动物标号及给药方式
畜禽几类注射投药方法介绍
头部 ，以防动物头颈部活动而使针头脱 出或折断针 头。 注射的药液应加温至 ３ ８ ％， 刺激性强的药物禁忌
做 脑
入
３ 腹腔 内注射法
小动物在脐和耻骨前缘连线 的中点 ，旁开腹 白 线一侧 为注射部位 。大动物可在左肷部或右肷部注
有青霉素 、 链 霉素 、 薄荷 若病畜剧烈咳嗽 ， 可再注 十 ． ， 以降低气管的敏感性 。
ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
侧 。犬 、 猫等小动物选择腰部肌肉 ， 即脊柱两边 的肌
肉。但注射菌苗和疫苗时 ， 规定 的注射部位为后肢肌 肉。禽在翅根内侧肌 肉、 胸部肌 肉和腿部肌肉进行注 射 。大家畜及猪 、 羊等动物经保定确实后 ， 注射部剪 毛、 消毒 ， 宠物可将注射部被毛分开后消毒 。右手持 连接针头的注射器 ， 将针头刺入肌 肉内， 回抽注射器 针拴 ， 针头无 回血时， 将药液注入肌肉内。
一
２ 静脉 注射 法
大家畜牛、 羊、 马注射部位在颈部上三分之一与 中三分之一交界处 的颈静脉上 ， 马、 牛也可用胸外静 脉或母牛的乳静脉。猪、 兔采用耳静脉注射 。犬可选
用前肢腕关节稍上方的头静脉 ， 或后肢跗关节外侧 ，
次注药量为 ２ ０ ０ — １ ５ ０ ０ 毫升。 注药完毕 ， 拔下针头 ，
刺入正确时可见到 回血 ， 调整针头与血管的角度 ， 继 续将注射针头送人血管 内。然后解除对静脉近心端 的压迫或松去弹力结扎带 ，打开连接输液瓶上的控 制开关即可点滴输液 。 最后用胶布固定针头 ， 以防止
５气管 内注射 法
注射部位因家畜品种和治疗 目的而有差别 。治 疗 大家畜支气管炎时应在第三、四气管环间进行注 射 ，治疗肺炎时应在接近胸腔入 口处的气管环间注 射， 犊牛在气 管的下三分之一处软骨环间 ， 绵羊及犬 猫等动物在气管的上三分之一处软骨环 间注射 。注 射前 ， 先将动物的头抬高 ， 使颈部处于伸展状态 。注 射部剪毛消毒后 ，将 １ ６ 一 ｌ ８ 号针头经皮肤垂直刺人
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
兽医药物剂型学中的动物药物剂型与给药途径
兽医药物剂型学中的动物药物剂型与给药途径兽医药物剂型学旨在研究动物药物的剂型设计和给药途径，旨在提高药物的疗效和安全性，确保药物在动物体内得到合适的吸收和分布。
本文将重点讨论动物药物剂型的分类和常用的给药途径。
一、动物药物剂型分类1. 固体剂型固体剂型主要包括片剂、颗粒剂和粉剂等。
这些剂型适用于口服给药，常见于禽类和家畜的治疗中。
由于动物对固体剂型的接受度较高，这些剂型易于使用和管理。
2. 液体剂型液体剂型主要包括溶液、悬浮剂和乳剂等。
这些剂型适用于口服和注射给药。
液体剂型可根据生物利用度和药物稳定性的要求进行调整，以满足特定动物的需求。
3. 气体剂型气体剂型包括喷雾剂和吸入剂。
这些剂型主要用于治疗呼吸系统疾病。
喷雾剂和吸入剂可通过喷洒和雾化的方式将药物输送到动物的呼吸系统，提高药物的局部疗效。
二、常用的给药途径1. 口服给药口服给药是最常见和方便的给药途径之一。
通过口服给药，药物可通过消化道被吸收并进入血液循环系统。
口服给药具有简单易行、剂型多样的优点，但受到动物进食和排除物的干扰，会影响药物吸收的速度和效果。
2. 注射给药注射给药是将药物直接注射到动物体内的给药途径。
常见的注射途径包括皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
注射给药可以确保药物的迅速吸收和高生物利用度，适用于急救和快速治疗等情况。
3. 外用给药外用给药主要包括局部涂敷、贴剂和滴眼剂等。
这些给药途径用于治疗皮肤病、眼科疾病和外伤等。
外用给药可以直接作用于患处，减少药物在全身的分布，有利于局部病变的治疗。
4. 粘膜给药粘膜给药包括口腔粘膜、鼻腔和阴道等给药途径。
这些给药途径可通过黏膜吸收将药物输送到血液循环中，常用于治疗口腔疾病、呼吸系统疾病和生殖系统疾病等。
5. 饮水给药饮水给药是将药物加入动物饮用水中进行给药，适用于养殖动物和群体动物的治疗。
饮水给药的优点是易于操作和大规模使用，但受到动物对水味的选择和饮水量的变化影响。
总结：兽医药物剂型学中的动物药物剂型与给药途径的研究旨在提高动物药物的效果和安全性。
实验动物分组和标记编号方法
实验动物分组和标记编号方法作者：时间：2008-05-15 14:50:29 来源: 生物谷浏览评论一、分组（一）分组原则实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
（二）建立对照组实验动物分组时应特别注意建立对照组。
对照组可分自身对照组和平行对照组。
1．自身对照组自身对照是把实验动物本身在动物实验前、后两阶段的各项相关数据，分别作为对照组和实验组的结果并进行统计学处理。
2．平行对照组平行对照组分正对照组和负对照组（空白对照组）两种。
正对照组是对实验动物实施与实验动物相同但排除了所要观察的目的因子（如治疗手段或药物）的处理，负对照组则不作任何处理，这种方法就是平行对照组。
例如要观察某种药物的药效，对实验组动物采用肌肉注射的给药方法；正对照组动物同样进行肌肉注射，但注射的不是药物而是同等剂量的生理盐水，以便排除肌肉注射生理盐水可能产生的影响；负对照组动物则不进行肌肉注射，并与实验组动物和正对照组动物在相同的环境和条件下饲养，作为空白对照。
二、标记编号对随机分组后的实验动物进行标记编号，是动物实验准备工作中相当重要的一项工作。
标记编号方法应保证编号不对动物生理或实验反应产生影响，且号码清楚、易认、耐久和适用。
目前常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等标记编号方式。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号法等。
（一）染色法染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位，如被毛、四肢等处进行涂染，以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物，是最常用、最易掌握的经济犯罪分子方法。
1．常用染色剂（1）3% ~ 5%苦味酸溶液，可染成黄色。
（2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。
（3）2%硝酸银溶液，可染成咖啡色（涂染后在可见光下暴露十分钟）。
（4）煤焦油酒精溶液，可染成黑色。
2．染色方法染色法适用于被毛白色的实验动物如大白鼠、小白鼠等。
实验一 实验动物给药途径和方法.
实验一实验动物给药途径和方法一、动物的编号、捉拿和固定。
1、动物的编号犬、兔等动物可用特制的号码牌固定于耳。
白色家兔和小动物可用3-5%的黄色苦味酸溶液涂于毛上标号。
如编号1-10号时，将小白鼠背部分前肢、腰部、后肢的左、中、右部共九个区域，从右到左1-9号，第10号不涂黄色(图1-1)如加上其它颜色的染料还可进行1-100号和1-1000号等更多编号。
图1-1 小白鼠背部编号图1-2 小白鼠双手捉持法（引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004）（引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004）2、动物的捉拿和固定①小鼠：右手抓住其尾，放在实验台上或鼠笼铁纱网上，在其向前爬时，左手拇指及食指沿其背抓住两耳及头颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住鼠尾固定。
另一抓法是只用手，用食指和拇指抓住鼠尾后再用小指和掌部夹住鼠尾，以拇指及食指捏住其颈部皮肤。
前一种方法易学，后一种方法便于快速捉拿。
（见图1-2，1-3）图1-3 小白鼠双手捉持法（引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004）②大鼠：以右手或持夹子夹住尾巴，左手戴上防护手套固定头部防止被咬，应避免用力过大造成大鼠窒息死亡。
根据实验需要麻醉或固定大鼠于鼠笼内或用绳绑其四肢固定于大鼠手术板上。
③豚鼠：以右手抓住豚鼠头颈部，将其两前肢在豚鼠头与右手拇指与食指之间，轻轻扣住颈胸部，右手抓住两后肢(对体重较大的豚鼠则可托起其臀部)，使腹部向上。
④兔：用手抓起兔脊背近后颈部皮肤，手抓面积应尽量大些。
以另一手托起兔的臀部。
将兔仰卧固定时，一手抓住颈部皮肤，另一只手顺着腹部抚摸至膝关节处压住关节。
另一人将绳子用活结捆绑兔的四肢，使兔腹部向上固定在兔手术台上。
头部则用兔头固定夹固定，也可用棉线将兔的门牙固定于兔手术台上的柱子上，后者更常用(图1-4)。
图1-4 家兔捉持法（引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004）二、实验动物的去毛动物去毛是手术野的皮肤准备之一。
实验动物给药途径和方法
实验动物给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。
给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图1小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定，故不用。
外缘静脉表浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
几种小动物的编号标记方法
几种 小动物的编号标记方法
方 远 书 （ 浙江省金 华市食品药品检验所 ３ ２ １ ０ ０ ０ ）
质组织 中 。可 分为 内脏型痛 风和 关节 型痛 风 临床 上表
现 为运 动迟缓 、腿翅 关节 肿胀 ，厌食 、衰竭 和腹 泻 。可 以通 过对其主 要症状 、病 理变 化及各 种 实验室检 查 ，确 诊并进行治疗。
饮水 ，治疗２ ｄ 后鸡 群状 态转好 ，５ ｄ 后均恢复健康。 ５ 小 结
（ １ ） 此 病 发 病 率 不 高 ， 易 于 其 他 病 混 淆 ，诊 断 时 要
细心 观察 。 （ ２ ）家禽 痛 风 的发 牛大 多 与背养 性 素有 关 ，应 以预 防 为主 ，应 根据 鸡 的品种和 不 同的生长发育
就 是将 其标记 使 各组加 以区别 ，清 晰持 久编号 不会使动 物之 间产 生混淆 ，使动 物 实验 能顺 利 开展 。实验 中常用 的动物编号方法有 以下 几种 ：
只，６ 月２ ｌ 号来 门诊 。养殖 户描述 ：养 的鸡最近 几天开始 采食量 减少 ，精神 不振 ，粪便 发 白稀 薄 ，泄殖腔 口有羽 毛等粘附，并出现少量死亡 。
中图分类号 ：￥ ８ ５ ８ ． ３ 文献标识码：Ｂ 文章编号 ：１ ０ ０ ７ — １ ７ ３ ３ （ ２ ０ １ ３ ） １ １ － ０ ０ ８ ６ － ０ １
家禽痛 风是指血 液 中蓄积 过量 尿酸 盐不 能被迅速 排
出体外 ，形成尿 酸血症 ，进 而尿酸 盐沉 积在 关节囊 、关
４ 护理
口服 １ ０ ０ ／ ０ 葡萄糖 钙 １ ０ ｍｌ ，口服葡萄 糖 ，面 食流汁 喂 服 。每２ ～ ３ ｈ １ 次 ，２ ０ ～ ３ ０ ｍｌ ／ ｄ 。移 至安静 暗室 的笼 内，至 少４ ８ ｈ 并注意保温 。一般连用３ ｄ ，基本痊 愈。 （ 收稿 日期：２ ０ １ ３ － Ｊ ０ ｌ － Ｊ ｏ １ ）
实验动物编号及标记方法
实验动物编号及标记方法动物在实验前常常需要做适当的分组，那么就要将其标记使各组加以区别。
标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。
常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。
一、颜料涂染这种标记方法在实验室最常使用，也很方便，使用的颜料一般有3％～5％苦味酸溶液(黄色)，2％硝酸银(咖啡色)溶液和0.5％中性品红(红色)等，标记用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。
编号的原则是，先左后右，从上到下，一段把涂在左前腿上的计为1号，左侧腹部计为2号，左后腿为3号，头顶部计为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腹部计为8号，右后腿为9号。
若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一位颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号，假如把红的记为十位数，黄的记为个位数，那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号鼠(图1-18)，其余类推。
该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
图1-18 颜色被毛涂擦标记法二、烙印法用刺数钳在动物耳上刺号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
三、号牌法用金属制的牌号固定于实验动物的耳上。
大动物可系于颈上。
对猴、犬、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。
四、剪毛法用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但该法只适用于大、中型动物，如犬、兔等的短期观察。
五、打号法用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。
打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。
该法适用于耳朵比较大的兔、犬等动物。
六、针刺法用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。
动物标号及给药方式全文编辑修改
若配合耳号标记，左耳表示千位，右耳表示百位数 可编至4999号。
剪指编号方法的有点是各种毛色的小鼠都能使用， 避免了黑色小鼠用颜色涂擦被毛后不易分辨的缺点。
缺点：在一些长期实验中，若小鼠脚趾剪去太少， 实验后期小鼠长出新生脚趾会不易区分；若脚趾剪 去太多，则动物容易因失血过多导致健康状况不良。 一般剪完后用硝酸银棉签烧烙血管止血。
大鼠、小鼠、地鼠可在背部、尾根部或趾部注射， 豚鼠、兔在耳朵；犬、猫较少进行皮内注射。
（4）腹腔注射 腹腔注射的部位为下腹部腹中线左右两侧1cm处，
为 避免伤及内脏，抓取固定动物时应使头稍向后低， 使内脏移向上腹。
腹腔注射时，注射部位消毒后，右手持注射器 在注射位置将针头刺入皮肤，针头到达皮下后，再 稍向前进针，后以约45°刺入腹腔，针尖通过腹腔 后抵抗力消失，回抽针栓，如无血或尿液，则表明 进入腹腔方可注入药液。
此法主要用于大鼠、小鼠、豚鼠和白色的家兔。
B 涂漆或贴胶布 用油漆在动物脚或体表涂漆进行标记，或用胶布
贴在动物腿上进行标记，也都是效果较好的临时 性标记方法。
（2）半永久标记 A 挂耳标签法 挂耳标签法可用来标记多种动物。市售的耳标签
一般是由塑料、铝或钢片制成。使用耳标签时必 须仔细挑选大小合适的耳标签。通常使用塑料制 品。
实验二 实验动物的编号标记及 注射方法
编号标记通常是动物实验开展时需要进行的第一项工作。 编号标记的目的是使个体易于识别，便于实验者观察每个
动物的变化，并为下一步进行的分组工作做好准备。 无论何种编号方法，良好的标记方法都应满足号码清晰、
耐久、简便和适用的要求。
一 实验目的和要求
学习和掌握实验动物的编号标记和注射方法。
常用实验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2～0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
动物给药方法及注意事项
动物给药方法及注意事项动物给药方法及注意事项动物给药方法是指在兽医临床工作中，为动物确诊和治疗疾病而采取的给药途径和方法。
正确的给药方法可以确保药物的有效吸收和作用，同时还可以减少给药过程中对动物的刺激和损伤。
以下是常见的动物给药方法及注意事项。
1. 口服给药：将药物放在动物的口中，并让其咽下。
这是最常见的给药方法之一，适用于小型动物和需要长期服药的情况。
注意事项包括：- 确保药物的剂量准确，避免药物过量或不足。
- 确保动物将药物全部吞咽，避免卡在食管或气管中。
- 有些药物可能需要在饭前或饭后给予，遵循兽医医嘱。
2. 注射给药：将药物注射到动物的肌肉、皮下组织或静脉中。
这是快速有效的给药方法，常用于急诊治疗和需要药物直接作用于循环系统的情况。
注意事项包括：- 必须严格遵守给药剂量和时间间隔，避免过量使用。
- 若是多种药物同时给药，要确保注射的部位、针头和注射器都是干净的，避免交叉感染。
- 对于动物来说，注射给药是一种刺激和疼痛的过程，需要专业的技术和细心的护理。
3. 浸泡给药：将动物浸入含有药物的溶液中，让药物通过皮肤吸收。
这种给药方法常用于对皮肤病或外寄生虫感染的治疗。
注意事项包括：- 确保溶液中的药物浓度合适，避免过度浓缩或稀释。
- 注意动物的皮肤完整性，避免在开放性伤口或糜烂区进行浸泡治疗。
- 浸泡时间和频率应遵循兽医医嘱，避免过度刺激和损伤皮肤。
4. 吸入给药：将药物以气溶胶或雾化的形式通过动物的呼吸道给予。
这种给药方法适用于呼吸系统疾病的治疗，可以直接作用于病灶。
注意事项包括：- 必须使用专业的吸入设备和药物溶液，确保药物的粒径和浓度符合治疗要求。
- 给药时要使动物保持平静和舒适，避免过度恐惧和焦虑。
- 给药时间和频率应遵循兽医医嘱，避免过度刺激呼吸道。
5. 外用给药：将药物涂抹在动物的皮肤表面或者患处。
这种给药方法适用于皮肤病、表浅创伤、外寄生虫感染等情况。
注意事项包括：- 确保药物的涂抹范围准确，避免涂抹到无关部位和眼睛等敏感区域。
实验动物编号标记操作规程
实验动物编号标记操作规程
目的：为了规范实验动物编号标记方法，对分组后的实验动物进行标记编号，制定本程序。
适用范围：适用于实验动物编号标记的活动。
职责：实验动物负责人负责选用合适的编号方法。
规程
1.染色法
染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位，如被毛、四肢等处进行涂染，以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物，是最常用、最易掌握的方法。
1.1常用染色剂：
3%-5%苦味酸溶液，可染成黄色。
0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。
2%硝酸银溶液，可染成咖啡色（涂染后在可见光下暴露十分钟）。
煤焦油酒精溶液，可染成黑色。
1.2染色方法
染色法适用于被毛白色的实验动物如大鼠、小鼠等。
请按照实验动物学大小鼠染色标记顺序进行编号。
实验动物的给药方法Word版
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
动物标号及给药方式67页PPT
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26、要使整个人生都过得舒适、愉快，这是不可能的，因为人类必须具备一种能应付逆境的态度。——卢梭
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27、只有把抱怨环境的心情，化为上进的力量，才是成功的保证。——罗曼·罗兰
动物标号及给药方式
51、没有哪个社会可以制订一部永远 适用的 宪法， 甚至一 条永远 适用的 法律。 ——杰 斐逊 52、法律源于人的自卫本能。——英 格索尔
53、人们通常会发现，法律就是这样 一种的 网，触 犯法律 的人， 小的可 以穿网 而过， 大的可 以破网 而出， 只有中 等的才 会坠入 网中。 ——申 斯通 54、法律就是法律它是一座雄伟的大 夏，庇 护着我 们大家 ；它的 每一块 砖石都 垒在另 一块砖 石上。 ——高 尔斯华 绥 55、今天的法律未必明天仍是法律。 ——罗·伯顿
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28、知之者不如好之者，好之者不如乐之者。——孔子
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29、勇猛、大胆和坚定的决心能够抵得上武器的精良。——达·芬奇
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30、意志是一个强壮的盲人，倚靠在明眼的跛子肩上。——叔本华
谢谢！
67ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
11.常用实验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法( 一) 灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2 ～0.5ml/10g 。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8 号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10～ 20ml/kg3 兔、犬等 : 灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管 ( 常用导尿管代替) 从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－ 12 号的导尿管， F14 号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
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（3）永久性标记
A 烙印法
烙印法是用刺号钳将号码烙压在动物无体毛或明显
的部位，如耳朵、面鼻部和四肢部位等。
另外，可用烧红的铁烙在动物体表明显的部位，烧
烙出号码，然后用酒精为溶剂的染料涂抹，以增加
号码的明显性。
此类方法应注意烙号部位的污染和预防感染。
B 打耳孔法
打耳孔法是专门用于动物编号的耳孔机直接在
染色法多用于实验周期较短，动物数量不多的情
况。
这种方法虽简单，动物无痛无损伤，但由于动物
之间相互摩擦、舔毛，尿、水浸渍被毛或脱毛，
或因日久颜色自行消退等原因，不宜用于长期的
实验。
此法主要用于大鼠、小鼠、豚鼠和白色的家兔。
B 涂漆或贴胶布 用油漆在动物脚或体表涂漆进行标记，或用胶布
贴在动物腿上进行标记，也都是效果较好的临时
四肢等处进行涂染，或用不同颜色等来区分各组动物， 是实验室最常用、最容易掌握的方法。
常用的标记液有：
红色：0.5％中性红或碱性品红溶液；
黄色：3％～5％苦味酸溶液；
咖啡色：2％硝酸银溶液（涂后需光照10分钟）；
黑色：煤焦油酒精溶液。
左前腿上部为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为 4，背部为5，尾基部为6，右侧从前至后依次为7、8、 9。用黑色表示个位数，红色表示十位数。
将注射部位的被毛去除，酒精棉球消毒后。用左 手将皮肤捏成皱襞，右手持带4号针头的注射器将 针头与皮肤呈30°，针头的横断面朝上，紧贴皮 肤皮层刺入皮内，然后再向上挑起再稍刺入即可 注射药物。
注射时会感到有很大阻力，注射后可见皮肤表面 隆起一丘疹状的小泡，同时因注射部位局部缺血 而呈苍白色，停留片刻再拔出针头，以免药液露
若配合耳号标记，左耳表示千位，右耳表示百位数 可编至4999号。
剪指编号方法的有点是各种毛色的小鼠都能使用， 避免了黑色小鼠用颜色涂擦被毛后不易分辨的缺点。
缺点：在一些长期实验中，若小鼠脚趾剪去太少， 实验后期小鼠长出新生脚趾会不易区分；若脚趾剪 去太多，则动物容易因失血过多导致健康状况不良。 一般剪完后用硝酸银棉签烧烙血管止血。
皮下注射的部位： 小鼠选颈背部皮肤；大鼠选背部或侧下腹部；豚 鼠选大腿内侧、背部或肩部等皮下脂肪少的部位； 兔选背部或耳根部；猫、犬选大腿外侧。
（2）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给当 给动物注射不溶于水而混悬于油或其它溶剂中的 药物时，常采用肌肉注射。
做肌肉注射时应选择肌肉丰满、无大血管通过的 部位，一般采用臀部、股部、肩胛部及胸部 （鸡）。
腹腔注射时，注射部位消毒后，右手持注射器 在注射位置将针头刺入皮肤，针头到达皮下后，再 稍向前进针，后以约45°刺入腹腔，针尖通过腹腔 后抵抗力消失，回抽针栓，如无血或尿液，则表明
进入腹腔方可注入药液。
大鼠、小鼠、豚鼠腹腔注射时一般以左手固定
动物，右手注射即可；对体重较大的大鼠或豚鼠，
可由一人固定动物，暴露腹部，另一人进行注射操
动物耳朵上打孔或打成缺口编号的方法，用剪刀将
耳缘剪缺口也可代替此方法。用打孔的位置和孔的 数量来标记。 一般习惯在耳缘内侧打小孔，按前、中、后分别表 示为1、2、3号，在耳缘部打成一缺口，则分别表 示4、5、6号，打成双缺口则表示7、8、9号。左耳 表示个位数，右耳表示十位数。
在加上左耳中部打一孔表示100，右耳中部打一孔 表示200，按此法可编至400号。
C 犬、猫静脉注射 犬、猫的前肢内侧皮下静脉比较容易固定，故用 于静脉注射。
注射时由助手将动物固定，去除注射部位被毛、 消毒，助手将注射部位用手握紧，使静脉充盈， 操作者持带针头的注射器与血管平行刺入静脉， 回抽见血后放开压迫，操作者一手固定针头，一 手慢慢推注射器注入药液。
D 猴静脉注射 常选用前肢桡静脉或后肢隐静脉进行注射，注射 方法同犬。
因兔耳部血管分布清晰。兔耳中
央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静
脉深不易固定，故不用。外缘静脉
浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔 耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近 端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下 面，右手持注射器尽量从静脉的远端刺入，移动 拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将 药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
注射时先固定好动物，右手持注射器使之与肌肉
成60°，一次斜刺入肌肉中，回抽一下针栓，确
认无血后可注射药物，小动物无需回抽针栓；注 射完毕后用手指在注射部位轻轻按压片刻即可。
（3）皮内注射 皮内注射是将药液注入皮肤的表皮和真皮之间， 可用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反 应，多用于接种或过敏实验等。
（3） 纹身染色法 对两栖类和爬行类动物也可以采用纹身染色法进 行标记。
标记时只能使用没有毒性作用的色素、固定剂及 溶剂制成的油漆，不能使用普通油漆，否则会造 成动物死亡。
（4）剪壳法 对龟类动物可采用在其背甲边缘盾板上剪缺口或钻 孔进行标记。
标记时在背甲边缘盾板上打小孔，按前、中、后分
（二）注射方法 注射方法是两种动物给药方法之一。
1 注射器的准备与消毒 （1） 选择大小适当的注射器，先吸入清水，试 其是否漏水，漏水的注射器不能使用，因其注射 量不准确，而且若注射材料为病原菌，则会污染 环境。
（2） 消毒时将筒心从针筒中拔出，用一块纱布先
包针筒，后包筒心，并使两者在纱布内的方向一
药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续
注入。
如注射局部隆起、发白，且推入阻力较大，表明针
头未刺入静脉，应拔出针头，重新向尾根方向移动
针头，再次刺入，直至无皮丘出现，确认刺入血管
内方可注入药液。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复
注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移
动注射。
B 兔一般采用耳缘静脉注射
D 针刺法 人工针刺号码常用于兔的标记，先用手拔去兔耳的 被毛，人工针刺号码，刺后涂以酒精黑墨即可。目 前市售的兔用打号器原理与此相同。
E 挂牌法 这是一种替代方法。 不在动物身上做标记， 而在笼上挂牌作为编 号。
使用时应特别注意不 要混乱。
2 两栖类和爬行类动物的标记 （1） 剪趾法 肢体正常发育的两栖类和爬行类动物的标记大多采 用剪趾法，这是一种有效的永久性标记方法。
性标记方法。
（2）半永久标记
A 挂耳标签法
挂耳标签法可用来标记多种动物。市售的耳标签
一般是由塑料、铝或钢片制成。使用耳标签时必
须仔细挑选大小合适的耳标签。通常使用塑料制
品。
B 戴项圈法 首先，将号码冲压在圆形或方形金属牌上。金属 牌常用铝板或不锈钢制作，长期使用不生锈。然 后将标有号码的金属薄片固定在拴动物的皮带圈 上，将此圈固定在动物颈部。
此种方法简便、使用。
（2）染色法 对禽鸟类来说，可用无毒漆或染料进行羽毛染色 来标记。但这种方法只能保持到颜色消退或鸟类 换羽，一般不常用。
（3）戴项圈法 对颈部较长的禽鸟类来说，可配戴合适的塑料项 圈或项带进行标记。
（4）穿鼻法
常用鼻鞍或鼻盘标记水 禽。
用单根尼龙丝或金属丝 穿过鼻孔将印有号码的 塑料鼻鞍或鼻盘固定。
实验二 实验动物的编号标记及 注射方法
编号标记通常是动物实验开展时需要进行的第一项工作。
编号标记的目的是使个体易于识别，便于实验者观察每个
动物的变化，并为下一步进行的分组工作做好准备。
无论何种编号方法，良好的标记方法都应满足号码清晰、
耐久、简便和适用的要求。
一 实验目的和要求
学习和掌握实验动物的编号标记和注射方法。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使 尾巴露出，用酒精或二甲苯涂擦尾部，或将鼠尾 在50‘C热水中浸泡半分钟使血管扩张。以左手拇
指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从
下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，
右手持注射器，使针头与静脉平行，从距尾尖约2
～3厘米处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量
打孔法应注意防治孔口愈合，可使用滑石粉涂抹在 打孔局部。
耳号钳
C 剪指法 小鼠可用此法，将小鼠左右前肢的脚趾按不同排列 代表不同的数字。一般习惯从左向右第一趾为1， 第二趾为2，第三趾为4，第四趾为7。每一、二趾 同时剪去为3号，若第一、四趾同时剪去为8号，一 次类推。
右脚表示个位数，左脚则表示十位数，按此法可剪 成1－99号。
出。如果小泡不很快小时，表明药液确实注入在
皮内；如很快消失，则可能注在皮下，应更换部
位重新注射。
大鼠、小鼠、地鼠可在背部、尾根部或趾部注射，
豚鼠、兔在耳朵；犬、猫较少进行皮内注射。
（4）腹腔注射
腹腔注射的部位为下腹部腹中线左右两侧1cm处，
为 避免伤及内脏，抓取固定动物时应使头稍向后低，
使内脏移向上腹。
作；家兔、猫、犬等大动物需由助手固定好动物。
为避免伤及内脏，应将 动物处于头低位，使内脏 移向上腹。
√
×
(4) 静脉注射
A 大小鼠一般采用尾静脉注射
大鼠、小鼠的尾部有四根明显的血管，其中腹侧的一
根为动脉，背部的一根为静脉，两侧还各有一根静脉。
由于两侧的静脉比较容易固定故常作为静脉注射的部
位。
通常若每只脚只剪除一趾，对动物个体的行为和生 存没有影响。但对哪些趾有特殊功能的动物不应该 实施剪趾术。