机能实验学-实验动物基本操作(精选)
[临床医学]机能实验
![[临床医学]机能实验](https://img.taocdn.com/s3/m/151524acfc0a79563c1ec5da50e2524de518d0bf.png)
机能实验基本知识和基本操作一、常用手术器械及执拿方法的介绍手术剪：手术镊：血管钳（止血钳）爱丽丝钳（Alice钳，组织钳，鼠齿钳）：二、家兔手术的基本操作练习捉拿称重麻醉▪麻药：乌拉坦1g/Kg (20%, 5mL/Kg)▪给药途径：耳缘静脉注射▪麻醉标准：角膜反射消失、肌张力下降、痛反射减弱或消失固定剪毛切口分离气管并进行气管插管辨认并分离颈总动脉、迷走神经、交感神经和减压神经辨认并分离颈外静脉腹腔注射注意事项：1、备皮时不要将皮肤提起来；2、手术要仔细柔和，尽量不要损伤小血管；3、静脉注射麻醉药时注射速度要适当；4、分离神经时首先要辨别三根神经的走向和位置，使用玻璃针进行神经分离。
生物信号采集与处理的基本知识坐骨神经-腓肠肌标本的制备课程性质：《机能实验学》是以生理学、病理生理学、药理学为基础，通过对三学科实验教学优化、融合、重组形成的一门独立的综合性实践课，是机能学教学的重要组成部分和重要的医学基础课程。
课程内容《机能实验学》包括三部分，第一部分，机能学科实验基本知识和技能；第二部分，经典生理学、药理学、病理生理学实验；第三部分，按系统、方法将正常机能活动、异常病理模型、代表性药物的作用有机结合起来的综合性实验。
教学目的通过技能训练和经典实验，培养学生基本的实验操作能力；通过综合性实验，培养学生运用已学的知识观察、综合、分析和解决实际问题的能力；通过了解科学研究的一般过程和具体的科研实践，培养学生的科学思想，开拓学生的知识视野，激发学生的创新意识，帮助学生树立严肃认真、实事求是、理论联系实际的优良的科学工作态度和作风。
学时安排及考核：总学时为80个学时，本学期32学时，下学期48学时。
该课程的考核方式为：平时成绩占总成绩的30%，实验操作考试占总学时的30%，实验理论笔试占总学时的40%。
对学习《机能实验学》课的基本要求课前认真预习相关内容；课中正规操作，做好实验记录；对实验中重要现象积极思考，并尽可能的做出合理的解释；课后认真完成实验报告，并对实验中出现的“异常现象”通过查阅教科书等进行深入研究和讨论；严格遵守实验室规则。
机能学实验报告可能(3篇)
第1篇实验名称：心肌细胞动作电位及传导特性观察实验目的：1. 了解心肌细胞动作电位的产生机制。
2. 观察心肌细胞动作电位在不同条件下的变化。
3. 掌握心肌细胞动作电位传导特性的实验方法。
实验时间：2023年4月15日实验地点：机能学实验室实验对象：家兔心脏实验器材：1. 生物信号采集系统2. 心脏切片机3. 恒温浴槽4. 滑动电极5. 滤纸6. 电极7. 持针器8. 指尖镊9. 刀片10. 移液器11. 滴管12. 药品：氯化钾、氯化钠、葡萄糖、任氏液等实验步骤：1. 心脏取材：将家兔麻醉后，迅速打开胸腔，取出心脏。
2. 心脏切片：将心脏置于冰冷的任氏液中，用心脏切片机将心脏切成薄片。
3. 制备标本：将心脏薄片放置于恒温浴槽中，用滤纸吸去多余水分，将滑动电极放置于标本上。
4. 记录动作电位：打开生物信号采集系统，调整电极位置，记录心肌细胞动作电位。
5. 改变条件：在记录动作电位的过程中，逐步改变标本的温度、离子浓度等条件，观察动作电位的变化。
6. 分析结果：根据实验数据，分析心肌细胞动作电位的产生机制及传导特性。
实验结果：1. 正常条件下的心肌细胞动作电位：在正常条件下，心肌细胞动作电位呈尖峰状，具有快速上升和下降的特点。
2. 温度变化对心肌细胞动作电位的影响：随着温度的升高，心肌细胞动作电位的上升速度和幅度逐渐增大；随着温度的降低，心肌细胞动作电位的上升速度和幅度逐渐减小。
3. 离子浓度变化对心肌细胞动作电位的影响：随着钠离子浓度的升高，心肌细胞动作电位的上升速度和幅度逐渐增大；随着钾离子浓度的升高，心肌细胞动作电位的上升速度和幅度逐渐减小。
4. 传导特性：心肌细胞动作电位在心肌组织中呈单向传导，且传导速度较快。
讨论：1. 心肌细胞动作电位的产生机制：心肌细胞动作电位主要由钠离子内流和钾离子外流引起。
在静息状态下，细胞膜对钾离子的通透性较高，对钠离子的通透性较低，导致钾离子外流，细胞膜内负电位。
机能实验学实验报告
实验名称：传出神经系统药物对兔瞳孔的影响实验日期：2023年11月15日实验者：[姓名]一、实验目的1. 了解传出神经系统药物对兔瞳孔的影响。
2. 掌握瞳孔变化的观察方法及记录技巧。
3. 分析传出神经系统药物对瞳孔调节的生理机制。
二、实验原理瞳孔是眼球的重要部分，其大小可以调节进入眼内的光线量。
瞳孔的调节受自主神经系统的控制，包括交感神经和副交感神经。
交感神经兴奋时，瞳孔扩大；副交感神经兴奋时，瞳孔缩小。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：家兔2只，体重约2.5kg。
2. 试剂：肾上腺素、阿托品、新斯的明、生理盐水。
3. 仪器：瞳孔计、显微镜、解剖显微镜、手术显微镜、剪刀、镊子、缝针、缝线、酒精棉球、生理盐水等。
四、实验方法与步骤1. 实验动物麻醉：用2%戊巴比妥钠溶液按40mg/kg体重进行腹腔注射，麻醉成功后固定于手术台上。
2. 瞳孔观察：使用瞳孔计观察并记录兔的瞳孔直径。
3. 实验分组：- A组：生理盐水组，注射生理盐水。
- B组：肾上腺素组，注射肾上腺素（1mg/kg体重）。
- C组：阿托品组，注射阿托品（0.5mg/kg体重）。
- D组：新斯的明组，注射新斯的明（0.1mg/kg体重）。
4. 观察记录：分别在注射前后15分钟、30分钟、45分钟、60分钟时，使用瞳孔计观察并记录兔的瞳孔直径。
5. 数据处理：计算各组不同时间点的平均瞳孔直径，并进行统计分析。
五、实验结果1. 生理盐水组：注射前后瞳孔直径无明显变化。
2. 肾上腺素组：注射后15分钟瞳孔直径明显扩大，30分钟后恢复正常。
3. 阿托品组：注射后15分钟瞳孔直径明显缩小，30分钟后恢复正常。
4. 新斯的明组：注射后15分钟瞳孔直径无明显变化，30分钟后瞳孔直径略有扩大。
六、讨论与分析1. 肾上腺素可以兴奋交感神经，导致瞳孔扩大，符合实验预期。
2. 阿托品可以阻断副交感神经的胆碱能受体，导致瞳孔缩小，符合实验预期。
3. 新斯的明可以抑制胆碱酯酶，使乙酰胆碱在突触间隙中积累，导致瞳孔略有扩大，但效果不如肾上腺素明显。
医学机能实验学实验报告
实验名称：传出神经系统药物对兔瞳孔的影响实验目的：1. 观察传出神经系统药物对兔瞳孔的影响。
2. 分析不同药物对瞳孔变化的生理机制。
实验原理：瞳孔的大小受自主神经系统的调节，主要受交感神经和副交感神经的控制。
交感神经兴奋时，瞳孔扩大；副交感神经兴奋时，瞳孔缩小。
通过观察不同药物对兔瞳孔的影响，可以了解药物对自主神经系统的调节作用。
实验材料：1. 实验动物：家兔 2 只2. 实验仪器：瞳孔观察仪、显微镜、显微镜支架、注射器、药物（阿托品、毛果芸香碱、肾上腺素、去甲肾上腺素）3. 实验药品：阿托品溶液、毛果芸香碱溶液、肾上腺素溶液、去甲肾上腺素溶液实验步骤：1. 将家兔固定于实验台上，用瞳孔观察仪观察并记录其瞳孔大小。
2. 依次给予家兔以下药物：a. 阿托品溶液：注射 0.5ml，观察瞳孔变化。
b. 毛果芸香碱溶液：注射 0.5ml，观察瞳孔变化。
c. 肾上腺素溶液：注射 0.5ml，观察瞳孔变化。
d. 去甲肾上腺素溶液：注射 0.5ml，观察瞳孔变化。
3. 观察并记录给药前后家兔瞳孔的变化，包括瞳孔大小、形状、反应时间等。
4. 重复实验，验证实验结果的可靠性。
实验结果：1. 阿托品溶液注射后，家兔瞳孔逐渐扩大，呈圆形，对光反应减弱。
2. 毛果芸香碱溶液注射后，家兔瞳孔逐渐缩小，呈圆形，对光反应增强。
3. 肾上腺素溶液注射后，家兔瞳孔逐渐扩大，呈圆形，对光反应减弱。
4. 去甲肾上腺素溶液注射后，家兔瞳孔无明显变化，对光反应减弱。
实验分析：1. 阿托品为副交感神经阻断剂，可阻断副交感神经对瞳孔的调节作用，导致瞳孔扩大。
2. 毛果芸香碱为副交感神经兴奋剂，可增强副交感神经对瞳孔的调节作用，导致瞳孔缩小。
3. 肾上腺素为交感神经兴奋剂，可增强交感神经对瞳孔的调节作用，导致瞳孔扩大。
4. 去甲肾上腺素为交感神经兴奋剂，但对瞳孔的调节作用较弱，故家兔瞳孔无明显变化。
结论：1. 阿托品和毛果芸香碱可分别引起家兔瞳孔扩大和缩小，证实了药物对瞳孔的调节作用。
《机能学实验》实验教学大纲(临床等)
《机能学实验》实验教学大纲（供五年制本科临床医学、麻醉学等专业使用）Ⅰ前言机能实验学是以生理学、病理生理学、药理学为基础，通过对三学科实验教学的优化、融合、重组形成的一门独立的综合性实践课，是以动物实验和人体功能观察为手段，探讨人体机能活动规律及其在疾病状态或药物干预下的变化规律及其机制的综合性实验课程，是机能学教学的重要组成部分和重要的医学基础课程。
主要内容包括基本实验技能、基本的经典实验、综合性实验和设计性实验。
编写本大纲的目的是要求学生通过该课程的学习，掌握常用实验仪器的原理及使用方法；掌握常用实验动物的选择和局部手术操作；掌握常用实验溶液的配制方法：学会实验资料的收集、整理和数据处理；学会对实验结果的分析、整理和实验报告的正确书写，从而提高对功能学科知识的进一步理解，提高解决实际问题的综合能力、提高科学思维的能力，培养对科学工作严谨求实的作风，为今后从事实际工作和科学研究奠定基础。
本大纲适用于五年制本科临床医学、临床妇产、急救医学、眼耳鼻喉科学、医学美容、医学影像学、麻醉学、法医学专业（方向）医学生使用。
现将大纲使用中有关问题说明如下：一为了使教师和学生更好地掌握教材，大纲中每一实验均由教学目的、教学要求和教学内容三部分组成。
教学目的注明教学目标，教学要求分掌握、熟悉和了解三个级别，教学内容与教学要求级别对应，并统一标示（核心内容即知识点以下划实线，重点内容以下划虚线，一般内容不标示）便于学生重点学习。
二教师在保证大纲核心内容的前提下,可根据不同教学手段,讲授重点内容和介绍一般内容。
三总教学参考学时：68学时。
四使用教材：《机能学实验指导》，自编，石京山，4版，2006年。
Ⅱ正文实验一概述一教学目的（一）明确机能实验课的目的和要求，严格遵守实验室的规章制度，认真做好每一次实验，在实验中不断掌握动物实验的基本操作技术。
（二）掌握BL-410、BL-420E和ASB240U生物信号采集系统操作。
机能兔子实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解兔子生理机能的基本结构和功能。
2. 观察并分析兔子的心脏、肺脏、肝脏等主要器官的生理活动。
3. 掌握兔子生理机能实验的基本操作技能。
二、实验原理兔子作为一种实验动物，其生理机能与人类有许多相似之处。
通过兔子生理机能实验，可以了解兔子各器官系统的生理功能，为医学研究提供实验依据。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康成年兔子（体重2-2.5kg）3只。
2. 实验器材：手术器械、解剖显微镜、生理盐水、肝素、乌拉坦、注射器、气管插管、动脉插管、动脉夹、玻璃分针、止血钳、皮钳、绳子、毛剪、镊子等。
3. 实验试剂：20%的乌拉坦、肝素、生理盐水、肾上腺素、复方氯化铵、谷氨酸钠等。
四、实验方法与步骤1. 家兔称重，并注射20%的乌拉坦进行麻醉。
2. 家兔固定在解剖台上，备皮，消毒。
3. 暴露气管，插管，连接记录系统。
4. 暴露心脏，观察心脏的结构和功能，记录心率、血压等指标。
5. 暴露肺脏，观察肺脏的结构和功能，记录呼吸频率、潮气量等指标。
6. 暴露肝脏，观察肝脏的结构和功能，记录肝功能指标。
7. 暴露十二指肠，基底部荷包缝合，十二指肠插管（朝向肠腔）。
8. 观察家兔正常生理指标，停止吸入麻醉。
9. 分为甲、乙、丙三组，分别进行以下实验：- 甲组：注射复方氯化铵，观察肝性脑病的发生。
- 乙组：注射复方氯化铵，同时耳缘静脉给予谷氨酸钠进行治疗。
- 丙组：不结扎肝脏，观察肝性脑病的发生。
10. 动态观察家兔各项指标的变化，记录实验数据。
五、实验结果与分析1. 心脏：兔子心脏呈椭圆形，分为四个腔室，即左右心房和左右心室。
心脏跳动时，心房先收缩，心室后收缩，从而推动血液在体内循环。
实验中观察到兔子心率约为每分钟120-150次，血压约为100-150mmHg。
2. 肺脏：兔子肺脏呈粉红色，分为左右两个肺叶。
肺脏是呼吸系统的重要组成部分，负责氧气的吸入和二氧化碳的排出。
实验中观察到兔子呼吸频率约为每分钟30-40次，潮气量约为50-60ml。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
《机能实验学》手术操作(专科)课件(1)
的1/5，且须经一定时间后才能补充。
6、因麻醉药的作用，可使动物体温缓
慢下降，所以，特别是寒冷季节应注意动
物保温。
.
20
【兔仰卧位固定法】P47
--四肢及两只上门牙固定
将缚绳打活结→绑在兔前肢腕关节上部和后肢踝关节
上部→将两后肢分开拉直，用缚绳缠绕固定于手术台
后缘的钩上→将两前肢平直放在两侧，绑两前肢的左
于喉头下方至胸骨
上缘之间作颈正中
切口4-5cm。
.
22
【颈部手术】P62
切口方法及注意事项：
＆根据实验需要确定切口的位置和大小
必要时要作出标志。切口大小以便于手
术操作为宜。
＆用拇指和食指绷紧皮肤，另一手持手
术刀以适当力量一次切开皮肤及皮下组
织，直到肌层。肌层可用组织剪先剪一
小口，再顺肌纤维用组织钳钝性分离。
两环，中指放在无名指的前
外方剪柄上，食指轻压在剪
柄和刀口交界的轴节处。
.
4
动物实验常用的手术器械及使用方法
P60
﹠止血钳
除用于止血外，有齿的用于
提捏皮肤，无齿的分离皮下
组织。蚊式止血钳适于分离
小血管及小神经周围的结缔
组织。执钳方法与持剪方法
相同。关闭止血钳时，两手
动作相同，但打开止血钳时
则是用拇指和食指持住止血
上和向下剪开腹壁3～5cm → 用手将膀胱翻
至体外→在膀胱底部左右侧仔细辨认输尿管
（注意围绕输尿管横向走行的白色管，为输精
管，与膀胱无联系；输尿管略呈粉红色，自膀
胱底部向腹腔深部延伸）→
.
32
【膀胱插管】P65
在输尿管下方穿线→ 将膀胱上翻→结扎尿
机能实验学实验动物基本操作
方法3：肌内给药法
下一页
部位：腹部正中线两侧。 要点： 45度角，落空感，无回血。
适合刺激性小的水溶性药物的用药，啮齿类动物常用给药途径之一。
注射量：小鼠0.2ml-1ml/次； 大鼠1ml-3ml/次。
鼠常用给药方法
2
方法4：腹腔给药法
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要点：麻醉，注射器与血管成10度角； 有回血注入药物。
方法、要点： 同小鼠
鼠常用给药方法
2
下一页
大鼠灌胃法
原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。
方法2：皮下给药法
鼠常用给药方法
2
下一页
部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下。
小鼠皮下给药法
小鼠背部皮下给药法
小鼠颈部皮下给药法
方法：如图。 要点：消毒，锐角；易摆动，无回血。
注射量：次。
机能学实验总论
Diagram
生理学实验动物基本操作
青蛙、蟾蜍的基本操作
常用实验动物（一）
青蛙(frog) 蟾蜍 (toad) 耳后腺 下一页
方法：如图所示。 注意：两侧耳部突起之毒腺，勿挤压。
此固定法适合可破坏其脑和脊髓和淋巴囊注射。
下一页
蟾蜍捉拿和固定方法
破坏脑和脊髓
脑脊髓完全破坏的标志： 下颌呼吸运动消失；反射消失；四肢松软。
方法1：灌胃法
鼠常用给药方法
+
2
规格：
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灌胃器： 注射器 + 灌胃针
方法：双手捉拿。 要点： 1.左手抓取和固定,腹部朝上，颈拉直。 2.针头口角入口，口腔与食管成直线; 落空感，负压感觉。
鼠常用给药方法
2
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家兔的机能实验报告
一、实验目的1. 了解家兔的基本生理机能，包括呼吸、循环、消化、泌尿和生殖系统等。
2. 掌握实验动物的基本操作方法，提高实验技能。
3. 培养观察、分析和解决问题的能力。
二、实验动物与材料1. 实验动物：健康家兔一只（体重约2kg）。
2. 实验材料：解剖盘、手术刀、手术剪、镊子、注射器、酒精、生理盐水、显微镜、切片机等。
三、实验步骤1. 家兔麻醉与固定将家兔放入实验箱内，进行麻醉。
麻醉后，将家兔固定在解剖盘上。
2. 呼吸系统观察（1）观察家兔的呼吸频率和节律。
（2）观察家兔的鼻翼运动和胸腹起伏。
3. 循环系统观察（1）观察家兔的心率、节律和心音。
（2）观察家兔的血管搏动。
4. 消化系统观察（1）观察家兔的口腔、咽、食管、胃、小肠、大肠等器官的形态和位置。
（2）观察家兔的唾液分泌和肠道蠕动。
5. 泌尿系统观察（1）观察家兔的肾脏、输尿管、膀胱等器官的形态和位置。
（2）观察家兔的尿液颜色和量。
6. 生殖系统观察（1）观察家兔的睾丸、卵巢、输卵管、子宫、阴道等器官的形态和位置。
（2）观察家兔的生殖细胞。
7. 神经系统观察（1）观察家兔的大脑、脊髓、神经等器官的形态和位置。
（2）观察家兔的反射活动。
8. 免疫系统观察（1）观察家兔的淋巴结、脾脏等器官的形态和位置。
（2）观察家兔的免疫细胞。
四、实验结果与分析1. 呼吸系统：家兔的呼吸频率约为40-60次/分钟，节律均匀。
鼻翼运动和胸腹起伏明显。
2. 循环系统：家兔的心率约为80-120次/分钟，节律均匀。
心音清晰。
血管搏动明显。
3. 消化系统：家兔的口腔、咽、食管、胃、小肠、大肠等器官形态和位置清晰。
唾液分泌适中，肠道蠕动明显。
4. 泌尿系统：家兔的肾脏、输尿管、膀胱等器官形态和位置清晰。
尿液颜色清澈，量适中。
5. 生殖系统：家兔的睾丸、卵巢、输卵管、子宫、阴道等器官形态和位置清晰。
生殖细胞可见。
6. 神经系统：家兔的大脑、脊髓、神经等器官形态和位置清晰。
机能实验
∙综合性实验∙作者: 日期:2008-10-15 19:26:06∙实验一兔动脉血压的调节[实验目的]学习家兔动脉血压的描记法，识别有关神经和血管，观察神经和体液因素对血压的影响。
本实验采用直接测定动脉血压，通过动脉血压的变化，直接或间接地观察心血管活动的神经体液性调节，并通过MD-2000微机记录系统，将血压波记录下来。
[实验原理]哺乳动物的心血管系统受神经和体液因素的影响。
心交感神经兴奋，心脏产生正性变时变力变传导。
交感缩血管纤维兴奋，引起缩血管效应。
心迷走神经兴奋，心脏产生负性变时变力变传导。
去甲肾上腺素主要作用于血管平滑肌上的α受体，引起小动脉微动脉收缩，外周阻力增加，血压增高；已酰胆碱可与心脏的M 受体结合，使心脏心率变慢，心缩力变小，心输出量减低，血压降低。
[实验器材与药品]MD-2000微机化实验教学系统，兔手术台，哺乳动物手术器械，气管插管，动脉夹，动脉插管，玻璃分针，血压换能器，保护电极，有色丝线，纱布，注射器。
生理盐水，1%戊巴比妥钠(3ml／kg)，肝素，1:10 000去甲肾上腺素，l:10 000乙酰胆碱。
[实验对象]家兔[实验步骤和方法]1．手术过程（1）麻醉：由耳缘静脉注射1%戊巴比妥钠(3ml／kg)，待兔麻醉后，仰卧位固定于兔台上（2）插气管插管：颈部剪毛，沿颈正中线做一5~7cm长的皮肤切口。
分离皮下组织及肌肉，暴露和分离气管。
在气管下方穿一较粗线备用，于甲状软骨尾侧2~3cm处做“⊥”形切口，插入气管，用备用线结扎固定。
（3）分离颈部神经和动脉：在气管两侧辨别并分离颈总动脉、迷走神经、交感神经和降压神经。
三条神经中迷走神经最粗，交感神经次之，降压神经最细，常与交感神经紧贴在一起。
分离后分别在各神经下方穿以不同颜色的丝线备用，颈总动脉下方穿两条线备用。
（4）插动脉插管：在左侧颈总动脉的近心脏端加一动脉夹，然后结扎其远心脏端，动脉夹与结扎线之间相距至少2cm。
用眼科剪刀在靠近结扎线处做一向心脏方向的斜形切口，将连于血压换能器的细塑料管(管内预先注入肝素以抗血凝)向心脏方向插入动脉切口内，然后用备用的线结扎固定。
机能学小鼠实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠生理学实验的基本操作方法。
2. 熟悉小鼠生理机能实验的基本原理和操作步骤。
3. 通过实验观察小鼠生理机能的变化，加深对生理学知识的理解。
二、实验原理生理机能实验是研究动物生理机能的一种实验方法，通过对实验动物进行特定的生理操作，观察和分析实验动物生理机能的变化，从而揭示生理机能的规律。
本实验以小鼠为实验对象，通过观察其生理指标的变化，了解小鼠在不同生理条件下的生理机能。
三、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠10只，体重20-25g。
2. 实验仪器：电子天平、生理机能实验台、生理机能记录仪、手术显微镜、手术器械、生理盐水、乙醚、水合氯醛、注射器、剪刀、镊子等。
3. 实验试剂：肝素钠、生理盐水、葡萄糖溶液、盐酸肾上腺素、利多卡因等。
四、实验方法1. 实验动物分组：将10只小鼠随机分为两组，每组5只，分别作为实验组和对照组。
2. 实验组操作：（1）乙醚麻醉小鼠，剪开小鼠颈部皮肤，暴露气管，插入气管插管。
（2）将小鼠固定在生理机能实验台上，连接生理机能记录仪。
（3）记录小鼠基础心率、呼吸频率、血压等生理指标。
（4）注射肝素钠，观察小鼠凝血时间的变化。
（5）注射盐酸肾上腺素，观察小鼠血压、心率、呼吸频率等生理指标的变化。
（6）注射利多卡因，观察小鼠神经传导速度的变化。
3. 对照组操作：（1）乙醚麻醉小鼠，剪开小鼠颈部皮肤，暴露气管，插入气管插管。
（2）将小鼠固定在生理机能实验台上，连接生理机能记录仪。
（3）记录小鼠基础心率、呼吸频率、血压等生理指标。
（4）注射生理盐水，观察小鼠生理指标的变化。
4. 实验数据记录与分析：（1）记录实验组和对照组小鼠的生理指标变化。
（2）分析实验组和对照组小鼠生理指标变化的差异，探讨生理学机理。
五、实验结果与分析1. 实验组小鼠注射肝素钠后，凝血时间明显延长，说明肝素钠具有抗凝作用。
2. 实验组小鼠注射盐酸肾上腺素后，血压升高、心率加快、呼吸频率增加，说明盐酸肾上腺素具有兴奋心血管系统的作用。
理学小学期 药理实验动物基本知识及基本操作实验方法
（五）动物被毛的去除法
? 拔毛法 ? 剪毛法 ? 剃毛法 ? 脱毛法
三、实验动物的麻醉
? 常用麻醉药
? 氨基甲酸乙酯（乌拉坦） ? 氯醛糖 ? 巴比妥类 ? 乙醚 ? 局部麻醉药
三、实验动物的麻醉
? 常用麻醉方法
? 全身麻醉
? 吸入麻醉 ? 注射麻醉
? 局部麻醉
三、实验动物的麻醉
? 麻醉操作要求
? 对于存贮在计算机内部的实验数据，生 物机能实验系统软件可以随时将其调出 进行观察和分析，还可以将重要的实验 波形和分析数据进行打印。
手术器械，按实验步骤进行实验。 4.认真观察和记录实验结果，并加上必要的标记、文字说明；实验过程中还
要思考出现了什么样的结果，为什么会有这些结果，有什么意义。若出 现非可预期结果，还应分析其原因，尽可能地及时解决。 5.试验中要有耐心，必须等前一项实验基本恢复正常后，才能进行下一项实 验，注意观察实验的全过程。
（一）实验动物的种类
蟾蜍（ Toad ）
雄蟾
婚垫
雄蟾
雌蟾
蟾蜍属两栖动物，其一些基本生命活动与哺乳动物近似，其 离体组织和器官所需的生理环境比较简单 (无须供氧和恒温)。
蟾蜍常用于神经生理、肌肉生理、心脏生理，微循环、水肿 等实验。
（一）实验动物的种类
小鼠（M 药理、毒理、肿瘤、放射性、食品、生物制品等的科研、生产和教 学。
首先将原始的生物机能信号包括生物电信号呾通过传感器引入的生物非电信号迚行放大有些生物电信号非常微弱比如减压神经放电其信号为微伏级信号如果丌迚行信号的前置放大根本无法观察滤波由于在生物信号中夹杂有众多声光电等干扰信号比如电网的50hz信号这些干扰信号的幅度往往比生物电信号本身的强度还要大如果丌将这些干扰信号滤除掉那么可能会因为过大干扰信号致使有用的生物机能信号本身无法观察等处理然后对处理的信号通过模数转换迚行数字化并将数字化后的生物机能信号传输到计算机内部计算机则通过与用的生物机能实验系统软件接收从生物信号放大采集卡传入的数字信号然后对这些收到的信号迚行实时处理一方面迚行生物机能波形的显示一方面迚行生物机能信号的存贮另外它还要根据使用者的命令对数据迚行指定的处理呾分析比如平滑滤波微积分频谱分析等
机能上实验内容
实验一家兔手术基本操作一、动物基本操作技术1.切口与止血用哺乳动物进行实验时，在做皮肤切口之前，应先将预定部位及其周围的长毛剪去（备皮），然后选好确切的切口部位和范围，必要时做出标志。
切口的大小要适当，既要便于实验操作，也不可过大。
术者先用左手拇指和另外四指将预定切口上端两侧的皮肤绷紧固定，右手持手术刀，以适当的力量，一次全线切开皮肤和皮下组织，直到肌层表面。
在手术过程中，必须及时注意止血。
微血管渗血，用温热盐水纱布轻压即可止血。
干纱布只用于吸血，不可用以揩擦组织，以防组织损伤和血凝块脱落。
较大血管出血，需先用止血钳将出血点及其周围的少许部分组织一并夹住，然后用线结扎。
大动脉破裂出血时，切不可用有齿的镊子或血管钳直接夹住管壁，而应先用纱布压住出血部位，吸干血后，小心打开纱布，观察出血点位置，迅速用手指捏住动脉破裂处，用动脉夹夹住血管近心端，再作进一步处理。
在实验间歇期间，应将创口暂闭合，或用温盐水纱布盖好，以防组织干燥和体内热量散失。
2.肌肉、神经与血管的分离分离肌肉时，应该用止血钳在整块肌肉与其他组织之间，顺着肌纤维方向，将肌肉一块块地分离。
决不能在一块肌肉的肌纤维间任意穿插。
如果在肌肉纤维间操作，不仅容易损伤肌纤维而引起出血，并且也很难将肌肉分离。
若必须将肌肉切断，应先用两把止血钳夹住肌肉(小块或薄片肌肉也可用两道丝线结扎)，然后在两止血钳间切断肌肉。
神经和血管都是比较娇嫩的组织，因此在剥离过程中要耐心、仔细、动作轻柔。
切不可用带齿的镊子进行剥离，也不许用止血钳或镊子夹持，以免其结构或机能受损。
在剥离粗大的神经、血管时，应先用蚊式止血钳将神经或血管周围的结缔组织稍加分离，然后用大小适宜的止血钳将其从其周围的结缔组织中游离出来。
游离段的长短，视需要而定。
在剥离细小的神经或血管时，要特别注意保持局部的自然解剖位置，不要把结构关系弄乱，同时需要用眼科小镊子或玻璃针轻轻地进行分离。
剥离完毕后，在神经或血管的下方穿以浸透生理盐水的缚线(根据需要穿一根或两根)，以备刺激时提起或结扎之用。
动物实验基本操作技术手册
动物实验是一项敏感和复杂的工作，必须在合乎伦理的前提下进行，且需要遵循相关法规和指南。
以下是一个基本的动物实验操作技术手册大纲，但请注意，实施动物实验前，确保已经获得了合适的伦理批准和遵循当地法规。
1. 实验前准备：-获取伦理委员会的批准。
-确保实验室和设备符合标准。
-训练实验人员，确保其了解实验目的和操作流程。
2. 动物选择和养护：-选择适当的实验动物种类。
-确保动物的健康状况和遗传背景。
-提供适当的饲料、水和住房条件。
3. 实验设计：-制定明确的实验计划和协议。
-随机分组和安排实验。
-控制实验变量，确保结果的可靠性。
4. 麻醉和手术技术：-使用适当的麻醉剂和疼痛缓解措施。
-实施外科手术时，保持严格的无菌操作。
-确保手术室环境符合标准。
5. 实验操作和数据收集：-严格遵循实验方案的步骤。
-使用精确的测量工具。
-记录和存储实验数据。
6. 动物监测：-定期监测实验动物的生理指标。
-观察动物行为和外观。
-确保动物福祉和及时干预。
7. 实验结束和处理：-完成实验后，安全地结束动物的参与。
-对实验动物进行适当的处置或重返饲养环境。
-清理和消毒实验设备和环境。
8. 数据分析和报告：-使用统计工具对数据进行分析。
-撰写实验报告，详细描述实验设计、方法和结果。
-提交实验结果给相关的科研机构或期刊。
9. 废弃物处理：-安全处理动物实验产生的废弃物。
-符合相关环境法规，确保废弃物不对环境造成污染。
10. 纪录保存和档案管理：-确保实验记录和数据的安全存储。
-遵循机构和法规的档案保存要求。
11. 反馈和改进：-定期进行实验室审核和评估。
-根据实验结果和经验，改进实验设计和操作流程。
请注意，这只是一个基本的手册大纲，具体的操作流程和技术要求可能根据实验的具体内容和动物种类而有所不同。
在进行任何动物实验之前，请确保阅读并遵循相关法规和伦理指南，以确保实验的合法性和伦理性。
机能实验学蛙实验报告
一、实验目的通过本次实验，掌握蛙实验的基本操作技能，观察蛙心、蛙肺等器官的功能活动，了解实验过程中可能出现的生理现象，为后续实验打下基础。
二、实验原理蛙是一种常用的实验动物，其心脏、肺等器官具有明显的生理活动，便于观察和测量。
本实验主要观察蛙的心跳、呼吸等生理现象，分析影响生理活动的因素。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：蛙2. 仪器：蛙解剖台、手术刀、镊子、剪刀、显微镜、注射器、生理盐水、任氏液、显微镜载玻片、滴管、生理盐水、酒精、碘酒、生理盐水、剪刀、镊子、显微镜、注射器、玻璃管、酒精灯、解剖剪、镊子、手术刀、生理盐水、任氏液、玻璃管、注射器、剪刀、镊子、显微镜、载玻片、滴管、生理盐水、酒精、碘酒四、实验步骤1. 解剖蛙体（1）将蛙置于解剖台上，用解剖剪剪开蛙的头部，暴露出脑和脊髓。
（2）用镊子取出脑和脊髓，剪开心脏部位，观察心脏的跳动。
（3）剪开胸部，观察肺的呼吸运动。
2. 观察心脏跳动（1）将心脏部位放在载玻片上，用显微镜观察心脏的跳动。
（2）观察心脏的收缩和舒张过程，记录心跳频率。
3. 观察肺的呼吸运动（1）将肺部位放在载玻片上，用显微镜观察肺的呼吸运动。
（2）观察肺的膨胀和收缩过程，记录呼吸频率。
4. 影响生理活动的因素观察（1）改变心脏部位的温度，观察心跳频率的变化。
（2）改变肺部位的温度，观察呼吸频率的变化。
（3）在心脏部位加入少量生理盐水，观察心跳频率的变化。
（4）在肺部位加入少量生理盐水，观察呼吸频率的变化。
五、实验结果与分析1. 心脏跳动观察发现，蛙的心脏跳动频率为每分钟60-80次，心脏收缩和舒张过程明显。
2. 肺的呼吸运动观察发现，蛙的肺呼吸频率为每分钟20-30次，肺的膨胀和收缩过程明显。
3. 影响生理活动的因素（1）改变心脏部位的温度，心跳频率发生变化，温度升高，心跳频率加快；温度降低，心跳频率减慢。
（2）改变肺部位的温度，呼吸频率发生变化，温度升高，呼吸频率加快；温度降低，呼吸频率减慢。