实验动物学实验报告大鼠小鼠小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作.docx
实验动物学实验报告（共篇）
实验动物学实验报告（共篇）实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
大鼠基本实验报告
一、实验目的1. 掌握大鼠的基本操作技术，包括捉拿、固定、称重、性别鉴定等。
2. 熟悉大鼠的解剖结构，了解各器官的位置和功能。
3. 学习实验动物的饲养管理，提高实验操作的熟练程度。
二、实验材料与器材1. 实验动物：成年大鼠若干2. 器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯、解剖显微镜、生理盐水等三、实验方法1. 大鼠捉拿与固定（1）捉拿：右手提起鼠尾，用左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，使其头部自然下垂，右手用食指和无名指夹住鼠尾，轻轻将大鼠拉出鼠笼。
（2）固定：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。
2. 大鼠性别鉴定（1）外观观察：观察大鼠的体型、毛发、生殖器等特征，判断性别。
（2）解剖观察：将大鼠解剖，观察生殖器官，判断性别。
3. 大鼠称重将大鼠放在天平上，去皮称重，记录体重。
4. 大鼠灌胃给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。
（2）操作：右手提起大鼠，使其头部后仰，左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，右手用灌胃针插入大鼠口腔，缓慢注入药物。
5. 大鼠腹腔注射给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。
（2）操作：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。
用注射器将药物注入腹腔。
6. 大鼠解剖（1）观察：观察大鼠的器官位置、形态、颜色等。
（2）记录：记录各器官的重量、长度等数据。
四、实验结果与分析1. 大鼠性别鉴定：实验过程中，共鉴定出雄性大鼠若干只，雌性大鼠若干只。
2. 大鼠体重：实验开始时，大鼠体重为（平均值±标准差）g；实验结束时，大鼠体重为（平均值±标准差）g。
3. 大鼠灌胃给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。
4. 大鼠腹腔注射给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。
医学生小鼠大鼠实验报告
医学生小鼠大鼠实验报告一、实验目的本实验旨在通过对小鼠和大鼠的实验观察，研究它们在不同条件下的生理和行为特征，为进一步研究人类疾病提供参考。
二、实验方法2.1 实验材料- 小鼠：品系为C57BL/6J，年龄为6周，雄性/雌性各半；- 大鼠：品系为Wistar，年龄为8周，雄性/雌性各半；- 实验箱：包括饲养箱、观察箱和运动箱；- 实验器械：包括计量器、光源、摄像等。
2.2 实验设计1. 小鼠实验组：将小鼠放入饲养箱，观察其饮水量、食物摄入量和运动状态。
每天记录一次，持续观察7天。
2. 大鼠实验组：将大鼠放入观察箱，暴露在不同温度环境中（分别为25和37），观察其体温变化。
每小时记录一次，持续观察4小时。
三、实验结果3.1 小鼠实验结果在实验期间，观察到小鼠的饮水量和食物摄入量逐渐增加，运动状态表现为跑动和探索环境。
具体数据如下表所示：日期饮水量（ml）食物摄入量（g）运动状态第1天10 5 跑动第2天12 6 跑动第3天14 7 跑动第4天16 9 跑动第5天18 11 跑动第6天20 13 跑动第7天22 15 探索环境3.2 大鼠实验结果在25的温度环境下，大鼠的体温保持在正常范围内，变化不大。
而在37的高温环境下，大鼠的体温显著升高。
具体数据如下表所示：时间体温（）第1小时36.8第2小时36.9第3小时37.0第4小时37.1四、实验讨论4.1 小鼠实验讨论小鼠在实验期间表现出较高的饮水量和食物摄入量，说明它们需要充足的能量来满足正常生长发育的需要。
而运动状态的增加可能与它们的活跃性有关，小鼠是夜行性动物，喜欢在夜晚活动。
4.2 大鼠实验讨论在25的温度环境下，大鼠的体温保持在正常范围内，说明它们能够通过自身调节保持体温的稳定。
而在37的高温环境下，大鼠的体温显著升高，说明它们对于高温有较弱的适应能力。
五、实验结论通过本实验的观察结果，我们可以得出以下结论：1. 小鼠在实验期间表现出较高的饮水量、食物摄入量和运动状态，提示其正常生长发育需要大量的能量和活动。
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作一、实验目的：本实验的目的是学习和掌握大鼠和小鼠的基本实验操作，并通过实际操作加深对实验动物学的理解。
二、实验材料和仪器：1.实验动物：本实验采用大鼠和小鼠作为实验动物。
2.实验材料：a.饲料：适用于大鼠和小鼠的饲料。
b.饮水：大鼠和小鼠所需的饮水。
c.防护用品：手套、口罩、工作服等。
3.实验仪器：称量器、注射器、实验笼等。
三、实验步骤：小鼠的基本实验操作：1.饲养：a.准备实验笼：清洗实验笼并确保洁净无菌。
b.注入饮用水：将饮用水注入到实验笼的水槽中。
c.放入饲料：将适量的饲料放入实验笼的饲料盆中。
d.放入小鼠：将小鼠轻轻放入实验笼中，并确保每只小鼠有足够的空间。
e.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.准备秤量器：准备一台准确的秤量器。
b.小鼠暂时移动：将小鼠轻轻移动到秤量器上，记录小鼠的体重。
c.小鼠放回实验笼：将小鼠安全放回原来的实验笼中。
3.注射：a.准备注射器和药物：准备一支注射器，并配制好需要注射的药物。
b.固定小鼠：采用适当的方式固定小鼠，如手持小鼠的颈部或者使用专用固定架。
c.注射药物：将药物缓慢注射到小鼠的体内，确保注射过程不会引起小鼠的不适。
d.观察并记录：观察小鼠注射区域的反应，并记录相关数据。
大鼠的基本实验操作：1.饲养：a.饲料和饮水的准备与放置方法与小鼠相同。
b.放养环境的准备：根据大鼠的特点，提供较大的实验笼和足够的空间。
c.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.方法与小鼠相同。
3.注射：a.方法与小鼠相同。
四、实验结果和讨论：通过本次实验操作，我们学习和掌握了小鼠和大鼠的基本实验操作。
在饲养方面，我们了解到提供干净的实验笼、适当的饲料和饮水对实验动物的健康至关重要。
在体重测量方面，我们掌握了如何用秤量器准确测量实验动物的体重。
在注射方面，我们学会了如何固定实验动物并将药物缓慢注射到体内。
动物实验的基本操作技术实验报告
实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
2）按“三-2-1）”的方法捉拿小鼠，并使小鼠腹腔向上；3）事先吸取好液体的注射器针尖平面朝上，平行扎入皮内后，注射器与腹腔呈45度角刺入腹腔，感觉针尖部分可以移动，将注射针向后抽出一点，注射样品。
鼠实验基本技术实验报告
一、实验目的本次实验旨在学习并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，具体包括：1. 熟悉健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。
2. 掌握小鼠灌胃给药与腹腔注射给药的技术。
3. 了解小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义。
4. 熟悉小鼠的标记、解剖步骤及正常脏器观察。
5. 了解实验动物的被毛去除方法、粪尿收集、血液样本采集方法。
二、实验材料和器材动物：小鼠器材：- 鼠笼- 天平- 注射器- 灌胃针- 止血钳- 手术剪- 平皿- 托盘- 烧杯若干三、实验方法1. 对小鼠进行观察：- 观察指标：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2. 小鼠捉拿：- 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，使小白鼠将前肢固定于粗糙面上。
- 迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3. 小鼠性别鉴定：- 观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。
- 成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4. 小鼠称重：- 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。
- 将小鼠置于平皿中，待读数稳定后记录其体重。
5. 小鼠灌胃给药：- 将小鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入小鼠口腔，直至药物完全灌入。
6. 小鼠腹腔注射给药：- 用手术剪在小鼠腹部剪一个小口，用注射器将药物注入腹腔。
7. 小鼠颈椎脱臼法处死：- 将小鼠固定在实验台上，用一只手握住小鼠的头部，另一只手握住小鼠的尾部，使小鼠呈弓形。
- 用力拉扯小鼠的头部和尾部，使颈椎脱臼，导致小鼠死亡。
8. 小鼠脏器系数的测定：- 处死小鼠后，取出其心脏、肝脏、肾脏等脏器，用天平称重。
- 计算脏器系数：脏器重量（g）/体重（g）× 100%。
大鼠实验的基本操作实验报告(一)
大鼠实验的基本操作实验报告(一)大鼠实验的基本操作实验报告引言•介绍大鼠实验的目的和意义•阐述大鼠实验对科学研究的重要性实验材料•列出实验所需的材料和器具•包括大鼠、实验药物、实验仪器等实验方法1.大鼠选择和处理•详细描述大鼠的选择标准和处理方法•包括大鼠的品种、年龄和性别要求2.实验药物制备和给药方式•说明实验药物的制备过程和剂量选择•描述给药方式，如胃鲜浆灌胃、皮下注射等3.实验前的准备工作•列出实验前需要做的准备工作，如消毒、配置实验仪器等4.实验过程•详细叙述实验操作的步骤和顺序•包括大鼠的观察和数据记录等5.数据处理和统计分析•描述实验数据的处理方法和统计学方法•展示实验结果的数据图表结果与讨论•对实验结果进行解释和讨论•分析实验数据的统计意义和科学价值结论•总结实验的主要发现和结论•指出实验的不足之处和改进的方向参考文献•引用相关的文献和资料，提供参考依据致谢•承认和感谢对实验做出贡献的人或机构引言•大鼠实验是生物医学领域常用的实验手段，可以帮助科学家研究疾病机制、评估药物疗效等。
•通过进行大鼠实验，可以获取重要的生物学数据，为进一步的研究提供基础。
实验材料•大鼠：使用成年雄性Sprague-Dawley大鼠，体重克。
•实验药物：本次实验使用了XX药物（药物名称）。
•实验仪器：包括注射器、天平、实验笼等。
实验方法1.大鼠选择和处理•选择性别和体重相近的大鼠进行实验。
•在实验前一天，将大鼠适应新环境。
2.实验药物制备和给药方式•XX药物制备：将XX药物按照所需剂量溶解于生理盐水中。
•给药方式：采用皮下注射给药，注射部位为大鼠腹部。
3.实验前的准备工作•对实验器具进行消毒。
•配置实验仪器，如准备好注射器、天平等。
4.实验过程•将大鼠随机分为实验组和对照组。
•实验组：给予XX药物注射。
•对照组：给予相同体积的生理盐水注射。
•观察大鼠的行为和身体状况，并记录相关数据。
5.数据处理和统计分析•使用统计软件进行数据处理和统计学分析。
大鼠手术基本操作实验报告
大鼠手术基本操作实验报告一、前言在基础医学实验教学中，大鼠手术是必不可少的一部分，它是许多研究的重要前提和基础。
对于医学生而言，学习大鼠手术基本操作是必不可少的，因为它不仅有助于我们理论知识的学习，更可以提高我们的动手能力和实验技能。
在本文中，我将分享我在大鼠手术基本操作实验中的经验和体会。
二、实验前准备在进行大鼠手术前我们需要进行必要的实验前准备工作。
1. 实验器材和药品准备我们需要准备大鼠手术所需的器材和药品，如手术刀、镊子、缝合针、缝线、止血钳、消毒药水、麻醉剂、止痛剂和抗生素等。
2. 动物准备在进行大鼠手术前，我们需要充分准备动物。
首先需要进行动物的饲养，保证动物的健康和营养状态。
其次，需要进行动物的过夜禁食，以避免手术时消化道内容物的滞留和吐出。
最后，动物需要进行全身清洁，特别是手术部位的清洁。
3. 实验环境准备进行大鼠手术需要一个高度清洁的环境，我们需要在实验室内设置手术台，手术台上要铺上手术用的巾，并配备手术灯和显微镜等设备，以便手术时的清晰视野。
三、实验步骤1. 麻醉我们需要先对大鼠进行麻醉，以便进行手术。
目前，常用的麻醉方法有三种：气体麻醉、注射麻醉和皮下注射麻醉。
在进行麻醉前，我们需要先进行动物的体重测量，根据体重选择合适的麻醉药剂量。
2. 固定在大鼠进入麻醉状态后，我们需要进行固定。
固定的目的是为了保证手术过程中动物不会移动和晃动，保证手术的安全性和准确性。
固定方法有多种，如绳索固定、胶带固定和头架固定等。
3. 手术操作进行手术操作前，我们需要对手术部位进行消毒，以避免手术感染。
手术操作中需要注意以下几点：（1）操作要轻柔，避免操作时对动物造成过多的创伤和损伤。
（2）手术刀要保持锋利，以便切开皮肤和组织。
（3）手术过程中要注意感染控制，避免手术感染。
（4）手术结束后，需要对伤口进行缝合处理。
4. 恢复手术结束后，我们需要对动物进行恢复。
恢复的过程中，需要注意以下几点：（1）动物需要保持温暖，以避免体温过低。
大小鼠实验实验报告
实验名称：大鼠和小鼠实验一、实验目的1. 掌握大鼠和小鼠的解剖学特点。
2. 了解大鼠和小鼠的生理学特点。
3. 学习实验操作技能，提高实验操作能力。
二、实验材料1. 大鼠：雄性，体重200-250g。
2. 小鼠：雄性，体重20-30g。
3. 实验器材：解剖盘、解剖剪、解剖镊、解剖针、解剖刀、剪刀、手术刀、缝针、缝线、生理盐水、注射器、酒精、碘酒、棉球等。
三、实验方法1. 大鼠解剖（1）麻醉：将大鼠放入麻醉箱中，采用吸入麻醉法进行麻醉。
（2）固定：将麻醉后的大鼠放入解剖盘中，用解剖镊固定。
（3）剪毛：用剪刀将大鼠腹部和四肢的毛发剪去。
（4）剖腹：用解剖剪在腹中线剪开皮肤，暴露腹壁肌肉。
（5）暴露器官：用解剖镊和剪刀分离腹壁肌肉，暴露胃、肠、肝、脾、肾、膀胱等器官。
（6）观察：观察各器官的形态、大小、颜色等特征。
（7）缝合：用缝针和缝线将腹壁肌肉和皮肤缝合。
2. 小鼠解剖（1）麻醉：将小鼠放入麻醉箱中，采用吸入麻醉法进行麻醉。
（2）固定：将麻醉后的小鼠放入解剖盘中，用解剖镊固定。
（3）剪毛：用剪刀将小鼠腹部和四肢的毛发剪去。
（4）剖腹：用解剖剪在腹中线剪开皮肤，暴露腹壁肌肉。
（5）暴露器官：用解剖镊和剪刀分离腹壁肌肉，暴露胃、肠、肝、脾、肾、膀胱等器官。
（6）观察：观察各器官的形态、大小、颜色等特征。
（7）缝合：用缝针和缝线将腹壁肌肉和皮肤缝合。
四、实验结果1. 大鼠解剖结果（1）胃：位于腹腔左上方，呈囊状，壁薄，内含食物残渣。
（2）肠：分为小肠和大肠，小肠盘绕在腹腔内，大肠位于腹腔右侧。
（3）肝：位于腹腔右上方，呈红褐色，表面光滑。
（4）脾：位于腹腔左下方，呈暗红色，表面光滑。
（5）肾：位于腹腔后部，左右各一个，呈红褐色，表面光滑。
（6）膀胱：位于腹腔下方，呈囊状，壁薄，内含尿液。
2. 小鼠解剖结果（1）胃：位于腹腔左上方，呈囊状，壁薄，内含食物残渣。
（2）肠：分为小肠和大肠，小肠盘绕在腹腔内，大肠位于腹腔右侧。
大鼠实验的基本操作实验报告
大鼠实验的基本操作实验报告大鼠实验的基本操作实验报告目录•简介•实验设备及材料•实验步骤•结果与分析•结论•参考文献简介本实验报告旨在介绍大鼠实验的基本操作步骤以及相关注意事项，以供资深创作者参考。
大鼠实验是一种广泛应用于生物医学研究的实验手段，能够提供宝贵的实验数据和相关结果。
在进行大鼠实验前，必须严格遵守实验伦理、安全操作规程等相关规定，确保实验的准确性和可靠性。
实验设备及材料•大鼠（种类、数量等详细说明）•实验室动物房•实验所需药物或试剂（名称、浓度等详细说明）•实验设备（如注射器、天平、显微镜等）实验步骤1.提前准备工作：–仔细阅读实验方案，并准备所需材料和设备。
–确保实验环境安静、整洁，并按照实验要求调整温度、湿度等条件。
–做好实验前的动物饲养管理工作，确保实验动物的健康状态。
2.动物实验操作：–根据实验设计，将实验动物随机分组，并记录实验动物的编号、性别、体重等基本信息。
–严格按照实验方案进行动物操作，如给药、采血、观察行为等。
–在操作过程中，注意给药方法、剂量、频次等细节，确保操作的一致性和准确性。
3.数据记录与分析：–在实验过程中，及时记录实验数据，包括观察结果、药效反应等。
–使用统计学方法进行数据分析和处理，得出实验结果的可靠性和显著性。
–给出实验结果的解释和分析，结合前人研究成果进行讨论。
结果与分析经过实验操作和数据分析，我们得到了如下结果： - 描述所得到的实验结果，包括数量化的数据和观察到的现象等。
- 结果的分析和解释，说明实验数据与预期结果是否一致，以及可能的影响因素等。
结论根据本次实验的结果与分析，我们得出以下结论： - 总结实验的目的和意义，强调实验结果对于相关领域的重要性。
- 指出实验结果的局限性和不足之处，提出未来研究方向和改进措施。
参考文献在本实验报告中，我们参考了以下文献： - 列出所参考的相关文献，包括原始研究论文、书籍、期刊等，确保实验报告的可信度和可靠性。
实验大鼠、小鼠及豚鼠饲养的标准操作规程
实验大鼠、小鼠及豚鼠饲养的标准操作规程
一、目的
规范实验大鼠、小鼠及豚鼠饲养操作，确保动物实验质量。
二、适用范围
本规程适用于实验大鼠、小鼠及豚鼠的饲养。
三、操作规程
1、安全防护
（1）穿戴好衣帽鞋手套口罩、用肥皂或消毒液洗手入岗。
（2）离岗后再用肥皂或消毒液洗手，注意水电门窗安全。
2、饲养管理
（1）给水：水瓶不空，每周清洗一次，保持PH2.0～2.5水。
（2）给料：每日及时清除污染、霉变饲料；适量添加颗粒饲料，保持始终有颗粒料。
（3）换窝：每周两次更换笼具内垫料，并及时清洗更换下的笼具。
（4）环境调节：温度：18～29℃，湿度：45～55%，换气：6～15次/小时。
（5）清洁卫生：每天保持房间地面、门、窗、墙及笼架清洁卫生，无积尘和蜘蛛网。
（6）记录观察：做好动物采购与使用登记以及室内温湿度记录；观察动物健康状况，及时清除病鼠并报告技术员。
3、动物供应
（1）验收入室外购动物数量。
（2）凭领用单发放动物，有领用记录。
4、卫生消毒
（1）饮水瓶、饲养盒：每月消毒一次。
（2）房间及笼架：每季度消毒一次。
鼠的基本实验操
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解剖
腹腔：肝脏、胃、肠道、圆小囊、胰腺、脾脏、肾脏、肾上腺、输尿 管、膀胱；卵巢、输卵管、子宫；睾丸、附睾、输精管。
胸腔：肺、心脏。胸腔纵隔。
颈部：甲状腺。颈部N：迷走、交感、减压N。
○ 胸腔：肺、心脏。 ○ 颈部：甲状腺。 ○ 头部：开颅取脑。
要求：辨识各个器官，观察正常大小、形状、色泽、表面形态。
01
小鼠皮肤移植试验、 卵巢摘除术
ห้องสมุดไป่ตู้
近交系小鼠皮肤移 植试验
一．动物 KM小鼠2只（1雌1雄） 一．方法： 尾-背植皮法 尾-尾植皮法
近交系小鼠皮肤移植试验
步骤 异体尾-背植皮法 麻醉 固定 受体小鼠，背部剪毛（1.5cm×1.5cm），酒精消毒，去皮（0.3cm×0.3cm） 供体小鼠，酒精消毒尾部，尾背部剪皮（0.5cm×0.5cm） 供体皮片覆盖受体背部方洞 1～3周后观察结果
腹 位肉 肌 ）肤 皮 注 豚 豚
实验动物学实验报告(大鼠,小鼠),小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠的抓拿、标记、给药（灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物：昆明小鼠2只（1雌1雄）三、实验步骤1、抓取和固定，标记2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉6、处死：脊椎脱臼法7、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性：双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠的尾根部固定：抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，进针2/3后灌生理盐水0.5ml3、注射给药：腹腔注射：从下腹部的两侧进针，进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针，如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射：一人固定小鼠，另一人用左手中指和拇指将尾拉直，食指托住尾部，在尾动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0.5cm处进针眼球摘除法：左手抓取用固定小鼠，右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除，头朝下，眼眶内血迅速流出。
5、麻醉：0.5%氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重22g，按100mg/kg的药量给药，2分钟麻醉成功6、处死：脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢 3.7.2 肾上腺：米粒大小胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状 3.7.4 ，胆囊：芝麻大小，浅绿色，半透明，甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
大小鼠观察实验报告
一、实验目的1. 观察大小鼠的形态特征，了解其生长发育规律。
2. 分析大小鼠的行为习性，探讨其适应环境的能力。
3. 学习实验操作技巧，提高观察和分析能力。
二、实验材料1. 实验动物：大鼠标本、小鼠标本2. 实验器材：解剖盘、解剖刀、显微镜、解剖针、放大镜、镊子、剪刀、酒精灯、烧杯、解剖针、培养皿等3. 实验试剂：生理盐水、酒精、甲醛、碘酒、苯酚等三、实验方法1. 观察大小鼠的形态特征（1）观察大鼠标本：将大鼠标本放在解剖盘上，用放大镜观察其整体形态、头部、四肢、尾巴等部位。
记录其身体长度、体重、眼睛、耳朵、鼻子、四肢、尾巴等特征。
（2）观察小鼠标本：将小鼠标本放在解剖盘上，用放大镜观察其整体形态、头部、四肢、尾巴等部位。
记录其身体长度、体重、眼睛、耳朵、鼻子、四肢、尾巴等特征。
2. 分析大小鼠的行为习性（1）观察大鼠标本的行为习性：将大鼠标本放在实验室中，观察其活动范围、活动频率、进食、睡眠、排泄等行为。
记录其活动规律、适应环境的能力。
（2）观察小鼠标本的行为习性：将小鼠标本放在实验室中，观察其活动范围、活动频率、进食、睡眠、排泄等行为。
记录其活动规律、适应环境的能力。
3. 实验操作技巧（1）解剖技巧：学习解剖刀、解剖针、剪刀等解剖工具的使用方法，掌握解剖操作技巧。
（2）显微镜观察技巧：学习显微镜的使用方法，掌握观察细胞、组织等细微结构的技巧。
四、实验结果1. 大鼠标本形态特征：（1）身体长度：XX厘米（2）体重：XX克（3）眼睛：XX颜色（4）耳朵：XX形状（5）鼻子：XX形状（6）四肢：XX长度（7）尾巴：XX长度2. 小鼠标本形态特征：（1）身体长度：XX厘米（2）体重：XX克（3）眼睛：XX颜色（4）耳朵：XX形状（5）鼻子：XX形状（6）四肢：XX长度（7）尾巴：XX长度3. 大小鼠行为习性：（1）活动范围：XX（2）活动频率：XX次/小时（3）进食：XX（4）睡眠：XX（5）排泄：XX五、实验分析1. 大小鼠在形态结构上具有明显的差异，如大鼠标本体型较大，小鼠标本体型较小。
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告一、实验目的实验动物学是一门研究实验动物和动物实验的综合性学科，本次实验的主要目的是通过实际操作和观察，深入了解实验动物的生物学特性、饲养管理、实验操作技术以及动物实验中的伦理和法律问题，提高我们对实验动物学的理论知识的理解和应用能力。
二、实验动物本次实验所选用的实验动物为小鼠和大鼠。
小鼠品系为 C57BL/6，大鼠品系为 Wistar。
实验动物均由学校实验动物中心提供，动物健康状况良好，符合实验要求。
三、实验器材与药品1、实验器材手术器械：眼科剪、眼科镊、手术刀柄、手术刀片、止血钳等。
注射器：1ml、2ml、5ml 注射器。
灌胃针：小鼠灌胃针、大鼠灌胃针。
其他：天平、鼠笼、垫料、麻醉剂等。
2、实验药品麻醉剂：戊巴比妥钠。
生理盐水。
四、实验方法与步骤1、实验动物的抓取与固定小鼠的抓取：先用右手抓住鼠尾提起，置于鼠笼盖或其他粗糙面上，向后轻拉鼠尾，使小鼠固定在粗糙面上，然后用左手拇指和食指捏住小鼠两耳及头部皮肤，将小鼠提起。
大鼠的抓取：首先戴上防护手套，从大鼠笼中抓住大鼠尾巴根部，将大鼠提起，使其身体悬空。
然后用另一只手的拇指和食指抓住大鼠两耳后的项背部皮肤，其余三指抓住大鼠的背部皮肤，将大鼠固定。
2、实验动物的编号与标记染色法：用苦味酸或品红溶液在小鼠或大鼠的背部进行染色标记。
耳标法：使用专用的耳标钳在小鼠或大鼠的耳朵上打耳标进行标记。
3、实验动物的麻醉小鼠麻醉：腹腔注射戊巴比妥钠，剂量为 40mg/kg。
大鼠麻醉：腹腔注射戊巴比妥钠，剂量为 30mg/kg。
4、实验动物的采血尾尖采血：将小鼠或大鼠固定好，用酒精棉球擦拭尾部，然后用剪刀剪去尾尖约 2-3mm，让血液自然流出，用微量吸管吸取血液。
眼眶采血：用左手抓住小鼠或大鼠，使眼球突出，用毛细吸管或移液器从内眦刺入眼眶，吸取血液。
5、实验动物的给药灌胃：将小鼠或大鼠固定好，使其头部和颈部保持伸直，将灌胃针从口角插入口腔，沿咽后壁缓慢插入胃内，注入药液。
大小鼠给药基本操作
实验大、小鼠灌胃给药
一般灌胃针插入深度为， 小鼠：2-3cm，大鼠：4-6cm。 常用一次灌胃量为， 小鼠：0.1ml-0.3ml/10g体重， 大鼠：1-2ml/100g体重。
大、小鼠灌胃
实验大、小鼠注射给药
静脉注射给药 腹腔注射给药 肌肉注射给药 皮下注射给药 皮内注射给药
静ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ注射给药
大、小鼠尾静脉共3根（左、中、右）， 一般常选用两侧的静脉。注射前，先将其固定 暴露鼠尾。将鼠尾浸入45-50℃的温水几分钟 或用75%酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血 管扩张及软化表皮角质的目的。
药物推进速度：0.05-0.1mL/s。 注射量： 小鼠：0.05-0.25mL/10g体重； 大鼠： 0.5-1.0mL/100g体重。
腹腔注射给药
左手抓取并固定好动物，使腹部朝上，头 略低于鼠尾。75%酒精消毒腹部，右手持注射 器将针头在下腹腹白线稍偏左/右位置从下腹 朝头方向平行刺入皮下，进针3-5mm，再使针 头与皮肤呈45°角穿过腹肌，到达腹腔时有落 空感。然后固定针头，回抽无血液、肠液、尿 液后，便可缓缓推入药液。 注射量： 小鼠：0.1-0.2mL/10g体重； 大鼠：1.0-2.0mL/100g体重。
实验大、小鼠给药基本操作
小胖纸 2019年5月16日
xy-room.taobao
实验大、小鼠灌胃给药 实验大、小鼠注射给药
实验大、小鼠灌胃给药
灌胃针头
一般可以从市场上面买到，实 在没有的话，可以用12号的针头， 剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也 可以用。但是买的灌胃针头的头端 用锡或者适宜的方法处理了针头的 锐口，自己用砂纸不可能将所有的 锐口都磨掉，用这样的针头灌胃， 损失小鼠食道的可能性比较大。
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实验一小鼠的基本实验操作
一、实验目的:通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠的抓拿、标记、给药（灌
胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物：昆明小鼠2只（1雌1雄）
三、实验步骤
1、抓取和固定，标记
2、去毛
3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射
4、取血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法
5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉
6、处死：脊椎脱臼法
7、解剖：
雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）
雌性：双角子宫、卵巢
肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺
四、实验结果
1、抓取和固定标记：
抓取：抓小鼠的尾根部
固定：抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇
指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，进针2/3后灌生理盐水0.5ml
3、注射给药：
腹腔注射：
从下腹部的两侧进针，进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针，如无粘滞感则可注射药物
尾静脉注射：一人固定小鼠，另一人用左手中指和拇指将尾拉直，食指托住尾部，在尾动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血。
4、采血
从眼角内侧0.5cm处进针
眼球摘除法：左手抓取用固定小鼠，右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除，头朝下，眼眶内血迅速流出。
5、麻醉：
0.5%氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重22g，按100mg/kg的药量给药，2分钟麻醉成功
6、处死：
脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死
7、解剖：
雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺
雌性：双角子宫、卵巢3.7.2肾上腺：米粒大小
胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状3.7.4，胆囊：芝麻大小，浅绿色，
半透明，甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
五、实验讨论
1、小鼠抓取的感受：
小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作，如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
2、小鼠尾静脉注射感受：
首先，注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；其次，先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；再次，进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。
尾静脉就在尾巴的正左右两边，先用酒精用力擦，可以去掉部分角质，然后按住近心端让充血，就很容易看到了。
进针大概1～2厘米是最合适的。
尾静脉注射时，可用45~50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭，可使血管扩张，同时也可软化表皮角质。
以左手拇指和食指夹住鼠尾，使静脉充盈，中指帮助无名指和小指捏住鼠尾末梢，右手持注射器（连5号细针头），针头与静脉夹角一般小于30度，从距尾尖2-3厘米处进针，此处皮薄易进入，先抽回血，见到血后再缓慢注入少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
一般推注速度为0.05-0.10ml/秒，一次注入量为0.05-0.25ml/10g体重。
如反复注入，应尽可能从尾末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
实验二大鼠的基本实验操作
二、实验目的:通过实际操作，掌握大鼠的一般操作方法，包括大鼠的抓拿、标记、给药（灌
胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物：大鼠2只（1雌1雄）
三、实验步骤
1、抓取和固定，标记
2、去毛
3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射
4、取血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法
5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉
6、处死：脊椎脱臼法
7、解剖：
雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）
雌性：双角子宫、卵巢
肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏颅部。
四、实验结果
1、抓取和固定标记：
抓取：抓大鼠的尾根部
固定：抓住大鼠的尾根部，让大鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇
指和食指抓住大鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记：2、灌胃法：左手抓取大鼠固定后，右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，进针2/3后灌生理盐水0.5ml
3、注射给药：
腹腔注射：
从下腹部的两侧进针，进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针，如无粘滞感则可注射药物
尾静脉注射：一人固定大鼠，另一人用左手中指和拇指将尾拉直，食指托住尾部，在尾动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血。
4、采血
从眼角内侧0.5cm处进针
眼球摘除法：左手抓取用固定大鼠，右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除，头朝下，眼眶内血迅速流出。
5、麻醉：
0.5%氯胺酮腹腔麻醉：本大鼠重320g，按100mg/kg的药量给药，5分钟麻醉成功
6、处死：
脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死
7、解剖：
雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺
雌性：双角子宫、卵巢3.7.2肾上腺：米粒大小
胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状3.7.4，胆囊：芝麻大小，浅绿色，半透明，甲状腺：紧贴环状软骨。
颅部：视交叉：将大鼠过量麻醉致死后，剪开颅顶部皮肤，暴露颅骨，用镊子咬除颅顶部骨，充分暴露大脑半球。
用镊子从额部将脑组织翻
至枕后，可见位于颅底的视交叉、视神经和视束（白色纤维）。
垂体：夹断视神经，充分暴露颅底，可见位于垂体窝中的垂体，色白，米粒大小。
另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
五、实验讨论
大鼠牙齿和爪子锐利，个头大，抓取时要小心，不要被其抓伤或咬伤。
初学者为确保安全，可佩戴棉纱手套。
提尾部时应靠近尾根部提取，以防大鼠身体摇晃，或扭头过来咬人。
一手不容易固定时，可另请另一人协助操作。
健康雄性大鼠的体重明显超过同龄雌性大鼠。
如进针不顺，须暂停操作，以免激若大鼠，妨碍实验顺利进行。
注射：腹腔注射：注意妥善固定，最好一人固定头部和上肢，另请一人固定双下肢和尾部，以免进针时大鼠挣扎妨碍操作。
肌肉注射：要选择肌肉丰满耳无大血管通过的大腿外侧进针。
尾静脉注射：尾静脉鳞片厚，虽然肉眼可见血管，但成功率低，一般少用。