小鼠肝脏取材固定方法
小鼠肝脏取材步骤
小鼠肝脏组织取材步骤小鼠肝脏组织取材步骤，并列出完成此次实验所需要的试剂、仪器、材料等相关物品及实验人员安排情况。
材料：小鼠试剂：DMEM 戊巴比妥钠 75%酒精 PBS 器械消毒液戊二醛仪器：解剖台备皮刀弯盘组织剪眼科剪手术刀柄刀片血管钳眼科镊培养皿无菌手套实验人员安排：小鼠养殖管理组准备工作组实验操作组实验步骤:1. 取材前夜禁食，自由饮水。
2. 小鼠称重，按照50mg/kg的比例用5ml的注射器配合针头抽取戊巴比妥钠备用。
3. 正左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠头部向向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
右手持注射器，从腹部近腿根处刺入后再腹部皮下穿行深入，动作轻柔，缓慢注射。
注射完药物后，缓缓拔出针头，手指按住针口对小鼠腹部轻柔按摩，促进麻醉药物的吸收，掐小鼠尾部检测小鼠麻醉程度。
4.将小鼠四肢固定于解剖台上，暴露小鼠整个胸部和腹部，修剪去腹部毛发，75%酒精消毒。
5.沿腹侧正中线自阴茎上源由下而上剪开腹部皮肤直至剑突，向两侧钝性剥开皮肤与皮下组织，暴露腹壁浅肌层。
沿白线钝性分离腹壁肌肉，剪开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起，显露肝门，眼科剪剪除肝脏周围结缔组织和血管。
6.结扎剪断肝门管道系统，钝锐结合完整取出大鼠肝脏，放置于无菌培养皿，生理盐水冲洗，称重并记录。
①切取肝左叶约1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4-戊二醛固定；②左叶肝组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；③右叶肝组织称重记录分装后全部放置于无菌冻存管液氮冰冻保存备用。
7.切取肝左叶约1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4-戊二醛固定；左叶肝组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；右叶肝组织称重记录分装后全部放置于无菌冻存管液氮冰冻保存备用。
小鼠肝脏提取实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 熟悉小鼠肝脏解剖方法。
2. 掌握小鼠肝脏提取和保存方法。
3. 学习组织样品的制备和储存技术。
二、实验原理肝脏是人体重要的代谢器官，具有合成、储存、解毒等多种功能。
本实验通过解剖小鼠，提取肝脏组织，旨在为后续的实验研究提供材料。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康成年小鼠一只。
2. 仪器：解剖剪、解剖针、手术刀、剪刀、镊子、培养皿、酒精棉球、生理盐水、福尔马林固定液、冰盒、解剖显微镜等。
四、实验步骤1. 实验动物处死：用酒精棉球擦拭小鼠，使其昏迷，然后迅速用剪刀剪断小鼠颈部，使小鼠死亡。
2. 解剖：将小鼠放入解剖盘中，用剪刀剪开腹部皮肤，暴露腹腔。
3. 提取肝脏：用解剖剪剪开肝脏周围的结缔组织，用镊子将肝脏轻轻夹出，放入培养皿中。
4. 清洗：用生理盐水冲洗肝脏表面，去除杂质。
5. 固定：将肝脏放入装有福尔马林固定液的培养皿中，浸泡固定。
6. 保存：将固定好的肝脏取出，放入装有酒精的容器中，密封保存。
五、实验结果与分析1. 成功解剖小鼠并提取肝脏组织。
2. 肝脏表面有明显的红褐色，质地柔软，易于夹取。
3. 肝脏表面无明显杂质，清洗过程中保持肝脏组织完整。
六、实验讨论1. 实验过程中，解剖操作要轻柔，避免损伤肝脏组织。
2. 肝脏固定过程中，福尔马林固定液浓度不宜过高，以免影响后续实验结果。
3. 实验动物处死过程中，要确保小鼠死亡，避免实验过程中出现意外。
七、实验结论本实验成功解剖小鼠并提取肝脏组织，为后续实验研究提供了可靠的组织样品。
在实验过程中，掌握了组织样品的制备和储存技术，为今后相关实验奠定了基础。
八、实验改进1. 在解剖过程中，可使用解剖显微镜观察肝脏结构，提高解剖效率。
2. 在肝脏固定过程中，可选用其他固定液，如4%多聚甲醛，以提高固定效果。
3. 在实验动物选择上，可根据实验需求，选用不同品种、年龄的小鼠。
第2篇一、实验目的1. 学习小鼠肝脏的解剖方法。
2. 掌握肝脏细胞的提取方法。
小鼠解剖取材实验方法
小鼠解剖取材实验方法小鼠解剖取材实验方法主要包括以下步骤：1. 小鼠麻醉：将小鼠麻醉后，将其仰卧固定在手术台上。
2. 消毒：剪去小鼠胸前区毛发，用75%医用酒精棉球消毒胸前区。
3. 观察器官位置：观察小鼠腹膜、腹腔内脏器位置、膈肌及有无腹水。
4. 取材：肝、胆囊观察：首先检查肝脏大小、被膜的性状、边缘的厚薄、肝脏硬度和色泽等。
然后剪断肝镰状韧带，用镊子小心取出肝，观察各叶横膈及侧面，称重后切开数个切面，观察切面的出血量、色泽、有无脓肿或坏死等变化。
同时观察包膜、有无膨隆等。
剪开胆囊观察黏膜和胆汁色泽、浑浊程度等。
脾观察：剪开胃、肾韧带，取出脾，观察大小、硬度、色泽、边缘的厚度、包膜是否紧张。
然后做切面检查，从脾头切至脾尾，切面要平整，检查脾内部的色泽、出血量等。
肾上腺及肾观察：剥离取出双侧肾上腺，将左右肾上腺分别放入事先标记好的包埋盒内再固定。
观察输尿管有无扩张。
剥离肾周围脂肪组织，分别取出双侧肾，观察色泽、大小、硬度、被膜是否容易剥离，肾表面的色泽、平滑度、有无疤痕、出血等。
左肾纵切，右肾横切，观察肾皮质、髓质，检查有无淤血、出血、化脓或梗死、有无肿瘤及寄生虫等。
膀胱及生殖系统检查：雄性动物将膀胱、前列腺、精囊一同取出后分离。
摘取双侧睾丸、附睾，剥离多余脂肪，观察有无异常，如突起、颜色变化、硬度变化等。
雌性动物先取膀胱，再在阴道末端剪断，将阴道连同子宫颈、子宫体、两侧卵巢及输卵管一同取出。
剥离多余脂肪，分离子宫和卵巢，观察有无异常，如色泽、大小、突起、硬度变化等。
将左右卵巢及输卵管、阴道分别放入事先标记好的包埋盒内再固定。
胰腺及胃肠道观察：分别剪断食道下段与直肠末端，将胰腺、胃肠道（包括回肠末端 Peyer's 结）及肠系膜（包括肠系膜淋巴结）从腹腔内取出，观察胃肠道浆膜面及黏膜面有无异常，有无粘连、肿瘤、寄生虫结节等。
然后打开肠管，由十二指肠开始向后剪开，边剪边观察肠道内容物的性状、气味、有无血液、异物等。
小鼠肝细胞原代培养
1. 处死及消毒：脱颈处死小鼠, 浸入75%酒精 中1min, 沥干。
2. 取材：剪开腹部皮肤,撕开皮肤,暴露腹膜,打 开腹腔,取出肝脏。
3. 解剖：修剪除去肝门区血管结缔组织,剪取 一块蚕豆大小的肝组织。
4. 剪切：把肝组织剪成1 ～ 2mm３小块, 用无 血清培养液淋洗2～3次。
5. 消化：将肝组织块移入小瓶中, 加8ml混合消化 液, 37℃、40min, 每隔5～10min顺时针摇匀。
6. 过滤：消化液过100目筛网, 收集滤液, 移入离 心管。
7.离心：离心800rpm, 5min, 吸弃上清液。
8. 洗涤：用无血清培养液离心洗涤１次。
9. 重悬浮及计数：用RPIM1640培养液(含10%胎牛 血清)重悬浮肝细胞, （取样计数）。
10.接种及培养：将细胞接种于培养瓶中, 密度为 106/ml (2×105/cm2), 37℃、5%CO2培养。
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放映结束 ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ谢各位批评指导！
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小鼠部分组织的石蜡切片制作
小鼠部分组织的石蜡切片制作一、实验原理：利用脱水剂除去组织中的水分，再用透明剂二甲苯可以去除脱水剂酒精，而二甲苯可以溶解石蜡并将其导入到已脱水的组织细胞中，然后用熔化的石蜡对组织进行包埋，冷却后即可将柔软的组织包埋在石蜡中，使其具有一定硬度，且不改变其大小和形状。
用旋转切片机可将其切为极薄的薄片，经染色、脱水、装片后在显微镜下可以清晰地观察其组织结构。
二、材料与用具1．材料：小鼠肝脏、脾脏等。
2．用具：溶蜡箱、蜡杯、不同熔点的石蜡、酒精灯等。
三、实验内容与步骤1．取材及固定取小鼠，采用拉颈处死或麻醉处死法将其杀死，取其脾脏和肝脏，切为边长约为0.5cm的组织块。
用先用0.85％的生理盐水漂洗以洗去血液与污渍，如果是管状组织则必须把管腔中污物洗净，可用注射器自一端向管腔中注射生理盐水数次，使其管腔冲洗干净，切忌不可用刀或其他器具刮之。
由动物身上切取的组织必须是新鲜的，材料越新鲜越好，一般不应超过死后24 hr。
如果是管状器官或是其中有分泌之消化液，则死后应迅速采取，以免组织自溶或上皮剥落。
取下的材料马上进行固定，采用FAA固定液，固定液的用量与组织块体积之比一般在20:1，固定时间2 hr以上，超过24hr时可继续浸泡或转入70%酒精中保存。
不应使组织块贴于容器壁上，应记录固定液的名称，材料的种类，动物品种及开始固定的时间。
2．冲洗固定后的组织块在进行脱水前用70%酒精洗去固定液。
3．脱水和硬化经过固定后的组织在水洗后要进行脱水，脱水的目的将组织内的水分用酒精或其他溶剂置换出来，使组织逐渐变硬，便于油类或其他透明及浸入，为熔化的石蜡浸渗到组织中创造条件。
常用的脱水剂是不同浓度的酒精，因为酒精与水有很大的亲和力，酒精浓度可以逐渐升高，置换出组织中的水。
脱水必须充分，脱水不充分会影响透明和浸蜡。
脱水过程要逐级上升，不能操之过急，跳级脱水会引起组织块强烈的收缩变形。
脱水所用的酒精浓度及过程如下：30％—→50％—→70％—→80％—→90％—→95％—→100％(Ⅰ)—→100％(Ⅱ)组织块在各级较低浓酒精（小于70％）中脱水的时间应视组织块的大小而定，大小不超过0.5立方厘米的组织块脱水时间为6～12 hr，在高浓度酒精中（大于70％）脱水时间为3 hr 左右。
病毒注射后小鼠组织器官的固定、切片与荧光观察.doc
小鼠组织器官的固定、切片与荧光观察
病毒注射后小鼠组织器官的固定、切片与荧光观察
带GFP/RFP等荧光蛋白的腺相关病毒（AAV）、腺病毒等注射感染动物后，需要对目标脏器进行固定、冰冻切片以观察荧光。
由于动物的血液细胞往往会影响荧光观察的效果，因此，取材脏器时一般需要对小鼠进行灌流排血，然后进行全身灌流固定。
一、灌流排血与固定
1剪开胸腔，暴露心脏。
2吊瓶里装入遇冷生理盐水，将输液针刺入左心室（心尖处），打开输液阀。
3右心房上剪一小口，使血液和灌洗液可以排出。
4灌入约50ml生理盐水后，观察从右心房流出的液体已经变成无色透明，说明血液已经冲洗干净。
5不要从心脏上拔出输液针，换一个装有预冷过的4%多聚甲醛的吊瓶继续输液。
当多聚甲醛输入体内时，小鼠会剧烈抽搐。
6待抽搐停止后，再持续输5分钟，多聚甲醛即可将小鼠体内各脏器充分固定，牵拉四肢有僵硬感。
此时已经固定完毕，可以取材。
注：现在一般也可用灌流泵通过心脏进行全身灌流
二、包埋与冰切：
直接取固定的小鼠肝脏组织放入4%PFA中后固定过夜，20%蔗糖脱水2天，OCT包埋后，冰切成10um切片，然后用封片液封片后观察。
1。
小鼠肝脏取材固定方法
小鼠肝脏取材固定方法1.实验准备首先，准备所需的实验器材和试剂。
这些试剂包括：-PBS缓冲液-10％中性缓冲福尔马林溶液（pH7.4）-石蜡切片-乙醇溶液此外，需要一台显微镜、刀片和组织取样相关的实验耗材等。
2.动物处理在实验开始之前，应该获得相关道德和法律的批准。
选择适当的小鼠品系和个体，确保它们处于适当的健康状况，并根据实验要求确定处理小鼠的方法。
3.取材流程开始取材之前，需要准备好取材台和必要的消毒工具。
下面是小鼠肝脏取材的主要步骤：1)用PBS缓冲液冲洗小鼠腹腔，使其保持湿润。
2)小鼠放置在取材台上，腹面朝上。
3)用消毒的剪刀和镊子将小鼠腹壁切开，在小鼠胸骨上下切口，通过这个切口观察到小鼠肝脏。
4)使用镊子和剪刀缓慢地将小鼠肝脏从胆囊和附近组织中分离出来。
5)使用显微镜检查并确保取下的肝脏没有受到其他组织或器官的污染。
6)将小鼠肝脏放入一个含有冷冻福尔马林溶液的容器中，确保完全覆盖肝脏。
然后，形成的固定液混合物应放置在冰上，保持冷却，避免固定液被分解。
7)固定时间根据研究需要确定，在大多数实验中，6-24小时是常见的选择。
4.后续处理经过一定时间的固定后，可以开始进行后续处理。
1)从冷冻福尔马林溶液中取出固定的小鼠肝脏并放入含有70%乙醇的容器中。
2)使用组织取样的技术将小鼠肝脏切成合适的大小，以便进一步的处理，例如石蜡包埋或切片制备。
3)根据需要，执行进一步的实验步骤，例如染色、免疫组化和显微镜检查。
需要注意的是，整个取材和固定的过程应该在冰上进行，以确保取材组织的完整性和防止组织的分解。
此外，操作过程中要保持整洁，避免交叉污染。
在实验过程中，小鼠的确切解剖方法和肝脏取材固定流程可能会有一些变化，具体根据实验目的和要求来进行调整。
最后，应按照相关实验和道德准则进行实验，确保实验的准确性和可重复性。
小鼠肝脏取材实验报告
一、实验目的本实验旨在掌握小鼠肝脏取材的方法，了解肝脏在动物体内的解剖位置，并熟悉实验操作步骤，为后续的肝脏相关研究奠定基础。
二、实验原理肝脏是动物体内重要的代谢和解毒器官，其功能复杂，涉及多种生物化学反应。
通过取材实验，可以获取肝脏组织，用于后续的病理学、生物化学和分子生物学研究。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康成年小鼠（体重约20-25g）2. 实验器材：解剖显微镜、手术器械、注射器、针头、剪刀、镊子、生理盐水、戊巴比妥钠、记号笔3. 实验试剂：10%福尔马林固定液、酒精、蒸馏水四、实验步骤1. 准备实验动物- 将小鼠放入代谢笼中，禁食不禁水12小时，以减少肠道内容物对肝脏的影响。
- 称量小鼠体重，记录数据。
2. 麻醉小鼠- 按照体重计算戊巴比妥钠用量，用注射器抽取戊巴比妥钠备用。
- 将小鼠固定在手术台上，用注射器从小鼠的颈部肌肉注射戊巴比妥钠，使其麻醉。
3. 解剖小鼠- 剪开小鼠腹部皮肤，暴露腹壁肌肉和内脏器官。
- 找到肝脏，观察其大小、颜色和形状。
- 用镊子轻轻提起肝脏，用剪刀剪断肝脏与腹壁的连接，取出肝脏。
4. 标记肝脏- 用记号笔在肝脏表面标记，以便后续观察和记录。
5. 固定肝脏- 将取出的肝脏放入10%福尔马林固定液中固定，以便后续的病理学观察。
6. 保存肝脏- 将固定好的肝脏放入容器中，加入适量的酒精，保存备用。
五、实验结果与分析1. 肝脏的解剖位置- 肝脏位于小鼠腹腔的右上侧，呈红褐色，质地柔软，表面光滑。
2. 肝脏的形态学特征- 肝脏呈楔形，左右径约2.5cm，前后径约1.5cm。
- 肝脏表面有明显的叶间裂，将肝脏分为左叶、右叶和尾叶。
3. 肝脏的重量- 小鼠肝脏重量约为体重的1/100-1/50。
六、实验结论本实验成功获取了小鼠肝脏组织，掌握了肝脏的解剖位置和取材方法。
实验结果表明，肝脏是动物体内重要的代谢和解毒器官，其形态学特征和重量具有明显的个体差异。
七、实验讨论1. 实验过程中，应注意操作规范，避免对小鼠造成伤害。
小鼠肝细胞原代培养实验具体方法及步骤
小鼠肝细胞原代培养实验具体方法及步骤将小鼠的肝细胞从机体中取出，经胰酶、螯合剂（常用EDTA）处理，分散成单细胞，置合适的培养基中培养，使细胞得以生存、生长和繁殖。
具体步骤1. 将小鼠断颈致死，置75%酒精泡2-3秒钟，取肝脏，置于盛有PBS的平皿中。
2. 剔除脂肪、结缔组织、血液等杂物，转移到另一个盛有PBS液的平皿中。
3. 用手术剪将脏器剪成小块（大小约1mm2），玻片研磨，转到离心管，离心（1 000 rpm，5 min）。
4. 视组织或细胞量加入5-6倍（3-5 ml）胰酶，37℃中消化20分钟，每隔5分钟振荡一次，或用吸管吹打一次，使细胞分离。
5. 加入3-5 ml含血清的培养液以中止胰酶消化作用。
6. 用100目孔径滤网滤过，除去未消化的大组织块。
7. 再次离心5 min，弃上清液。
8. 加入无血清培养液5 ml，冲散细胞，再离心一次，弃上清液。
9. 加入含血清的培养液1-2 ml（视细胞量），血球计数板计数。
10. 将细胞调整到5×105/ml左右，转移至6孔培养板中，37℃下培养。
注意1. 自取材开始，保持所有组织细胞处于无菌条件。
细胞计数可在有菌环境中进行。
2. 在超净台中，组织细胞、培养液等不能暴露过久，以免溶液蒸发。
3. 凡在超净台外操作的步骤，各器皿需用盖子或橡皮塞盖住，以防止细菌落入。
4. 操作前要洗手，进入超净工作台后要用75％酒精或0.2％新洁尔灭擦拭手。
试剂瓶口也要擦拭。
5. 点燃酒精灯，操作在火焰附近进行，耐热物品要经常在火焰上烧灼。
金属器械烧灼时间不能太长，以免退火，且冷却后才能夹取组织。
吸取过营养液的用具不能再烧灼，以免烧焦形成碳膜。
6. 操作动作要准确敏捷，但又不能太快，以防空气流动，增加污染机会。
7. 不能用手触及消毒器皿的工作部分，工作台面上的用品摆放要布局合理。
8. 瓶子开口后要尽量保持45°斜位。
9. 吸溶液的吸管等不能混用。
活体采肝实验报告
实验名称：活体采肝实验实验日期：2023年X月X日实验地点：实验室动物中心实验人员：XXX、XXX、XXX一、实验目的1. 掌握活体采肝实验的基本原理和操作步骤。
2. 了解肝脏在动物体内的生理功能和病理变化。
3. 培养实验操作技能，提高实验操作的准确性和安全性。
二、实验原理肝脏是人体内最大的实质性器官，具有代谢、解毒、合成和储存等多种生理功能。
活体采肝实验旨在在不损伤动物整体结构的情况下，获取肝脏组织样本，用于病理学检查、生物化学分析和分子生物学研究。
三、实验材料1. 实验动物：健康成年小白鼠（体重约20-30g）。
2. 实验仪器：解剖显微镜、手术器械、剪刀、镊子、手术刀、注射器、生理盐水、肝素钠、无菌手术巾、无菌棉球等。
3. 实验试剂：肝素钠溶液、生理盐水、消毒液等。
四、实验方法1. 麻醉：将小白鼠置于麻醉箱中，采用吸入式麻醉剂进行全身麻醉。
2. 固定：将麻醉后的小白鼠固定于解剖显微镜下，用手术巾覆盖，保护其身体。
3. 切口：在小白鼠腹部正中，距离剑突约2cm处，用手术刀作一长约2cm的切口。
4. 分离肝脏：用剪刀分离腹壁肌肉，暴露肝脏。
5. 采集肝组织：用肝素钠溶液冲洗肝脏表面，用无菌手术刀切取约0.5g肝组织。
6. 处理肝组织：将采集的肝组织放入装有生理盐水的无菌容器中，进行初步清洗。
7. 固定与保存：将清洗后的肝组织用10%甲醛溶液固定，置于4℃冰箱中保存。
五、实验结果实验过程中，成功采集到约0.5g肝组织。
肝组织呈红褐色，质地柔软，表面光滑。
六、实验讨论1. 活体采肝实验是一种较为安全的实验方法，避免了动物解剖带来的痛苦和死亡。
2. 在实验过程中，严格遵循无菌操作原则，确保肝组织样本的清洁和完整性。
3. 实验操作过程中，需注意避免损伤肝脏血管，以免引起大出血。
七、实验总结通过本次活体采肝实验，我们掌握了活体采肝实验的基本原理和操作步骤，了解了肝脏在动物体内的生理功能和病理变化。
同时，提高了实验操作的准确性和安全性，为今后的实验研究奠定了基础。
小鼠肝脏取材步骤
小鼠肝脏取材步骤小鼠肝脏组织取材步骤小鼠肝脏组织取材步骤，并列出完成此次实验所需要的试剂、仪器、材料等相关物品及实验人员安排情况。
材料：小鼠试剂：DMEM 戊巴比妥钠 75%酒精 PBS 器械消毒液戊二醛仪器：解剖台备皮刀弯盘组织剪眼科剪手术刀柄刀片血管钳眼科镊培养皿无菌手套实验人员安排：小鼠养殖管理组准备工作组实验操作组实验步骤:1. 取材前夜禁食，自由饮水。
2. 小鼠称重，按照50mg/kg的比例用5ml的注射器配合针头抽取戊巴比妥钠备用。
3. 正左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠头部向向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
右手持注射器，从腹部近腿根处刺入后再腹部皮下穿行深入，动作轻柔，缓慢注射。
注射完药物后，缓缓拔出针头，手指按住针口对小鼠腹部轻柔按摩，促进麻醉药物的吸收，掐小鼠尾部检测小鼠麻醉程度。
4.将小鼠四肢固定于解剖台上，暴露小鼠整个胸部和腹部，修剪去腹部毛发，75%酒精消毒。
5.沿腹侧正中线自阴茎上源由下而上剪开腹部皮肤直至剑突，向两侧钝性剥开皮肤与皮下组织，暴露腹壁浅肌层。
沿白线钝性分离腹壁肌肉，剪开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起，显露肝门，眼科剪剪除肝脏周围结缔组织和血管。
6.结扎剪断肝门管道系统，钝锐结合完整取出大鼠肝脏，放置于无菌培养皿，生理盐水冲洗，称重并记录。
①切取肝左叶约1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4-戊二醛固定；②左叶肝组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；③右叶肝组织称重记录分装后全部放置于无菌冻存管液氮冰冻保存备用。
7.切取肝左叶约1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4-戊二醛固定；左叶肝组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；右叶肝组织称重记录分装后全部放置于无菌冻存管液氮冰冻保存备用。
小鼠肝取材实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠肝脏的解剖位置。
2. 学习小鼠肝脏的取材方法。
3. 了解肝脏在生物研究中的应用。
二、实验原理肝脏是人体最大的实质性器官，具有代谢、解毒、储存等功能。
在生物研究中，肝脏常作为研究对象，用于观察药物、毒素等对肝脏的影响。
本实验通过解剖小鼠，取出肝脏，为后续实验提供材料。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康小鼠2只2. 仪器：解剖剪、镊子、解剖盘、解剖针、解剖剪、解剖刀、解剖镜、解剖生理盐水、生理盐水、75%酒精、10%福尔马林固定液四、实验步骤1. 将小鼠置于解剖盘上，用解剖剪剪开小鼠的颈部皮肤，暴露出气管和血管。
2. 用解剖针挑破气管，用镊子轻轻拉出气管，使小鼠呼吸停止。
3. 用解剖剪剪断气管，使小鼠血液流出。
4. 用解剖剪剪开小鼠的腹腔，暴露出肝脏。
5. 用解剖剪剪断肝脏周围的血管，取出肝脏。
6. 将肝脏放入生理盐水中清洗，去除血污。
7. 将肝脏放入75%酒精中浸泡，防止细菌感染。
8. 将肝脏放入10%福尔马林固定液中固定，待后续实验使用。
五、实验结果与分析1. 通过解剖操作，成功取出小鼠肝脏。
2. 肝脏呈红褐色，质地较软，具有弹性。
3. 肝脏位于腹腔右侧，上方与膈肌相连，下方与胃、小肠相邻。
六、实验讨论1. 在解剖过程中，应尽量减少对小鼠的损伤，以免影响实验结果。
2. 肝脏在生物研究中具有重要意义，可用于观察药物、毒素等对肝脏的影响，以及研究肝脏的代谢、解毒等功能。
3. 本实验成功取出小鼠肝脏，为后续实验提供了材料。
七、实验总结通过本次实验，我们掌握了小鼠肝脏的解剖位置和取材方法。
在实验过程中，应注意操作规范，减少对小鼠的损伤。
肝脏在生物研究中具有重要意义，本实验为后续实验提供了基础材料。
免疫组化组织细胞的取材、固定、切片操作方法及要点概要
从大体标本上切除适量的组织材料进行研究就是取材。
取材不仅在免疫组化而且在常规病理检查中也十分重要。
用于免疫组化的组织一般取材大小为1.OcmXl.OcmX0.2cra。
取材时应剔除脂肪和钙化,否则会影响切片,出现假阳性或假阴性结果。
组织标本包括动物标本、手术活检标本、尸体解剖标本及细胞标本等,有关各种标本的取材方法分述如下。
一、动物的致死法及取材(一致死法(1空气栓塞法向动物静脉内注入一定量的空气,使动物很快死亡。
一般适用大动物,例如兔、犬、猫等动物。
(2麻醉法可将浸有乙醚或氯仿(三氯甲烷的棉球连同动物一起放人密闭容器内进行麻醉,也可用4%戊巴比妥作静脉注射,或用20%氨基甲酸乙酯做腹腔注射。
适用于鼠等小动物。
(3断头法用剪刀剪去动物的头部,待血液流出后立即取材。
适用于小动物。
(4去头法用重物猛击头后部或将动物头后部猛撞桌沿。
(5股动脉放血法动物麻醉后,切开股动脉放血致死。
(二取材注意事项(1最好在动物心脏还在跳动时立即取材,并迅速投入环保组织固定液内。
脏器的上皮组织易变质,争取在死后半小时内取材完毕,否则免疫组化染色时会产生背景染色。
(2切取组织使用的刀、剪要求锋利,避免来回挫动组织。
因动物组织质脆,因此夹取组织时切勿用力过重,以免挤压损伤组织。
二、尸体解剖的取材尸体解剖的取材应根据实际需要进行,一般取材部位和数量如下。
(1心和大血管右心室一块,左心室一块,主动脉一块,取材部位可在距主动脉瓣5cm处。
(2肺右下叶一块,切成正方形;左下叶一块,可切成长方形。
(3肝右叶一块,切成正方形;左叶一块,切成长方形。
(3脾一块。
(4胰一块。
(6肾两肾各一块,包括皮质、髓质和肾盂。
右肾一块切成正方形,左肾一块切成长(7膀胱一块。
(8肾上腺左、右各取一块。
(9消化道食管一块,胃窦部一块,小肠一块,淋巴结一块,直肠一块。
(10骨脊椎骨一块。
(11胸腺一块。
(12子宫宫颈和宫体数块。
(13睾丸或卵巢各一块。
(14脑左侧运动区一块,左侧豆状核一块,小脑一块。
小鼠部分组织的石蜡切片制作【范本模板】
小鼠部分组织的石蜡切片制作一、实验原理：利用脱水剂除去组织中的水分，再用透明剂二甲苯可以去除脱水剂酒精，而二甲苯可以溶解石蜡并将其导入到已脱水的组织细胞中，然后用熔化的石蜡对组织进行包埋，冷却后即可将柔软的组织包埋在石蜡中，使其具有一定硬度，且不改变其大小和形状。
用旋转切片机可将其切为极薄的薄片，经染色、脱水、装片后在显微镜下可以清晰地观察其组织结构.二、材料与用具1．材料：小鼠肝脏、脾脏等.2．用具：溶蜡箱、蜡杯、不同熔点的石蜡、酒精灯等.三、实验内容与步骤1．取材及固定取小鼠，采用拉颈处死或麻醉处死法将其杀死，取其脾脏和肝脏,切为边长约为0。
5cm的组织块。
用先用0.85％的生理盐水漂洗以洗去血液与污渍,如果是管状组织则必须把管腔中污物洗净,可用注射器自一端向管腔中注射生理盐水数次,使其管腔冲洗干净,切忌不可用刀或其他器具刮之。
由动物身上切取的组织必须是新鲜的，材料越新鲜越好，一般不应超过死后24 hr.如果是管状器官或是其中有分泌之消化液，则死后应迅速采取，以免组织自溶或上皮剥落.取下的材料马上进行固定，采用FAA固定液，固定液的用量与组织块体积之比一般在20：1，固定时间2 hr以上，超过24hr时可继续浸泡或转入70％酒精中保存。
不应使组织块贴于容器壁上，应记录固定液的名称，材料的种类，动物品种及开始固定的时间.2．冲洗固定后的组织块在进行脱水前用70％酒精洗去固定液。
3．脱水和硬化经过固定后的组织在水洗后要进行脱水，脱水的目的将组织内的水分用酒精或其他溶剂置换出来,使组织逐渐变硬,便于油类或其他透明及浸入,为熔化的石蜡浸渗到组织中创造条件。
常用的脱水剂是不同浓度的酒精，因为酒精与水有很大的亲和力，酒精浓度可以逐渐升高，置换出组织中的水。
脱水必须充分,脱水不充分会影响透明和浸蜡。
脱水过程要逐级上升，不能操之过急，跳级脱水会引起组织块强烈的收缩变形。
脱水所用的酒精浓度及过程如下：30％—→50%—→70％—→80％—→90％—→95％—→100％(Ⅰ)—→100％（Ⅱ)组织块在各级较低浓酒精（小于70％）中脱水的时间应视组织块的大小而定，大小不超过0.5立方厘米的组织块脱水时间为6～12 hr，在高浓度酒精中（大于70％)脱水时间为3 hr 左右。
实验动物抓取固定方法
实验动物抓取固定方法一、小鼠的抓取固定1、小鼠性情较温顺，挣扎力小，比较容易抓取和固定。
抓取时，用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或铁笼上。
2、趁着小鼠试图挣脱的瞬间，迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌。
3、放松拇指和食指，用另外三个手指控制小鼠，然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠，完成抓取固定。
4、小鼠性情较温顺,一般不咬人,比较容易固定。
通常是用右手提起小鼠的尾部，将其放在鼠盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前爬行时，迅速用左手拇指和食指捏住其双耳及颈后部皮肤，将小鼠置于左手掌心上，再以右手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
注意事项：抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。
在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可将小鼠用线绳捆绑在木版上，或固定在尾静脉注射架及粗试管中。
二、大鼠的抓取固定抓取大鼠前最好戴上防护手套，右手轻轻抓住大鼠尾巴的中部并提起，迅速放在笼盖上或其他粗糙面上，左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行，以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取固定。
三、豚鼠的抓取固定捉拿时，实验人员可先用手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环其颈部，用另一只手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取固定。
四、兔的抓取固定抓取固定方法是用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住臀部。
另一种方法是使用家兔固定栏，打开固定栏的前盖，抓取家兔放进栏内，右手抓住家兔耳朵将头部拉过固定栏的开孔，迅速关上栏门。
五、犬的抓取固定犬性情凶猛、咬人，但通人性。
如果犬在动物实验前曾与实验人员有接触，受过驯养调教，抓取固定就比较容易。
受过驯养的犬或哔格犬的抓取固定，实验人员应弯下膝盖，一只胳膊绕着它的胸部，另一只胳膊绕着后肢的大腿，两只胳膊一起绕着将犬抱起。
操作规程——小鼠组织收集
操作规程——一、目的小鼠是应用于流感病毒研究的常用动物模型。
而实验，是动物实验操作的基本方法。
本规程为规范实验操作、保证样本质量、操作安全而制定。
二、范围适用于中国国家流感中心所有技术研究人员从事小鼠动物实验。
三、程序（一）生物安全要求根据所使用病毒的生物安全条件在ABSL-2、ABSL-3、ABSL-4条件下操作。
（二）材料1．离心管、冻存管2．Hank’s液：Gibco（Cat.24020-117）3．无菌细胞培养平皿：BD Falcon （Cat.353003）4．留滞针头：临床儿童用5．眼科剪、眼科镊（三）实验步骤1．将小鼠以颈椎脱臼法处死，仰卧，固定四肢。
2．依次用碘酒及75%酒精消毒腹部，以镊子提取腹壁，剪去一小块皮肤，暴露腹膜，用镊子撕去皮毛至颈部，将小鼠置于无菌平皿内。
3．从颈部暴露气管，在气管上部插入塑料软管留滞针（7#），以手术线固定，用1mL PBS反复3~5次冲洗呼吸道，收集灌洗液，离心后保留上清。
如需呼吸道细胞，可反复3~5次1mL PBS冲洗，1500rpm，10min，收集细胞。
4．暴露腹腔脏器，用无菌眼科剪采集肝、脾、肾标本，放入置于干冰上的离心管或冻存管内，液氮长期保存, 或分别放在5mL Hank’s液处理。
5．用眼科剪剪断肋骨，暴露肺部，用眼科剪剪取肺及气管，放入置于干冰上的离心管或冻存管内，液氮长期保存，或放在5mL Hank’s液处理。
6．用眼科剪剪开头颅骨，用镊子摘取脑组织，放入置于干冰上的离心管或冻存管内，液氮长期保存，或放在5mLHank’s液处理。
7．用眼科剪剪开鼻部皮肤，从上腭剪取鼻部，放入置于干冰上的离心管或冻存管内，液氮长期保存, 或分别放在5mL Hank’s液处理。
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小鼠肝脏取材固定方法
试剂：
小鼠麻醉剂：4%水合氯醛，
肝脏固定液：4% PFA
器材：手术器械（剪刀，镊子），1 mL注射器
称取小鼠体重，记录体重值。
腹腔注射4%水合氯醛麻醉小鼠（20 μL/10 g 体重），2-3 min 后，用镊子捏小鼠四肢失去反应时，大头针固定解剖盘(塑料泡沫盒)中。
剪断下腔静脉，充分放出血液，用吸水纸吸干流出的血液。
用镊子捏住边缘膜系结构完整剪下整个肝脏，不要破坏组织结构，放入10cm 培养皿中，称量记录肝脏重量值。
取肝脏中叶分成50 mg左右的小块，放入冻存管中，立即放入液氮中速冻30 分钟，每个肝脏冻存多份，转移至-80℃冻存用于提取蛋白质和RNA。
取中叶的同时，取小鼠肝脏左右两叶肝片，放入盛有4% PFA 的50 mL离心管中固定。
摇床上固定8-12小时（过夜）。
固定液体积至少是组织块的体积的10倍，室温固定。
固定结束，用1x PBS摇床上洗3次，每次10 min，除去组织残留的固定液。
然后保存于70% 乙醇，4℃，可保存2周。
取材中小鼠编号，冻存管编号，50 mL离心管编号要完全一致，不可混淆。