脂质体转染

外源基因进入细胞主要有四种方法：电击法、磷酸钙法和脂质体介导法和病毒介导法。

电击法是在细胞上短时间暂时性的穿孔让外源质粒进入；磷酸钙法和脂质体法是利用不同的载体物质携带质粒通过直接穿膜或者膜融合的方法使得外源基因进入细胞；病毒法是利用包装了外源基因的病毒感染细胞的方法使得其进入细胞。

但是由于电击法和磷酸钙法的实验条件控制较严、难度较大；病毒法的前期准备较复杂、而且可能对于细胞有较大影响；所以现在对于很多普通细胞系，一般的瞬时转染方法多采用脂质体法。

利用脂质体转染法最重要的就是防止其毒性，因此脂质体与质粒的比例，细胞密度以及转染的时间长短和培养基中血清的含量都是影响转染效率的重要问题，通过实验摸索的合适转染条件对于效率的提高有巨大的作用。

一、实验材料
1、宿主细胞CHO（贴壁细胞）
2、脂质体LIPOFECTAMINE 2000（invitrogen公司）
3、6孔细胞培养版
4、无血清培养基OPTI-MEM（GIBICO）
5、转染级质粒
二、实验步骤
invitrogen的LIPOFECTAMINE 2000说明书上列举了24孔、12孔、6孔......板的实验体系，因为需要转染的细胞量大，所以一直采用的是6孔版做的转染。

以下是以6孔板为例说明一下我的体系和方法吧！
1、转染前一天，以合适的细胞密度接种到6孔培养板上。

（我的接种密度是3~4*105/ml.）转染时，细胞要达到90~95%的融合。

2、溶液1：240ul 无血清培养基+ 10 ul lipofectamine 2000 per well （总体积250 ul）（温育5min）
3、溶液2：X ul 无血清培养基+ 4 ug 质粒per well（总体积250 ul）
4、将溶液1与溶液2混合，室温下置20min。

5、与此同时，将6孔板中的细胞用无血清培养基冲洗细胞两遍后，加入2ml 无血清培养基。

6、将溶液1与溶液2的混合液逐滴加入孔中，摇动培养板，轻轻混匀。

在37℃，5％的CO2中保温5~6小时。

7、6小时后，更换含有血清的全培养基，在37℃，5％的CO2中48~72h检测转染水平。

8、如果做稳定转染，换全培养基培养后24h，即可以1：10或更高的稀释比例（根据细胞的生长情况）接种到新的培养板，加抗生素进行筛选。

三、个人经验：
我觉得贴壁细胞的脂质体转染还是很容易的，有了经验之后，现在做转染得心应手，转染前后细胞的形态几乎不发生变化，几乎没有细胞死亡。

转染率很高。

以下是个人经验，与大家分享。

1.细胞的状态。

这点非常重要，不要急于求成，一定要让细胞处于最佳的生长状态再做。

有文献说传代不要超过17代。

我总是在细胞复苏后的3代左右做，那时细胞状态最好，不要用传了很多代的细胞去做，细胞的形态都会发生变化了。

2.细胞的融合度。

细胞的融合度必须要达到90%才能做，细胞太少，容易死的。

3.无血清培养基OPTI-MEM（GIBICO）很好用，有条件的话，就用它代替PBS 洗细胞两遍（我曾比较过OPTI-MEM与PBS或无血清的DMEM，前者的转染效率确实高）。

注意洗的时候要轻，靠边缘缓缓加入液体，然后不要吹吸细胞，而是转动培养板让液体滚动在细胞表面。

如果洗的太厉害，细胞又损失一部分，加了脂质体后，细胞受影响就更大了，死亡细胞会增多。

4.加入无血清培养基后5~6小时更换全培养基。

无血清培养基培养时间过长，对细胞是有毒性的，这里有血的教训！
5.转染的质粒一定纯度好、浓度高、无内毒素。

浓度不要低于0.35ug/ul。

低浓度的质粒，我做的结果都不好。

6.48小时mRNA表达最高；72h蛋白表达最高。

脂质体(lipofectin regeant，LR)试剂是阳离子脂质体N-[1-2，3-Dioleyoxy，Propyl]-n，n，n-Trimethylammonium Chloride(DOTMA)和Dioleoyl photidye-thanolamine(DOPE)的混合物[1：1(w/w)]。

它适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中，是目前条件下最方便的转染方法之一。

转染率高，优于磷酸钙法，比它高5~100倍，能把DNA和RNA转染到各种细胞。

用LR进行转染时，首先需优化转染条件，应找出该批LR对转染某一特定细胞适合的用量、作用时间等，对每批LR都要做：第一，先要固定一个DNA的量和DNA/LR混合物与细胞相互作用的时间，DNA可从1~5μg和孵育时间6小时开始，按这两个参数绘出相应LR需用量的曲线，再选用LR和DNA两者最佳的剂量，确定出转染时间(2~24小时)。

因LR对细胞有一定的毒性，转染时间以不超过24小时为宜。

细胞种类：COS-7、BHK、NIH3T3、Hela和Jurkat等任何一种细胞均可作为受体细胞。

一、脂质体(liposome)转染方法原理
脂质体(liposome)转染方法原理：脂质体((Iiposome)作为体内和体外输送载体的工具，已经研究的十分广泛，用合成的阳离子脂类包裹DNA，同样可以通过融合而进人细胞。

使用脂质体将DNA带人不同类型的真核细胞，与其它方法相比，有较高的效率和较好的重复性。

中性脂质体是利用脂质膜包裹DNA，借助脂质膜将DNA导入细胞膜内。

带正电的阳离子脂质体，DNA并没有预先包埋在脂质体中，而是带负电的DNA自动结合到带正电的脂质体上，形成DNA-阳离子脂质体复合物，从而吸附到带负电的细胞膜表面，经过内吞被导入细胞。

二、脂质体转染操作步骤
1、操作步骤[方法一]：
(1)细胞培养：取6孔培养板(或用35mm培养皿)，向每孔中加入2mL含1~2×105个细胞培养液，37℃CO2培养至40%~60%汇合时(汇合过分，转染后不利筛选细胞)。

(2) 转染液制备：在聚苯乙稀管中制备以下两液(为转染每一个孔细胞所用的量)A液：用不含血清培养基稀释1-10μg DNA，终量100μL，B液：用不含血清培养基稀释2-50μgLR，终量100μL，轻轻混合A、B液，室温中置10-15分钟，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染(如出现沉淀可能因LR或DNA浓度过高所致，应酌情减量)。

(3)转染准备：用2mL不含血清培养液漂洗两次，再加入1mL不含血清培养液。

(4)转染：把A/B复合物缓缓加入培养液中，摇匀，37℃温箱置6~24小时，吸除无血清转染液，换入正常培养液继续培养。

(5)其余处理如观察、筛选、检测等与其它转染法相同。

注意：转染时切勿加血清，血清对转染效率有很大影响。

2、快速脂质体转染法操作步骤如下[方法二]：
(1)以5×105细胞/孔接种6孔板(或35mm培养皿)培养24小时，使其达到50~60%板底面积。

(2)在试管中配制DNA/脂质体复合物方法如下：
①在1mL无血清DMEM中稀释PSV2-neo质粒DNA或供体DNA。

②旋转1秒钟，再加入脂质体悬液，旋转。

③室温下放置5~10分钟，使DNA结合在脂质体上。

(3)弃去细胞中的旧液，用1mL无血清DMEM洗细胞一次后弃去，向每孔中直接加入1mL DNA/脂质体复合物，37℃培养3~5小时。

(4)再于每孔中加入20%FCS的DMEM，继续培养14~24小时，
(5)吸出DMEM/DNA/脂质体混合物加入新鲜10%FCS的DMEM，2mL/孔，再培养
24~48小时。

(6)用细胞刮或消化法收集细胞，以备分析鉴定。

3、稳定的脂质体转染方法如下：
(1)接种细胞同前，细胞长至50%板底面积可用于转染。

(2)DNA/脂质体复合物制备转染细胞同前(2)、(3)步骤。

(3)在每孔中加入1mL、20%FCS的DMEM，37℃培养48小时。

(4)吸出DMEM，用G418选择培养液稀释细胞，使细胞生长一定时间，筛选转染克隆，方法参照细胞克隆筛选法进行。

三、个人经验：
本人用的是Invitrogen公司的Lipofectamine2000在24孔板转染单层贴壁细胞。

(别的方法可以参考生产商提供的protocol)
1、转染前1天将0.5～2×105细胞接种于24孔培养板，并加入500ul不含抗生素的完全培养基，以保证转染时细胞汇合达90～95%。

2、准备复合物
(1) 将0.8ug DNA稀释于50ul无血清无抗生素的培养液中轻轻浑匀。

(2) 将2ul Lipofectamine2000稀释于50ul无血清无抗生素的培养液中，轻轻浑匀，室温孵育5分。

注意：必须在25分内进行。

(3) 5分后将它们混合，并轻轻浑匀，室温孵育20分。

3、吸去培养板的培养基，用PBS或无血清培养基(最好)清洗细胞2次。

4、将复合物(总体积100ul)加入培养孔，前后摇动培养板使其分布均匀。

5、将细胞放入培养箱孵育4～6h后，可以更换含血清培养液去除复合物(也可不用)。

6、24～48h后可以观察转入基因表达情况。

7、稳定转染：换含血清培养基24h后将细胞以1：10(或更高比例)传代，1天后更换筛选培养基筛选。

8、优化：要保证细胞汇合率达90～95%(比较高);DNA/ Lipofectamine2000比率1：0.5～1：5，一般细胞1：2～3.
脂质体转染法的主要优点是可用将DNA转染至悬浮或者铁壁细胞培养、转染效率相对较高、对基因片段大小的限制较小等，但是
阳离子脂质体对细胞的毒性相对较高，为了防止其毒性，要摸索好如下实验条件：脂质体与质粒的比例、细胞转染时间等。

为什么在过程中要用OPTI-MEM无血清培养基？
1.血清胶体过多，影响脂质体打孔。

血清胶体能和脂质体交联，影响其效率。

2.用无血清media的目的是让细胞饥饿，更利于脂质体的吸收
3.脂质体稀释在50微升无血清培养基主要是因为脂质体与血清培养基共转染会加重
细胞损害.血清虽可以提供营养,但血清中的异源蛋白在共转染时,却能损害细胞.
什么是OPTI-MEM？
Opti-MEM® I 减血清培养基是EMEM 的改良型，其中使用了HEPES 和碳酸氢钠进行缓冲，并添加次黄嘌呤、胸苷、丙酮酸钠、L-谷氨酰胺、痕量元素和生长因子。

在含血清培养基中生长的大多数细胞都能转移到Opti-MEM® 减血清培养基中，其血清含量至少降低了50% 。

在使用我们提供的转染试剂列表中的试剂进行阳离子脂质体转染时，Opti-MEM® I 减血清培养基是您的理想之选。

什么是MEM?
MEM培养基（minimum essential medium）是动物细胞培养中的常用的培养基，
主要是贴壁细胞的培养，修改配方后也可用于其他类型细胞培养，例如如无钙（Ca）MEM培养基可被用于悬浮细胞的培养，而Hank’s平衡盐的MEM培养基可被用于
二倍体细胞的培养。

什么是DMEM?
又分为高糖型（低于4500mg/L）和低糖型(低于1000mg/L)。

高糖型有利于细胞停泊于一个位置生长，适于生长较快、附着较困难肿瘤细胞等。

什么叫共转染？
表达一个DNA分子上的基因标记的细胞经常也表达另一个DNA分子携带的基因标记，这种物理上不相连的基因被整合到同一整合序列并在同一转染细胞内表达的现象叫做共转染
什么是瞬时转染？
瞬时转染（transient transfection）是将DNA导入真核细胞的方式之一。

在瞬时转染中，重组DNA导入感染性强的细胞系以获得目的基因暂时但高水平的表达。

转染的DNA不必整合到宿主染色体，可在比稳定转染较短时间内收获转染的细胞，并对溶解产物中目的基因的表达进行检测
什么是稳定转染？
稳定转染或持久的转染是用于建立克隆的细胞系，这种细胞系中转染的目的基因整合到染色体DNA中并指导适量目的蛋白的合成。

一般来说（由细胞类型决定），形成稳定转染细胞的效率比瞬时转染（transient transfection）的效率低1到2个数量级。

利用可选择的遗传标记物有利于从非转染细胞的毕竟中分离出稀少的稳定转染物。