （Zch）。
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四、毒作用带
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二、阈剂量：类型
1. 急性阈剂量(acute threshold dose，Limac)： 与化学物质一次接触所得；
2. 慢性阈剂量(chronic threshold dose， Limch)：
长期反复多次接触所得（针对车间环境）。
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二、阈剂量
▪ 慢性毒作用的敏感阈剂量最低； ▪ 因人与动物的敏感性差异，在剂量外推到人时设
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三、最大无作用剂量
最小有作用剂量（lowest observed effect level, LOEL)：
又称“中毒阈剂量”，指略高于最大无作用剂量 或浓度。
➢ 指在一定时间内，化学物质按一定方式或途径与 机体接触，使某项观察指标开始出现异常变化或 使机体开始出现损害作用所需的最低剂量。
毒理学实验
药物筛选：确定药 物的安全性和有效 性
药物代谢：研究药 物在体内的吸收、 分布、代谢和排泄 过程
药物毒性：评估药 物对机体的毒性作 用和剂量-反应关系
药物安全性评价： 对新药进行全面的 安全性和有效性评 估，确保药物在上 市前的安全性和有 效性
毒理学实验在环境监测和评价中的应用
监测环境污染：毒理学实验可以检测 环境中存在的有害物质，为环境监测 和评价提供科学依据。
样本量计算：根据预期效应大小、显著性水平、检验效能等参数，利用统计学公式计算每 组所需的样本数量。
实验操作流程的设计
确定实验目的和 目标
选择实验动物和 染毒途径
设计实验分组和 剂量
确定实验周期和 观察指标
毒理学实验结果分 析
数据整理与统计
对实验数据进行分类、筛选和整理，确保数据准确性和完整性。 采用统计学方法对实验数据进行处理和分析，以揭示数据内在规律和趋势。 制作图表、表格等可视化工具，帮助更好地理解和解释数据。 对比不同实验组之间的数据，分析差异和原因，为实验结论提供有力支持。
实验动物的种类：选择与人类生理、 代谢等方面相似的动物，如小鼠、 大鼠、兔、狗等。
实验动物的年龄和性别：根据实验 目的和要求，选择不同年龄和性别 的动物。
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实验动物的数量：根据统计学原则， 确定足够的样本量以获得可靠的结 果。
实验动物的处理：确保动物在实验 过程中得到人道关怀，遵循伦理原 则。
毒理学实验方法
急性毒性实验
实验目的：评估受试物在短期内的毒性作用 实验动物：常用小鼠、大鼠、兔子等 给药方式：一般为口服、注射等途径 结果评价：通过观察实验动物的中毒症状和死亡情况，计算半数致死量等指标
第五章 环境毒理学常用实验方法
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黄狗撩水救鱼：鼻子舀水泼向奄奄 一息的鱼身上
15年4月22日，北京女孩诸柔萌(音) 在微博 上晒与170斤宠物猪同吃同眠
狗的报恩！女子公园遇4歹徒 流浪犬 救她一命
第一节 急性毒性试验
一、急性毒性的概念 急性毒性是指机体(人或实验动物)一次或24h之内多 次接触(染毒)外源化学物之后，在短期内所发生的毒性效 应，包括引起死亡效应。 一次：瞬间染毒，如经口染毒、经注射途径染毒，但 在经呼吸道与经皮肤染毒，则是指在一个特定的期间内持 续地接触化学物的过程，“一次”含有时间因素。 多次：当外源化学物毒性过低，或一次染毒剂量受机 体容量限制，需给予实验动物较大剂量时，则可在24h内 分次染毒。
兔眼刺激试验 Draize test
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3 教学
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全世界每年用多少实验动物？ 难以准确估计
英国废除活体解剖联盟(BUAV)估计： 脊椎动物约为1亿，欧盟1000~1100万。
纳菲尔德生命伦理委员会估计：全世界约 为5000万~1亿。
40
美国每年用多少实验动物？
• 2005年农业部统计共计为120万，但不包括 大鼠和小鼠。后者是大头，约占90%。 • 1995年塔夫茨大学研究： 1992年总共用实验动物1400~2200万。1970 年为5000万。 • 1986年，美国国会技术评估委员会报告： 每年1000万~1亿，最佳估计值至少在 1700~2200万。
20
图 8-3 动式染毒柜装置示意图
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（3）经皮肤染毒
液态、气态和粉尘状外源化学物均有接触皮 肤的机会。 能经皮肤吸收的化学物主要以扩散方式 经过皮肤角质层屏障，在表皮角质细胞的间 质中充满非极性的脂类物质。脂溶性化学物 主要通过这种途径渗透入皮肤，角质层薄的 皮肤部位更易吸收。
毒理学指标及试验操作汇总
毒理学指标及试验操作汇总.药物毒性试验指标1.急性毒性试验一、半数致死量（LD50）的测定(一)目的:观察受试物一次给予动物后，所产生的毒性反应和死亡情况。
(二)动物分组和剂量1.动物:一般用小白鼠8周龄，体重18---22g(同次试验体重相差不超过2g)大白鼠6~8周龄，体重120--150g，同次试验体重相差不超过10g。
2.受试物:溶于水的做成溶液，不溶于水的做成混悬液.(三)试验方法1.剂量:一般选用3一5个剂量，各剂量间剂距根据受试物情况和预试结果而定。
2.给药途径和容积:给药途径:应与临床试验的途径相一致。
口服药物应灌胃给药，一、二类新药应采用两种途径给药，其中一种应为推荐临床研究的给药途径。
水溶性好的药物还应测定静脉给药的急性毒性。
给药容积:小白鼠禁食(12~16小时)，不禁水，按体重计算:灌胃(ig)不超过0. 4ml/ 10g体重。
大白鼠禁食(12~16小时)，不禁水、灌胃(ig)，不超过3ml/只。
3.测定LD:将动物按体重随机分组，每组至少10只(雌雄各半)。
给受试物后立即观察50动物反应情况，每天观察一次连续观察七天。
详细逐天记录动物毒性反应情况及死亡分布，并用适当的统计学方法(申报时应说明方法名称)计算出LD值及95%可信限。
504.观察毒性反应:给受试物后应严密观察反应情况，并记录动物的外观、行为活动、精神状态、食欲(饲料消耗量)、大、小便及其颜色、被毛、肤色、呼吸、鼻、眼、口腔有无异常分泌物，体重变化以及死亡等情况。
死亡动物应及时进行尸检，发现病变器官应做病理组织学检查。
若发现中毒反应或死亡率一与动物的性别有明显相关时，则应选择性别敏感的动物进行复试。
(四)试验报告和结果评价应详细具体，包括试验日期、动物的规格、性别、数量、受试物来源及含量、试验方法。
LD 值及其95%可信限，以及各剂量组的死亡率，或最大耐受量的值及其相当于临床剂量的50倍数.详细报告实验过程中动物出现的中毒表现及致死症状，综合评价受试物毒性大小。
毒理学实验
七、毒理学实验（一）、急性毒性试验的定义、目的和意义急性毒性试验，又称单次给药急性毒性实验，是指在24h内一次或多次给予动物受试物后，所产生的毒性反应。
（二）、基本内容和技术要求1、实验动物可根据不同情况选用不同的实验动物，例如大鼠、小鼠、犬。
本实验随机选用健康成年的12只大鼠和12只小鼠，要求雌雄分别对半，动物初始体重不超过或低于平均体重的20%。
2、给药途径由于本品为浓缩丸，因此选用口服进行实验。
给药前将实验动物禁食24h。
3、给药剂量将大鼠和小鼠分别两只一组，分大鼠6组，小鼠6组。
然后编号。
分剂量0g/kg，1g/kg，2g/kg，3g/kg，4g/kg，5g/kg对小鼠和大鼠进行灌胃口服，20ml/kg。
然后观察小鼠反应。
一般认为口服5g/kg时未见急性毒性或死亡，可不必提高剂量进行实验。
4、观察时间及指标给药后几小时内应严密观察动物反应，之后每天上下午各观察一次，至少连续观察14d。
5、在口服给药24h后，如果没有实验动物死亡，则每组各选一只动物进行病理组织学检查；如果有动物死亡，则将死亡动物和未死亡的动物小组中选一只动物进行病理学检查。
6、实验动物临床表现与器官系统的关系急性毒性试验一般指征观察参考表（三）、长期毒性实验实验要求和内容1、实验药品要求选用符合相关制剂要求的同一批药品。
2、实验动物选用正常、健康、雌雄各半和动物体重应在平均体重的20%之内的成年各20只大鼠和小鼠。
将每种动物平均分四组，分别为高、中、低、和对照组。
3、实验动物饲养按照动物室正常标准进行饲养。
4、药物剂量根据相应动物急性毒性的最大无症状剂量（MTD）、1/3MTD、1/10MTD 分别设高中低三个剂量。
对照组为空白对照。
5、给药方法将药物加入到饲料中，依据确定的量进行。
6、给药时间给药6个月。
7、观察指标（1）一般指标实验动物的体重，和解剖后相关脏器的重量。
每周固定时间测1次大鼠体重及摄食量，试验期间详细观察大鼠一般状况，包括外观体征、行为活动、腺体分泌、呼吸、粪便等，必要时应测定大鼠饮水量。
药物毒理学实验
重程度，中毒死亡的情况等，根据各组动物死亡数计
算半数致死量（LD50）。据此分析受试动物毒性反应 与剂量的关系，并根据LD50值对药物进行毒性分级。
三.实验材料
（1）器材
（2）药品
1ml注射器、电子天平、记号笔、镊子、剪刀等。
盐酸赛拉嗪注射液。
（3）动物
实验一
急性毒性试验
•
（一） 药物LD50的测定
一、实验目的
（1）理念——是药三分毒;
（2）了解一些常规药物毒理学的试验方法， 及评价指标; （3）掌握药物急性毒性试验的试验设计方 法、LD50的测定及计算方法。
二. 实验原理
选择健康的实验动物，根据体重按随机分组方法，
根据LD50计算的设计原则将动物分成数个染毒组。一
死试验。
（2） 致癌实验： 短期致癌实验和长期致癌实验。
（3） 致畸胎试验：于孕鼠或孕兔胚胎的器官形成期给药，观察对子代的影响。
最大耐受剂量(MTD)
指在外来化合物急性毒性实验中,化学物质不引起
受试对象(实验动物)出现死亡的最高剂量,故可缩写为LD0。一般不用最大耐 受剂量来比较两种外来化合物的毒性。 治疗指数 为药物的安全性指标。通常将半数中毒量（TD50）/半数有
察受试区皮肤的变化，有无红斑、水肿等现象。
如为多次给受试物实验则一般每日涂抹一次，连续一周， 其余均与一次给受试物的方法和要求一致。
2、结果判断与评价
每只动物实验结果按表1进行刺激反应评分，
计算出平均分值按表2进行刺激强度评价：
表1 皮肤刺激反应评分
红斑形成
无红斑 勉强可见 明显红斑 中等-严重红斑
急性毒性试验
毒理学 实验二、急性经口毒性试验
LD50测定方法 霍恩（Horn)法（剂量递增法） ——查表 改进寇氏法(karber’s method) 几率单位法
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改进寇氏法(karber’s method) 基本要求：
每个染毒剂量组的实验动物数量相同； 各剂量组组距呈等比级数； 死亡率呈正态分布； 最低剂量组死亡率<20%，最高剂量组死亡率>80%。
实验二、经口急性毒性试验
1
急性毒性的概念
急性毒性（acute toxicity）是指实验动物一次或 24h内多次接触一定剂量外源化学物后在短期内所产生的健 康损害作用及致死效应。
观察指标包括一般行为和外观改变、大体形态变化 以及死亡效应。
2
（二）急性毒性试验的目的
1.求出致死剂量及其他急性毒性参数，并根据 LD50对急性毒性进行分级。 2.观察中毒表现、毒作用强度和死亡情况，初步 评价毒物的毒效应特征。 3.为后续的毒性试验提供接触剂量和观察指标选 择的依据。 4.为毒理学机制研究提供线索。
i——相邻两剂量组之对数剂量差值； Xk——最大剂量的对数值； p——死亡率； q——存活率（q = 1－p）； ∑p——各剂量组死亡率总和； m —— lgLD50； n——每组动物数。
最后求反对 数得LD50及 可信区间
22
表6-3 我国农药的急性毒性分级
级别
经口LD50
经皮LD50
吸入LC50
18
19
表1. 急性毒性实验原始记录
受试物名称： 动物物种品系： 染毒途径：
受试物性状： 动物来源： 室温：
受试物来源：
组别 剂量 动物 性 体重 染毒量 染毒 体征及 死亡 体重 (mg/kg) 编号 别 (g) (ml) 时间 出现时间 时间 记录(g)
药物毒理学实验指导
药物毒理学实验指导南方医科大学药学院实验中心二0一0年八月目录实验一、药物急性毒性实验（LD50测定）实验二、急性肺损伤实验实验三、药物免疫毒性试验实验四、小鼠骨髓细胞微核试验实验五、小鼠精子畸形实验实验六、药物生殖毒性实验实验一 急性毒性试验［盐酸二甲弗林（回苏灵）LD 50测定］一、实验目的化学物急性毒性试验是研究化学物毒性效应的基本试验。
本实验的目的是学习急性毒性试验的实验设计、实验原理和实验操作方法。
二、基本原理选择健康的实验动物，根据体重按随机分组的方法，依据LD 50计算的设计原料则将动物分成数个染毒组。
一次或24h 内多次给予受试物后，观察动物所产生的急性毒性反应及其严重程度，中毒死亡的情况等，根据各组动物死亡数计算半数致死量（LD 50）。
据此分析受试物毒性反应与剂量的关系，并根据LD 50值对化学物进行毒性分级。
三、实验材料1、器材 1ml 注射器、烧杯、电子天平、苦味酸、镊子、剪刀、酒精棉球等。
2、药品 0.4％回苏灵注射液（经预试验后按比例稀释）。
3、动物 健康成年小白鼠若干只，体重18-22g ，雌雄各半。
四、实验方法 1、预试验（1）探索剂量范围：先找出100%与0%的致死量为实验的上下限剂量，即Dmax 和Dmin 。
取动物若干，每4只一组，按估计量给药，如出现4/4死亡时，下一组剂量降低，当出现3/4死亡时，则上一剂量为Dmax ；如降低一剂量出现的死亡率2/4或1/4时，应考虑到4/4死亡剂量组在正式实验时可能出现死亡率低于70%，为慎重起见可将4/4死亡剂量乘以1.4倍，作为Dmax 。
同法找出Dmin 。
（2）确定合适的剂量分组方案：组数（n ）以5-8组为宜，根据下面公式计算组间剂量公比r 。
r=1/1min max/ n D D各组剂量分别Dmax 、(Dmax) r 、(Dmax)r2、(Dmax)r3……。
2、正式试验（1）动物的称重、编号和分组： 每组10只动物（雌雄各半），随机分组和用苦味酸编号。
毒理学实验讲解
3 、剂量设计
? 受试样品0.5ml(g) ，均匀涂布于受试部 位。如受试样品难以获得，或易产生全身 毒性等原因，用量可适当减少。但为了试 验的一致性，测试面积应力求相等。
4 、试验步骤
1 ）试验前准备 ? 试验前24h ，将实验动物脊柱两侧毛剪去
或剃掉，不可损伤表皮，去毛范围左右各 3cm ×3cm 。24h 后，选择皮肤健康完整 无损的动物进行试验。不应在长有浓密岛 状毛的部位进行受试样品试验。
?剂量设计： ? 预实验：文献LD 50 =50-92mg/kg ? 设置400 、200 、100 、50 、25mg/kg
五个剂量，每剂量 3 只鼠。 ? 找出LD 100 和LD 0 ? 组距i= （lgLD 100 -lgLD 0）/ （n-1 ） ? n是实验组数；i是正式实验中两个相邻剂量
组的剂量对数之差
? A: lg200=2.301 ? B: lgx=2.301-i ? C: lgy=2.301-2i ? D: lgz=2.301-3i ? E: lgw=2.301-4i ? F: lg50=1.690
?1：k系列稀释法 ? 最大剂量组浓度C1 （母液浓度）
C1=200mg/kg=2mg/10g 0.2ml/10g →2mg/0.2ml= 10mg/ml ? 每组最大体积m=20ml （设每只鼠需2ml ） ? k：相邻两组剂量之比=64.89/85.981 =0.75 ? V总=m/ （1-k ）=81.53ml （各组母液和）
应选作实验动物。 – (6) 消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。 – (7) 神经系统：无震颤、麻痹。若动物 (大鼠、小鼠)出现圆圈动
作或提尾倒置呈圆圈摆应放弃该动物。 – (8) 四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
毒理实验基本操作
实验动物的种类实验动物的种类 小鼠（Mouse )
（一）小鼠的捉拿、固定 小鼠的捉拿、
•
捉拿法
图3-2-2小白鼠的捉拿法
固 定
（二）辨别小鼠的性别
♀ ♂
小鼠（ 小鼠（Mouse） ）
大鼠（ 大鼠（Rat） ）
依据： 依据：性器官与肛门的距离
（三）小鼠的编号及染色方法
颜料涂擦被毛编号法（常用于大小鼠）： 颜料涂擦被毛编号法（常用于大小鼠）： 红色： 红色：0.5%中性红或品红溶液 中性红或品红溶液 黄色：3-5%苦味酸溶液（水） 苦味酸溶液（ 黄色： 5%苦味酸溶液 80-90%苦味酸酒精饱和溶液 80-90%苦味酸酒精饱和溶液 咖啡色： 咖啡色：2%硝酸银 硝酸银 黑色：煤焦油的酒精溶液 黑色：
（四）实验动物的分组
一、完全随机分组
将符合实验要求的20只小白鼠随机分配到A 将符合实验要求的20只小白鼠随机分配到A，B两组。 20只小白鼠随机分配到 两组。 （1）动物编号 1-20 ）动物编号 行第15列 （2）根据随机数字表，任意指定第 行第 列，从 ）根据随机数字表，任意指定第10行第 左到右依次读取20个两位的随机数字。 左到右依次读取 个两位的随机数字。 的随机数字 （3）对随机数字按大小顺序排序，如数字相同，按 ）对随机数字按大小顺序排序，如数字相同， 先后顺序，先出现的为小。 先后顺序，先出现的为小。 序号为1~10号对应的小鼠分为 组， 号对应的小鼠分为A组 （4）随机数字序号为 ）随机数字序号为 号对应的小鼠分为 11~20号对应的小鼠分为 组。 号对应的小鼠分为B组 号对应的小鼠分为
单 色 法
大小鼠标记方法（单色法 大小鼠标记方法（单色法n<10） ）
单色法标记原则： 单色法标记原则：单色 法编大于10的号码时， 法编大于10的号码时， 10的号码时 我们规定顺时针旋转， 我们规定顺时针旋转， 后一位必需大于前一位 数，例如：可以编，12， 例如：可以编，12， 13，14……19，但不能 19， 13，14 19 编10，11，20，21，22， 10，11，20，21，22， 30，31，32，33， 30，31，32，33，等， 以此类推。100以内最 以此类推。100以内最 大能编89号 大能编89号。 （可编 89 46个鼠） 46个鼠） 个鼠
毒理学实验资料
实验一毒理学实验的基本操作一、实验目的1、了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2、掌握小鼠动物实验的基本操作技术二、实验器材与试剂电子称、小鼠固定器、注射器（3号针头）、灌胃针（12号针头）、棉签、镊子、眼科镊、毛细管、小号毛笔、品红、苦味酸、生理盐水、巴比妥钠、报纸、5ml离心管三、实验内容1. 实验动物的抓取和固定。
2. 实验动物的选择、性别鉴定、随机分组及标记。
3. 实验动物的给药途径（麻醉）：灌胃及腹腔、尾静脉、皮下注射。
4. 实验动物的采血：摘取眼球法。
5. 实验动物的处死：颈椎脱臼法。
实验动物的种类——小鼠（Mouse )（一）小鼠的捉拿、固定（二）辨别小鼠的性别，小鼠的编号及染色方法，完全随机分组1. 颜料涂擦被毛编号法（常用于大小鼠）：红色：0.5%中性红或品红溶液黄色：3-5%苦味酸溶液（水）80-90%苦味酸酒精饱和溶液2. 实验动物的分组——完全随机分组法将符合实验要求的40只小白鼠随机分配到A，B两组。
（1）动物编号1-40；（2）根据随机数字表，任意指定第10行第15列，从左到右依次读取40个两位的随机数字；（3）对随机数字按大小顺序排序，如数字相同，按先后顺序，先出现的为小；（4）随机数字序号为1~20号对应的小鼠分为A组，21~40号对应的小鼠分为B组。
（三）常用给药方法1、经消化道给药法A自动摄取法B灌胃给药法：小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成，喂管长约1nm，喂管尖端焊有一金属小圆球，金属球中空，用途是防止喂管插入时造成损伤。
金属球弯成20度角，以适应口腔与食道之间弯曲。
将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小鼠的胃，插入深度约3cm。
用中指与拇指捏住针筒，食指按着针竿的头慢慢往下压，即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。
在插入过程中如遇到阻力或可看见1/3的针管，说明灌胃并没有插入胃中，需要取出重新操作。
2、注射给药法A皮下注射B腹腔注射(巴比妥钠)：左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
毒理学实验指导一、二
《食品毒理学》实验指导综合实验（四氯化碳）对肝脏谷丙转氨酶(GPT)和谷草转氨酶(GOT) 的影响实验实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期实验二血液红细胞、白细胞计数*所需实验仪器：电子天平、pH计（试纸）、显微镜、分光光度计、灌胃针头、（小）/（大）离心机、注射器。
实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期一、原理、目的药物血浆半衰期t1/2即血浆药物浓度下降一半所需的时间。
绝大多数药物是按一级动力学规律消除（恒比消除），因此每种药物都有固定的t1/2，不因血浆浓度高低而改变。
本实验用分光光度法测定水杨酸钠的血浆浓度并计算t1/2。
水杨酸钠为抗炎药，经肝代谢，在酸性环境中与三氯化铁生成一种紫色的络合物，在520nm波长下比色，其光密度与水杨酸浓度成正比。
通过测定水杨酸钠的血浆半衰期，使学生了解水杨酸钠在体内的消除速度，并掌握其血浆半衰期的测定方法。
半衰期是判断毒物蓄积程度的重要参数，对中毒和解毒有一定的实践意义。
二、试剂、器材及动物离心管、试管、磅秤、玻璃棒、注射器、吸管、离心机、721型分光光度计；三氯醋酸、水杨酸钠、三氯化铁；兔。
三、方法步骤1、取离心管和试管各5支，分别标为1~5号，备用。
5支离心管各加入10％三氯醋酸7ml。
2、取兔1只，称体重，从耳静脉取血2ml置入1号离心管，用玻璃棒搅拌。
然而自耳静脉注入10%水杨酸钠(剂量为150mg/kg)，并立即和60min后两次自另一耳静脉取血2ml，分别注入2、3号离心管中，搅拌。
4、5号离心管分别加入蒸馏水和0.02%水杨酸钠2ml。
3、取上述5支离心管进行离心(2 000r/min，5min)，准确吸取上清液6ml放入编号相对应的试管中，分别滴入10%三氯化铁12滴(0.6m1)摇匀5min后比色。
4、用721型分光光度计510nm波长比色，以4号管调“0”，读得5号管光密度为x，再以1号管调“0”，读得2号管为x1，3号管为x2，将上述操作归纳为下表：水杨酸钠血浆半衰期的测定试管名编号三氯醋酸（ml）兔血（ml）0.02%水杨酸钠（ml）蒸馏水（ml）离心上清液（ml）三氯化铁（gtt）对照 1 7 2 —— 6 12 立即 2 7 2 —— 6 12 60min 3 7 2 —— 6 12 空白 4 7 —— 2 6 12 标准 5 7 — 2 — 6 125、计算半衰期①求k值：k=y/x; y=0.02②求水杨酸钠血浓度：给药后立即血浓度y1=kx l；给药后60min血浓度y2=kx2 。
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药物毒性试验指标
1.急性毒性试验
一、半数致死量（LD50）的测定
(一)目的:观察受试物一次给予动物后，所产生的毒性反应和死亡情况。
(二)动物分组和剂量
1.动物:一般用小白鼠8周龄，体重18---22g(同次试验体重相差不超过2g)大白鼠6~8周龄，体重120--150g，同次试验体重相差不超过10g。
2.受试物:溶于水的做成溶液，不溶于水的做成混悬液.
(三)试验方法
1.剂量:一般选用3一5个剂量，各剂量间剂距根据受试物情况和预试结果而定。
2.给药途径和容积:
给药途径:应与临床试验的途径相一致。
口服药物应灌胃给药，一、二类新药应采用两种途径给药，其中一种应为推荐临床研究的给药途径。
水溶性好的药物还应测定静脉给药的急性毒性。
给药容积:小白鼠禁食(12~16小时)，不禁水，按体重计算:灌胃(ig)不超过0. 4ml/ 10g 体重。
大白鼠禁食(12~16小时)，不禁水、灌胃(ig)，不超过3ml/只。
3.测定LD50:将动物按体重随机分组，每组至少10只(雌雄各半)。
给受试物后立即观察动物反应情况，每天观察一次连续观察七天。
详细逐天记录动物毒性反应情况及死亡分布，并用适当的统计学方法(申报时应说明方法名称)计算出LD50值及95%可信限。
4.观察毒性反应:给受试物后应严密观察反应情况，并记录动物的外观、行为活动、精神状态、食欲(饲料消耗量)、大、小便及其颜色、被毛、肤色、呼吸、鼻、眼、口腔有无异常分泌物，体重变化以及死亡等情况。
死亡动物应及时进行尸检，发现病变器官应做病理组织学检查。
若发现中毒反应或死亡率一与动物的性别有明显相关时，则应选择性别敏感的动物进
行复试。
(四)试验报告和结果评价
应详细具体，包括试验日期、动物的规格、性别、数量、受试物来源及含量、试验方法。
LD
50值及其95%可信限，以及各剂量组的死亡率，或最大耐受量的值及其相当于临床剂量的倍数.详细报告实验过程中动物出现的中毒表现及致死症状，综合评价受试物毒性大小。
二、最大耐受量（MTD）的测定
方法:受试物可用临床试验的给药途径，以动物能耐受的最大浓度，最大容积的剂量一次或一日内2~3次给予动物(小白鼠至少20只，雌雄各半)。
连续观察七天，记录动物反应情况，以不产生死亡的最大剂量为最大耐受量。
计算出总给予药量g/Kg(合生药量g/Kg表示)，推算出相当于临床用药量的倍数。
测定最大耐受量，同样也应严密观察动物毒性反应情况，要求与观察单次给药的毒
性反应相同。
2.长期毒性试验
一、大鼠的长期毒性试验
(一)目的:观察连续重复给予受试物对大鼠所产生的毒性反应，首先出现的症状和严重程度，毒副反应的靶器官及其恢复和发展情况。
确定无毒反应剂量，为拟定人用安全剂量提供参考。
(二)动物和材料
1.动物健康大白鼠(参见总则要求)，每组至少20只。
如试验周期为三个月以上，应根据需要增加数量至每组30~40只。
体重差异应不超过平均体重的20%。
试验期在三个月内用6~ 8周龄大鼠。
超过三个月。
宜用5~ 6周龄大鼠，雌雄各半、随机分组，每笼不超过5只，雌雄分笼饲养，试验前至少观察一周，记录食量和体重等。
(三)试验方法
1.剂量和分组
(1) 一般设三个剂量组和一个对照组。
高剂量组原则上要求使动物产生明显的或严重的毒性反应，或个别动物死亡。
中剂量组应相当于药效学试验的高剂量.低剂量组略高于动物的有效剂量而不出现毒性反应。
(2) 如果急性毒性试验结果毒性很低，测不出LD50。
也未见明显毒性反应，可设高、低两个剂量组，高剂量组一般为拟用于临床剂量50倍以上(有困难时，可适当减少剂量)并应高于药效学试验之高剂量。
(3)对照组的设置:如受试物为提取物(如浸膏)，对照物可考虑用常水;如含溶媒，对照物为溶媒;如含赋形剂，则对照物用赋形剂。
如溶媒或赋形剂可能产生毒性时，则应另加一
空白对服组(常水)。
2.给药途径与方法
(1)给药途径与推荐临床的途径一致。
口服药物应经口给药。
临床用药途径为静脉注射时，可用其它适宜的注射途径代替。
(2)口服药大鼠一般用灌胃法，也可将受试物混在饲料、水中给予，但每只动物分笼饲养，采取适当措施，保证每只动物按规定剂量在一定时限内服入。
(3)受试物最好是每周7天连续给予，如试验周期在90天以上，可考虑每周给药6天，每天定时给药。
(4)给药容量一般为1 ~ 2ml/l100g体重，每周可根据体重情况调整给药量，但总量不宜超过5ml /鼠/次。
各剂量组用等容量不等浓度给药。
3.试验周期
(1)长毒试验的给药时间应为临床试验用药期的二 ~ 三倍，最长半年。
(2)若临床用药周期在1周以内者，长毒试验应为2周;2周以内者，应为四周;四周以上者，长期毒性试验的给药期一般为临床试验用药期的两倍以上。
(四)检查项目
1.一般观察:进食量、体重、外观体征和行为活动、粪便性状等，发现有中毒反应的动物应取出单笼饲养，重点观察。
发现死亡或濒死动物应及时尸检。
2.检测项目;
(1)血液学指标:红细胞或网织红细胞计数、血红蛋白、白细胞计数、白细胞分类、血小板计数、凝血时间。
(2)血液生化学指标:天门冬氨酸氨基转换酶(AST)、丙氨酸氨基转换酶(ALT),碱性磷酸酶(ALP)、尿素氮(BUN),总蛋白(TP)、白蛋白(ALB)、血澹(GLU )、总胆红素(T-BIL)、肌醉(Grea)、总胆固醇(T-CHO)。
(3)系统尸解和病理组织学检查:
①系统尸解:应全面细致，发现异常器官应重点进行病理组织学检查。
②脏器称重和胜器系数;剖解后取出心、肝、肾、脾、肺、肾上腺、甲状腺、攀丸、卵巢、子宫、脑、前列腺。
③病理组织学检查:高剂量组对照组动物及尸检发现异常器官检查要详细。
其他剂量组可取材保存。
在高剂量组发现有异常病变时才进行检查。
检查内容。