植物组织含水量的测定
植物水分等测定
植物水分、干物质和粗灰分的测定植物水分、干物质和粗灰分的测定植物水分和干物质的测定植物体由水和干物质两部分组成。
含水量多少是反映植物生理状态和成熟度的一个指标，含水量过高，植株易徒长倒伏；而过低又易调萎。
植物需要有适宜的含水量才能生长健壮。
在研究土壤、施肥、栽培和气候等因子对植物生长发育影响和光合利用率等问题时，一般要测定植株的水分和干物质积累状况。
新鲜植物体一般含水量为70～95％，叶片含水量较高，又以幼叶为最高；茎秆含水量较少，种子含水量更少，一般为5～15％。
新鲜植物体除去水分的剩余部分即为于物质，它包括有机质和矿物质两部分。
其中有机质占植物干物质的90～95％，矿物质为5～10％。
水分含量测定也是农作物产品的品质检定和判断其是否适于贮藏的重要标准。
在植物成分分析中，都是以全干样品为基础来计算各成分的质量百分含量。
因为新鲜样品的含水量变化很大，风干样品的含水量也会受环境湿度和温度的影响而变动，只有用全干样作计算（干基），各成分含量的数值才比较稳定。
水分的测定方法测定植物水分的方法很多，应根据植物样品成分的性质、对分析精度的要求和实验室设备条件等情况适当选择。
常用的方法有常压恒温干燥法、减压干燥法和蒸馏法，其中用得最多的常压恒温干燥法准确度较高，适用于不含易热解和易挥发成分的样品，被认为是测定水分的标准方法；但对于幼嫩植物组织和含糖、干性油或挥发性油的样品则不适用。
减压干燥法，运用于含易热解成分的样品；但含有挥发性油的样品也不适用，蒸馏法，适用于含有挥发油和干性油的样品，更适用于含水较多的样品，如水果和蔬菜等。
其他如红外干燥法、冷冻干燥法、微波衰减法、中子法、卡尔·费休法等都要有特定仪器设备，不易推广使用。
常压恒温干燥法方法原理将植物样品置于100～105°C烘箱中烘干，由样品的烘干失重（即为水分重）计算水分的含量。
此法适用于不含有易热解和易挥发成分的植物样品。
植物样品在高温烘干过程中，可能有部分易焦化、分解和挥发的成分损失而使水分测定产生正误差；也有可能因水分未完全驱除（或在冷却、称量时吸湿）或有部分油脂等被氧化增重而产生负误差。
植物生理学实验
实验名称：植物含水量的测定实验目的：掌握测定植物组织的含水量的方法实验原理：利用水遇热蒸发为水蒸汽的原理，可用加热烘干法来测定植物组织中的含水量。
植物组织含水量的表示方法，常以鲜重或干重 % 表示，有时也以相对含水量 % （或称饱和含水量 % ）表示。
后者更能表明它的生理意义。
实验材料与设备：（一）材料：植物鲜组织。
（二）仪器设备：天平（感量1/1000g）；烘箱；干燥器；剪刀；搪瓷盘；塑料袋；纸袋；吸水纸等。
实验步骤：⒈鲜重测定迅速剪取植物材料，装入已知重量的容器（或塑料袋）中，带入室内，用分析天平称取鲜重（FW）。
⒉干重测定提前把烘箱打开，温度升至100~105℃。
把称过鲜重的植物材料装入纸袋中，放入烘箱内，100~105℃杀青10min，然后把烘箱的温度降到70~80℃左右，烘至恒重。
取出纸袋和材料，放入干燥器中冷却至室温，称干重（DW）。
⒊饱和鲜重测定将称过鲜重的植物材料浸入水中，数小时后取出，用吸水纸吸干表面水分，立即称重；再次将材料放入水中浸泡一段时间后，再次取出，吸干表面水分，称鲜重，直到两次称重的结果基本相等，最后的结果即为饱和鲜重（SFW）。
若事先已知达到水分饱和所用的时间，则可一次取得饱和鲜重的测量定值。
⒋取得以上数据后，按公式计算组织含水量、相对含水量。
思考题：测定饱和含水量时，植物材料在水中浸泡时间过短或过长会出现什么问题？实验名称：植物组织水势的测定（小液流法）实验目的：学会用小液流法测定植物组织的水势实验原理：将植物组织分别放在一系列浓度递增的溶液中，当找到某一浓度的溶液与植物组织之间水分保持动态平衡时，则可认为此植物组织的水势等于该溶液的水势。
因溶液的浓度是已知的，可以根据公式算出其渗透压，取其负值，为溶液的渗透势（ψπ），即代表植物的水势（ψw）。
ψw＝ψπ＝－P＝－iCRT实验材料与设备：（一）材料：小白菜或其它作物叶片（二）仪器设备：1.带塞青霉素小瓶12个；2.带有橡皮管的注射针头；3.镊子；4.打孔器5.培养皿。
植物组织含水量的测定
植物组织含水量的测定【实验目的】1.了解含水量的表示方法;2.了解绝对含水量和相对含水量的区别3.掌握植物组织鲜重干重的测量方法【实验原理】其直接影响植物的生长、植物组织的含水量是反映植物组织水分生理状况的重要指标,气孔状况，光合功能及作物产量。
在环境胁迫情况下，植物组织的含水量也是反映植物受胁迫程度的重要指标之一。
水分含量测定也是农作物产品的品质检定和判断其是否适于贮藏的重要标准。
所以，植物组织含水量的测定在植物生理学研究及农业生产中具有重要的理论和实践意义。
植物组织含水量的表示方法常以鲜重、干重、相对含水量(或称饱和含水量)来表示。
其中相对含水量可作为比较植物保水能力及推算需水程度的指标。
分别测量植物组织的鲜重Wf，干重Wd，饱和鲜重Wt，依据以下公式可以分别算出植物组织的鲜重含水量，干重含水量，以及相对含水量。
鲜重Wf-干重Wd鲜重含水量= ，100%鲜重Wf鲜重Wf-干重Wd干重含水量= ，100%干重Wd鲜重Wf-干重Wd，100%相对含水量= 饱和鲜重Wt-鲜重Wf【实验材料】蜀葵花瓣【实验步骤】1.将新采的蜀葵花瓣，称取6 份 0.5 g (Wf) ，迅速剪成小块。
2.3份分别于120?烘箱中烘考1~1.5 h，然后称此时的干重(Wd)。
3.3份分别放入蒸馏水中浸泡70 min，当达到恒重时称此时的重量(Wt) 利用所得到的数据:Wf，Wd，Wt分别计算出鲜重含水量，干重含水量，相对含水量注意事项:1.测量干重时，先测出称量瓶的重量W，在测出称量瓶与花瓣重量的总和Wf与Wd。
放入瓶中以后，花瓣不再取出。
烘烤一个小时后取出冷却至室温，称量，再放入烘箱中烘烤10分钟，取出冷却至室温，再次称量。
重复以上步骤，直至总重量恒重。
2.放入蒸馏水浸泡的花瓣，可以用吸水纸将其覆盖在水中。
另取两片花瓣同样的方式浸泡在水中。
70min后称量两片对照物花瓣，其恒重可作为实验材料也恒重的标志。
【实验结果】蜀葵花瓣的含水量测定数据记录如下:1 2 3 4 5 6 对照重量(g)份数鲜重Wf 0.5012 0.5024 0.5001 0.5011 0.5036 0.5021 0.2349 饱和鲜重Wt 0.6475 0.6841 0.6733 0.2957 瓶重W 32.1596 30.8047 30.9323 瓶+干重Wd 32.2288 30.8746 31.0024 干重Wd 0.0692 0.0699 0.0701换算成1g鲜重相应的饱和鲜重和干重重量(g) 1 2 3 平均组数鲜重Wf 1.0000 1.0000 1.0000 1.0000 干重Wd 0.1381 0.1391 0.14020.1391 饱和鲜重Wt 1.2921 1.3584 13410 1.3305计算结果如下:鲜重Wf-干重Wd，100% 鲜重Wf鲜重含水量= =86.09%鲜重Wf-干重Wd，100% 干重Wd干重含水量= =618.91%鲜重Wf-干重Wd，100%相对含水量==72.26% 饱和鲜重Wt-鲜重Wf【结果讨论】1.在测量饱和鲜重时，由于将蜀葵的花瓣剪成了小块，再水中浸泡之后，其伤口处分泌出大量粘液，因此用吸水纸吸去材料表面残留蒸馏水时，受黏液影响很大，有的粘液会被吸附，有的则残留在伤口处。
离体叶片保水力测定
离体叶片保水力测定
植物组织含水量和相对含水量（RWC）的测定
一、原理：
叶片在离体条件下具有保持原有水分的能力。
其保水力的大小与植物遗传性、细胞特性和原生质胶体性质有关。
因此，离体叶片的保水力可以反应植物原生质的耐脱水能力和叶片角质层的保水能力。
在一定时间内含水量越高，表明叶片保水力越强，抗旱性也越强。
二、仪器设备：
（1）千分之一天平；（2）小烧杯
三、材料：
上述溶液培养的小麦或玉米叶片。
四、方法步骤：
1、剪取各处理小麦叶片10片（不带叶鞘）并称重（组织
鲜重），迅速将叶片插入蒸馏水中饱和（2－3 h）取出叶片剪
去叶鞘，称其重量（饱和鲜重）。
然后将叶片悬于室内，使其在
空气中缓慢脱水，并每隔1－3小时称重一次，（共称3－4次）。
然后24 H 后再称重一次。
将叶片在80o C下烘干称取干重。
根
据所得数据计算出每次称重时的叶片含水量，再以脱水时间对
叶片含水量作图，即可看出各处理叶片保水力的差异。
2、根据：组织鲜重和饱和鲜重及干重计算出
植物组织含水量和相对含水量（RWC）。
实验流程：
取样（每处理各10片不带叶鞘）→称重（组织鲜重）→饱和（2－3h）→称重(饱和鲜重)→自然脱水，并称重（每隔1h称重一次，共3－4次，24h
后再称重一次）→烘干（80o C下烘止恒重）→称取干重。
注：1、样品处理：中午9－10点用PEG-6000;(0.5MPa) 处理2h；
中午12点称重（自然鲜重）并立即饱和（2－3
小时）下午2点上课。
2、记录：室温T、RH 值。
植物样品采集与制备及含水量测定
实验报告课程名称： 土壤学实验 指导老师： 倪吾钟 成绩：__________________实验名称： 植物样品采集与制备及含水量测定 同组学生姓名： 余慧珍 一、实验目的和要求 二、实验内容和原理 三、实验材料与试剂 四、实验器材与仪器五、操作方法和实验步骤 六、实验数据记录和处理 七、实验结果与分析 八、讨论、心得一、 实验目的和要求1. 掌握植物含水量的表示及测定方法；2. 掌握植物样品采方法及注意事项；3. 学习分析植物样品和表达测试结果。
二、 实验内容和原理1. 植物样品采集植物组织样品多用于植物营养诊断分析，可分为两类：全量养分分析和植物组织中尚未同化而存在于汁液中营养成分测定，即植物组织速测。
它们在采样方法及样品制备方面，有各自的特点和不同的要求。
本实验采集样品用于全量养分分析。
1) 采集样品植物生理研究测定结果的准确性，首先取决于样品对总体的代表性。
因此样品的采集除需遵循田间试验抽样技术一般原则外，还因各样品植物特点而有具体要求。
采样前需指定采样计划，考虑采样目的、时间、地点、样品数、植物名称、植物器官组织名臣、采样间距、步骤等因素。
本次实验采集原始样品用对角线取样法。
取样地点应远离田埂、地边一定距离，活在特定的取样区取样。
采集植物如需要不同器官测定，应将其剪开，以免养分运转。
剪碎样品过多时，可用四分法缩分至所需要量。
2) 制备样品需经过清洗、杀青、烘干、摩细、过筛、装瓶等过程。
植物样品应在刚采集后的新鲜状态冲洗，后用湿棉布或者纸巾擦净表面污染物或泥土等杂质，后用蒸馏水或去离子水淋洗1-2次。
一般测定时用干燥样品，为保持样品化学成专业： 农资1202 姓名： 平帆学号： 3120100152 日期： 2015.3.22 地点： 农生环B249装 订 线分不发生转变和损耗，应将样品置于105℃烘箱中15min以终止样品中的酶活动。
杀青后，应立即降低烘箱的温度，维持在70-80℃直至恒重，减少体内因呼吸作用和霉菌引起的生化变化。
植物组织自由水和束缚水含量测定
其中：
ψw 为组织的水势，MPa；
R 为气体常数=0.0083L·MPa /mol.K T 为绝对温度，K, 即 273℃+t℃ I 为解离系数，NaCl 的 i 值是 1.8 C 为等渗溶液的摩尔浓度。
所以，ψw = -RTiC=-0.0083*（273+16）*1.8*0.3=-1.295MPa≈-1.3MPa
五、实验结果：
1 号小瓶中，蓝色液滴下沉。 现象：出现蓝色线条。 2 号小瓶中，蓝色液滴下沉。 现象：蓝色液滴下沉速度较 1 号慢。 3 号小瓶中，蓝色液滴基本静止。现象：基本不动，有下降趋势。 4 号小瓶中，蓝色液滴向上升。 现象：向上浮动，速率较 3 快，较 2 慢。 综上，取试验溶液的浓度=3 号对照溶液浓度。
题目：实验一 植物组织自由水和束缚水含量测定 实验二 植物组织水势的测定
实验一 植物组织自由水和束缚水含量测定
一、实验目的：
1、学会植物组织含水量、自由水和束缚水含量的测定方法。 2、学会电子天平和阿贝氏折射仪等仪器的使用方法。
二、实验原理：
如图： W：蔗糖溶液重量 C1：处理前蔗糖溶液浓度（%） C2：处理后蔗糖溶液浓度（%） Wy：植物组织鲜重
4、3，4 号瓶各加入蔗糖溶液 5mL，盖上瓶盖，称重，放在实验台上进行水分交换约 2~3 小时，
其间不时摇动，用阿贝氏折射仪分别测定处理前后蔗糖的重量百分比浓度。
5、将阿贝氏折射仪的进样旋钮打开，用吸管吸取待测蔗糖溶液 1~2 滴，加入到射仪进样棱镜 的磨沙表面上，将棱镜关闭，调节色散旋钮至色散消失，调节读数旋钮，将黑白分界线调 到望远镜筒的十字交叉点上，然后在读数镜筒中读出蔗糖的重量百分浓度。
自由水和束缚水测定
植物组织中自由水和束缚水含量的测定植物组织中的水分以自由水和束缚水两种不同的状态存在。
自由水与束缚水含量的高低与植物的生长及抗性有密切关系。
自由水／束缚水比值高时，植物组织或器官的代谢活动旺盛，生长也较快，抗逆性较弱；反之，则生长较缓慢，但抗性较强。
因此，自由水和束缚水的相对含量可以作为植物组织代谢活动及抗逆性强弱的重要指标。
一、原理自由水未被细胞原生质胶体颗粒吸附而可以自由移动、蒸发和结冰，也可以作为溶剂。
束缚水则被细胞原生质胶体颗粒吸附而不易移动，因而不易被夺取，也不能作为溶剂。
基于上述特点以及水分依据水势差而移动的原理，将植物组织浸入高浓度（低水势）的糖溶液中一定时间后，自由水可全部扩散到糖液中，组织中便留下束缚水。
自由水扩散到糖液后（相当于增加了溶液中溶剂）便增加了糖液的重量，同时降低了糖液的浓度。
测定此降低了的糖液的浓度，再根据原先已知的高浓度糖液的浓度及重量，可求出浓度降低了的糖液的重量。
用浓度降低了的糖液的重量减去原来高浓度糖液的重量，即为植物组织中的自由水的重量（即扩散到高浓度糖液中的水的重量）。
最后，用同样的植物组织的总含水量减去此自由水的含量即是植物组织中束缚水的含量。
二、试剂与仪器设备（一）材料白菜叶片（二）试剂重量百分浓度为60 ％～65 ％的蔗糖溶液：用托盘天平称取蔗糖60 ～65 g ，置于烧杯中，加蒸馏水40 ～35 g ，使溶液总重量为100 g ，溶解后备用。
（三）仪器设备测糖仪，分析天平或电子天平（感量0.1 mg ），注射器，打孔器（直径0.5 cm 2 左右），烧杯（200ml），量筒。
三、实验步骤1. 植物组织中自由水含量的测定（ 1 ）注射器称重W 1。
（ 2 ）选取部位、长势、叶龄一致有代表性的叶片数片，用打孔器打取小圆片50 片（注意避开粗大的叶脉），装到注射器中，盖紧并精确称重W 2。
（ 3 ）加入60 ％～65 ％的蔗糖溶液5 mL 左右，再分别准确称重W 3。
植物组织中自由水和束缚水含量的测定
植物组织中自由水和束缚水含量的测定（一）目的植物组织中水份以两种不同状态存在：一种是和原生策胶体结合紧密的束缚水，它不参与代谢作用；另一种是与原生质胶体结合得不紧密，可自由移动的自由水，它参与种种代谢作用。
自由水/束缚水比率的大小，标志着植物代谢活性及抗逆性和强弱。
因此研究作物生理状态常要测定作物的自由水与束缚水的含量。
（二）原理把一已知重量的植物组织放入已知重量的高浓度的蔗糖溶液中，那么植物组织的自由水便会扩散到糖液中去，而束缚水是原生质胶本昆密结合在一起，不会扩散到糖液中去。
由于植物组织中的自由水扩散到糖液中去，这样降低了糖液的浓度。
因糖液的重理及原来的浓度是已知的。
根据糖液浓度降低的数值可计算出植物组织中自由水（即扩散到糖液中去的水）的含量。
另外，再测定同样植物组织中的总含水量，并由总含水量减去其中自由水的含量，这就是植物组织中束缚水的含量。
（三）材料及设备（1）待测的植物组织（最好是叶片），（2）公析天平，（3）折光仪，（4）注射器（10毫升），（5）称时瓶，（6）打孔器，（7）烘箱，（8）干燥器，（9）90%蔗糖溶液，（10）小橡皮塞（塞注射器小口用）。
（四）实验步骤1. 测定植物组织中总含水量选取一定部位及一定叶龄的叶片，用打孔器钻小圆片（避开粗的叶脉）50片，立即装入称好重（Wo）的称量瓶内精确地称重W1（克），置90℃烘臬至恒重（大约烘5小时），置干燥器中冷却后称重W2（克）。
按下列公式计算含水量（%）：式中：W0—称量瓶重W1—称量瓶+鲜叶重W2—称量瓶+干叶重2. 测定植物组织中自由水含量（1）取1支干净的注射器在连接针头的口上塞上小橡皮塞（或用细橡皮管制一帽状小套也很好用），一起放在分析天平上称期重G2（克）。
（2）选取一定部位及一定叶龄的叶片，用打孔器钻取小圆片（避开粗大的叶脉）50片，立即装入注射器内，连同注射器带叶圆片一起在天平上称重量G2（克）。
（3）用折光仪精确地测出60%蔗糖溶液的（G1），然后用注射器吸取已知浓度的糖液5毫升左右。
植物相对含水量的测定
植物的含水量 植物种类 生长环境 器官、组织的差异
构成植物 体的元素
水分 （10-95%）
干物质 （5－90%）
有机物 （90%）
无机物 （10%）
矿质元素？
C、H、O CO2 + H2O
植物体
105℃，30 min 80℃，48 h
燃烧
干物质
N N2 + NH3 + NO 少量S H2S + SO2
饱和鲜重—Wt
干重—Wd
100%
实验材料的选择
草本-白三叶（1-4）、木本-槐树（5-8）
暴马丁香 （9-12）、狗尾巴草（13-17） 也可以观察同一种植物不同器官间水分的情况，例如花和叶
。
总结数据、分析实验结果
思考题： 为什么相对含水量比绝对含水量更能反映植物体的 生理状态？
含水量是植物水分状况的重要指标，植物组织含水量不但直接影响植 物的生长、气孔状况，光合功能甚至作物产量，而且还对果蔬品质以 及种子和粮食的安全贮藏具有至关重要的作用。所以，植物组织含水 量的测定在植物生理学研究中具有重要的理论和实践意义。
RWC=(Wf－Wd) / (Wt－Wd)×100
（12-3）
式中WT：组织被水充分饱和后重量。
水分饱和亏（WSD）指植物组织实际相对含水量距饱和相对含水量（100% ）差值的大小。常用下式表示：
WSD=1－RWC ）
（12-4
实际测定时，可用下式计算：
WSD=(Wt－Wf) / (Wt－Wd)×100 5）
。
二、仪器与用具
天平（感量0.1mmg）；烘箱；剪刀；100ml烧杯3个；铝盒3 个；吸水纸。
三、方法
实验一植物组织含水量及水势的测定
自然含水量（WC）=（Wf-Wd）/Wf × 100% 相对含水量（RWC）=（Wf-Wd）/(Wfs-Wd) × 100% 水分饱和亏（WSD）=1-RWC
六、结果与计算
2、植物组织水势
等势点的渗透势即为叶片组织水势。
Ψw=-iCRT
i：解离系数，蔗糖为1； C：溶液的摩尔浓度； R：摩尔气体常数，R=0.0083 L·Mpa·mol-1·K-1 T：热力学温度K，即273 + t，t为实验温度，单位为℃。 (水势单位换算：1 atm=1.013 bar=101 kPa，1 Mpa=10 bar)
五、实验步骤
（二）植物组织水势的测定
1、用1M蔗糖母液配制一系列不同浓度的蔗糖溶液 （0.05、0.1、 0.2、 0.3、0.4、0.5、0.6M）。 2、取7支试管编号，分别加入适量不同浓度的蔗糖溶 液；同时取7个青霉素瓶，编号后分别加入2ml不同浓 度的蔗糖溶液。 3、用打孔器在叶片打孔取叶圆片（避开中脉），随机 取样，向每青霉素瓶放入相等数目（10~20片）的叶 圆片，加塞，放置30min，期间摇动数次。到时间后， 用大头针沾取少许甲烯蓝粉末加入青霉素瓶中，充分 混匀。 4、用毛细滴管从试验组的各瓶中依次吸取液体少许， 伸入对照组同样浓度溶液的中部，缓慢从毛细管尖端 横向放出一滴蓝色溶液，轻轻取出滴管，观察蓝色液 滴的移动方向。
相对含水量（Relative Water Content， RWC）
实际含水量 RWC = ×100％ 饱和含水量
水势的测定方法
液相平衡法:小液流法、质壁分离法 压力平衡法:压力室法 气相平衡法:热电偶湿度计法、露点法等
实验2,3 植物组织含水量的测定
下将样品均匀地快速干燥，样品表面不易受损，其
检测结果与国标烘箱法具有良好的一致性,具有可 替代性,且检测效率远远高于烘箱法。一般样品只 需几分钟即可完成测定。
HG63卤素水分测定仪技术参数
测量值
可读性水分含量 重复性(sd) 2 g样品 重复性(sd) 10 g样品 0.01 % 0.05 % 0.01 % √ √ √ 61 g 0.1 g 1 mg 环形卤素灯 40~200˚C 1˚C 标准、快速
2、仪器与用具：HG63卤素水分测定仪、剪刀。
顶 面 观
HG63卤素水分测定仪
主要由一台卤素加热单元和一台精密天平两 个仪器组成。 仪器根据热解重量原理：测定开始，水分测
定仪测定样品的重量，然后，样品由内置的 卤素加热单元和水分蒸发器快速加热。在干 燥过程中，仪器连续测定样品重量并显示失 去的水分。干燥结束时，显示水分含量和干 燥物质含量作为最终结果。
“结果显示类型”（样品水分含量以占鲜重%显 示 ） 去皮重按 。
2、植物叶片剪碎，注意大小尽量一致（2 mm × 5
mm），取样均匀，快速。
3、按“打开/关闭自动加样室，按键
，
加样品0.1～0.5 g取出样品盘，将样品摆匀 再按一次 键关闭。
4、按start键，仪器开始工作。待仪器自动停止 工作后，读取测量结果。
天平
最大样品量 最小样品量 可读性
干燥单元
干燥技术 温度范围 温度调节增量 升温程序
质量管理
天平校验 50 g 加热单元校验 100/160˚C 称量指导 主动/被动 参数修改保护 √ 符合GLP / GMP规范的打印输出 √
自动关机(5级)
该关机模式依据单位时间失重，只要在指定时间 内平均失重小于预设置，仪器就认为干燥过程完成，并 自动终止测量过程。在干燥过程中所显示的时间表示测 量过程经历时间。
植物组织含水量的测定实验
植物组织含水量的测定实验植物组织含水量是衡量植物健康状况和生理活性的重要指标之一。
通过准确测定植物组织的含水量，可以了解植物对水分的吸收和利用能力，进一步研究植物的生长发育和胁迫适应机制。
本文将介绍一种常用的测定植物组织含水量的实验方法。
实验材料和设备：1. 植物样品：可以选择不同的植物组织部位，如叶片、茎、根等；2. 称量器：精确称量植物样品的质量；3. 烘箱：用于干燥植物样品；4. 干燥皿：用于放置干燥后的植物样品；5. 试管：用于装载植物样品；6. 烧杯：用于称量和混合试剂；7. 纱布：用于过滤试剂；8. 隔水浴：用于加热试管。
实验步骤：1. 准备工作：a. 清洗和消毒所有实验器具，避免干扰实验结果。
b. 预热烘箱至恒温状态，通常设置为70℃。
c. 取适量的植物样品，尽量保持新鲜度，避免样品的水分损失。
2. 称量植物样品的质量：a. 使用称量器，将干净的容器称重，记录容器的质量。
b. 将预先准备好的植物样品放入容器中，并再次称重，记录植物样品和容器的总质量。
3. 干燥植物样品：a. 将称量好的植物样品放入烘箱中，保持一定的时间（通常为24小时）。
b. 取出烘干后的植物样品，放置于干燥皿中，待其冷却至室温。
4. 计算植物组织的含水量：a. 将干燥后的植物样品放入试管中，并记录试管的质量。
b. 加入一定体积的去离子水，使植物样品完全浸泡。
c. 将试管放入隔水浴中，加热至沸腾，保持一定时间（通常为1小时）。
d. 将试管取出，冷却至室温。
e. 使用称量器，将装有试管中植物样品和水的总质量进行测量。
植物组织含水量的计算公式如下：植物组织含水量（%）=（植物样品和水的总质量 - 干燥后的植物样品质量）/ 干燥后的植物样品质量× 100%实验注意事项：1. 在称量植物样品和试管时，要保持精确和准确，避免误差对结果的影响。
2. 干燥植物样品时，要确保烘箱温度的稳定性和适当的干燥时间，以充分去除植物样品中的水分。
实验一、植物组织含水量及水势的测定
（示范：吐水及小孔的扩散现象）
反映植物水分状况的指标
绝对含水量 相对含水量 水势 渗透势
一、实验目的
1、掌握植物含水量的表示及测定方法； 2、熟悉植物水势的测定原理及方法。
二、 实验原理
植物组织含水量的指标
鲜重− 干重 自然含水量= 100％ 自然含水量 ×100％ 鲜重
小液流法测定水势的原理
水总是从水势高处流向低处。 当植物组织放在外界溶液中，如植物组 织的水势小于溶液的渗透势，组织吸水， 外界溶液变浓，比重变大；如植物组织 水势大于溶液的渗透势，则反之；如二 者相等，则外界溶液的比重不变。
三、实验材料 实验材料
忍冬科金银木枝条
2%NaCl 4h 0.2%NaCl 4h 蒸馏水 4h
相对含水量（ 相对含水量（Relative Water Content， RWC） ， ）
实际含水量 RWC = 100％ ×100％ 饱和含水量
水势的测定方法
液相平衡法:小液流法、 液相平衡法 小液流法、质壁分离法 小液流法 压力平衡法:压力室法 压力平衡法 压力室法 气相平衡法:热电偶湿度计法 热电偶湿度计法、 气相平衡法 热电偶湿度计法、露点法等
i：解离系数，蔗糖为1； i 1 C：溶液的摩尔浓度； R：摩尔气体常数，R=0.0083 L·Mpa·mol-1·K-1 T：热力学温度K，即273 + t，t为实验温度，单位为℃。 (水势单位换算：1 atm=1.013 bar=101 kPa，1 Mpa=10 bar)
七、演示实验
吐水及小孔扩散现象观察
五、实验步骤
（二）植物组织水势的测定
1、用1M蔗糖母液配制一系列不同浓度的蔗糖溶液 （0.05、0.1、 0.2、 0.3、0.4、0.5、0.6M）。 2、取7支试管编号，分别加入适量不同浓度的蔗糖溶 液；同时取7个青霉素瓶，编号后分别加入2ml不同浓 度的蔗糖溶液。 3、用打孔器在叶片打孔取叶圆片（避开中脉），随机 取样，向每青霉素瓶放入相等数目（10~20片）的叶 圆片，加塞，放置30min，期间摇动数次。到时间后， 用大头针沾取少许甲烯蓝粉末加入青霉素瓶中，充分 混匀。 4、用毛细滴管从试验组的各瓶中依次吸取液体少许， 伸入对照组同样浓度溶液的中部，缓慢从毛细管尖端 横向放出一滴蓝色溶液，轻轻取出滴管，观察蓝色液 滴的移动方向。
植物组织含水量的测定
实验 2 植物组织含水量的测定、原理植物组织的含水量是反映植物组织水分生理状况的重要指标，如水果、蔬菜含水量的多少对其品质有影响，种子含水状况对安全贮藏更有重要意义。
利用水遇热蒸发为水蒸汽的原理，可用加热烘干法来测定植物组织中的含水量。
植物组织含水量的表示方法，常以鲜重或干重% 表示，有时也以相对含水量% （或称饱和含水量% ）表示。
后者更能表明它的生理意义。
二、实验材料与仪器设备（一）实验材料植物鲜组织。
（二）仪器设备分析天平，剪刀，烘箱，铝盒，干燥器，吸水纸，坩埚钳。
三、实验步骤l. 自然含水量的测定（ 1 ）铝盒的恒重将洗净的两个铝盒编号，放在105 ℃恒温烘箱中，烘 2 小时左右，用坩锅钳取出放入干燥器中冷却至室温后，在分析天平上称重，再于烘箱中烘 2 小时，同样于干燥器中冷却称重，如此重复 2 次（ 2 次称重的误差不得超过0.002g ），求得平均值W 1 ，将铝盒放入干燥器中待用。
（ 2 ）将待测植物材料（如叶子等）从植株上取下后迅速剪成小块，装入已知重量的铝盒中盖好，在分析天平上准确称取重量，得铝盒与鲜样品总量为W 2 ，然后于105 ℃烘箱中干燥4 ～ 6 小时（注意要打开铝盒盖子）。
取出铝盒，待其温度降至60 ～70 ℃后用坩锅钳将铝盒盖子盖上，放在干燥器中冷却至室温，再用分析天平称重，然后再放到烘箱中烘 2 小时，在干燥器中冷却至室温，再称重，这样重复几次，直至恒重为止。
称得重量是铝盒与干样品总重量W 3 。
烘时注意防止植物材料焦化。
如系幼嫩组织可先用100 ～105 ℃杀死组织后，再在80 ℃下烘至恒重。
（ 3 ）记录及计算表1-1 植物组织含水量记录表编号铝盒重（W 1 ）铝盒+ 样品鲜重（W 2 ）铝盒+ 样品干重（W 3 ）样品鲜重W f = W 2 –W 1样品干重W d = W 3 –W 12. 相对含水量的测定方法（或称饱和含水量法）此法是以植物组织的饱和含水量为基础来表示组织的含水状况，因为作为计算基础的组织饱和含水量有较好的重复性，而组织的鲜重、干重不太稳定（鲜重常随时间及处理条件而有变化，生长旺盛的幼嫩叶子，常随时间而会显著增加，所以要进行不同时期含水量的对比就不恰当）。
植物生理学实验
处理
1
2
3
4
5
K+
Na+
蒸馏水
每个处理测 5 个值，求平均。
五、思考及分析 比较气孔开度大小，并分析原因。
实验三 叶绿体色素的提取、理化性质与含量测定
一、原理 叶绿素在叶绿体内以它的亲水部分与蛋白质结合，亲脂部分与拟脂结合，必须 用含水的有机溶剂才能把叶绿素提出。 （一）皂化作用
原理：叶绿素是一种双羧酸的脂类，能与碱发生皂化反应，产生叶绿酸的盐及游离的叶 绿醇、甲醇，叶绿酸的盐形成以后，因分子极性增大，易容于稀酒精溶液中，不能进入 苯层，而类胡萝卜素在苯中溶解性大于在甲醇、乙醇中，这就易于把叶绿素与胡萝卜素 分开。 （二）氢和铜对叶绿素分子中镁的取代作用 原理：叶绿素分子中啉环上的 Mg 处于不稳定的状态，可被 H、Cu、Zn 离子取代
材料：小麦种子 仪器：烧杯、培养皿、刀片、镊子、恒温箱 药品：0.5%TTC 溶液 （三）实验步骤 1． 浸种：将待测种子在 30～35℃浸种（6～8 小时）。 2． 显色：取吸胀的种子 200 粒，用刀片沿种子胚的中心线纵切为两半，将其中的一
半置于一只培养皿中，加入适量的 0.5%TTC（以覆盖种子为度），然后置于 30℃ 恒温箱中 0.5～1 小时。另一半在沸水中煮 5 分钟杀死种胚，做同样染色处理，作 为对照。结果，凡胚被染色的是活种子。
二、实验材料：仪器和试剂
（4） 材料：蚕豆叶 （5） 仪器：显微镜、温箱、培养皿等 （6） 试剂：0.5%KNO3、0.5NaNO3、蒸馏水 三、实验步骤：
a) 取 3 个培养皿编号，分别放入 15ml0.5%KNO3、0.5NaNO3、蒸馏水。 b) 撕蚕豆叶下表皮分别放入 3 个培养皿。 c) 将 3 个培养皿放入 25 温箱，保温 0.5 小时。 d) 取出培养皿置于人工光照条件下，照光 0.5 小时。 e) 在显微镜下观察气孔的开度。 四、数据记录及处理
实验 植物组织中自由水和束缚水含量的测定
实验1 植物组织中自由水和束缚水含量的测定植物组织中的水分以自由水和束缚水两种不同的状态存在。
自由水与束缚水含量的高低与植物的生长及抗性有密切关系。
自由水／束缚水比值高时，植物组织或器官的代谢活动旺盛，生长也较快，抗逆性较弱；反之，则生长较缓慢，但抗性较强。
因此，自由水和束缚水的相对含量可以作为植物组织代谢活动及抗逆性强弱的重要指标。
一、实验目的1、了解和掌握自由水和束缚水测定的原理和意义及测定的方法2、熟悉阿贝折射仪的使用二、原理:自由水未被细胞原生质胶体颗粒吸附而可以自由移动、蒸发和结冰，也可以作为溶剂。
束缚水则被细胞原生质胶体颗粒吸附而不易移动，因而不易被夺取，也不能作为溶剂。
基于上述特点以及水分依据水势差而移动的原理，将植物组织浸入高浓度（低水势）的糖溶液中一定时间后，自由水可全部扩散到糖液中，组织中便留下束缚水。
自由水扩散到糖液后（相当于增加了溶液中溶剂）便增加了糖液的重量，同时降低了糖液的浓度。
测定此降低了的糖液的浓度，再根据原先已知的高浓度糖液的浓度及重量，可求出浓度降低了的糖液的重量。
用浓度降低了的糖液的重量减去原来高浓度糖液的重量即为植物组织中的自由水的量（即扩散到高浓度糖液中的水的量）。
最后，用同样的植物组织的总含水量减去此自由水的含量即是植物组织中束缚水的含量。
三、材料、仪器设备及试剂1、材料：新鲜的植物叶片2、仪器设备：1.阿贝折射仪；2.分析天平或电子顶载天平（感量0.1mg）；3.烘箱；4.干燥器；5.称量瓶；6.打孔器（面积0.5cm2左右）；7.烧杯；8.瓷盘；9.托盘天平（1/100g）；10.量筒。
3、试剂：重量百分浓度为60％的蔗糖溶液：用托盘天平称取蔗糖60g，置烧杯中，加蒸馏水40g，使溶液总重量为100g，溶解后备用。
四、实验步骤（一）阿贝折射仪法1.植物组织中总含水量的测定（1）取称量瓶1只。
（2）在田间选取生长一致的待测的植物数株，各选部位、长势、叶龄一致的有代表性叶子数片。
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实验 2 植物组织含水量的测定
一、原理
植物组织的含水量是反映植物组织水分生理状况的重要指标，如水果、蔬菜含水量的多少对其
品质有影响，种子含水状况对安全贮藏更有重要意义。
利用水遇热蒸发为水蒸汽的原理，可用
加热烘干法来测定植物组织中的含水量。
植物组织含水量的表示方法，常以鲜重或干重 % 表
示，有时也以相对含水量 % （或称饱和含水量 % ）表示。
后者更能表明它的生理意义。
二、实验材料与仪器设备
（一）实验材料
植物鲜组织。
（二）仪器设备
分析天平，剪刀，烘箱，铝盒，干燥器，吸水纸，坩埚钳。
三、实验步骤
l. 自然含水量的测定
（ 1 ）铝盒的恒重将洗净的两个铝盒编号，放在 105 ℃恒温烘箱中，烘 2 小时左右，用坩
锅钳取出放入干燥器中冷却至室温后，在分析天平上称重，再于烘箱中烘 2 小时，同样于干
燥器中冷却称重，如此重复 2 次（ 2 次称重的误差不得超过 0.002g ），求得平均值 W 1 ，
将铝盒放入干燥器中待用。
（ 2 ）将待测植物材料（如叶子等）从植株上取下后迅速剪成小块，装入已知重量的铝盒中
盖好，在分析天平上准确称取重量，得铝盒与鲜样品总量为 W 2 ，然后于 105 ℃烘箱中干燥
4 ～ 6 小时（注意要打开铝盒盖子）。
取出铝盒，待其温度降至 60 ～ 70 ℃后用坩锅钳将
铝盒盖子盖上，放在干燥器中冷却至室温，再用分析天平称重，然后再放到烘箱中烘 2 小时，
在干燥器中冷却至室温，再称重，这样重复几次，直至恒重为止。
称得重量是铝盒与干样品总
重量 W 3 。
烘时注意防止植物材料焦化。
如系幼嫩组织可先用 100 ～ 105 ℃杀死组织后，
再在 80 ℃下烘至恒重。
（ 3 ）记录及计算
表 1-1 植物组织含水量记录表
编号铝盒重（ W 1 ）铝盒 + 样品鲜重（ W 2 ）铝盒 + 样品干重（ W 3 ）
样品鲜重W f = W 2 – W 1
样品干重W d = W 3 – W 1
2. 相对含水量的测定方法（或称饱和含水量法）
此法是以植物组织的饱和含水量为基础来表示组织的含水状况，因为作为计算基础的组织饱和
含水量有较好的重复性，而组织的鲜重、干重不太稳定（鲜重常随时间及处理条件而有变化，
生长旺盛的幼嫩叶子，常随时间而会显著增加，所以要进行不同时期含水量的对比就不恰当）。
一般认为采用相对含水量表示组织的水分状况，比用自然含水量表示为好。
（ 1 ）同 1 ，先求得组织鲜重W f ，然后将样品浸入蒸馏水中数小时，使组织吸水达饱和状态（浸水时间因材料而定）。
取出用吸水纸吸去表面的水分，立即放于已知重量的铝盒中称重，再浸入蒸馏水中一段时间后取出吸干外面水分，再称重，直至与上次重量相等为止。
此即为植物组织在吸水饱和时的重量，称饱和鲜重W t 。
再如 1 法将样品烘干，求得组织干重W d 。
W t –W d 即为饱和含水量。
（ 2 ）计算
[ 思考题 ]
测定饱和含水量时，植物材料在水中浸泡时间过短或过长会出现什么问题？。