动物实验报告修订稿

动物实验报告集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。

这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。

2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。

幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。

另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。

3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。

2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。

4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。

固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。

将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。

取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。

也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml 血，切割后用棉球压迫止血。

这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。

2）眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。

用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。

刺入深度小鼠2～3mm。

当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。

得到所需的血量后，拨出毛细管。

若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。

3）心脏取血动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。

在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。

此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。

若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。

5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。

动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。

若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。

一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2）皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。

操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。

拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。

3）肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。

当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。

操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。

将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。

4）腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。

固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。

5）尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。

操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。

动进入注射器。

6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。

用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。

用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。

内部脏器观察1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。

2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。

3）肝：附于隔上，呈暗褐色，分5叶。

4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。

5）肠：分小肠和大肠。

小肠包括回肠、空肠和十二指肠。

6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。

7）胰：在十二指肠附近，呈粉红色。

8）肾：右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。

9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。

小鼠为双角子宫，为Y字形。

10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。

实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。

轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。

其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。

注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。

2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。

3.给药1）灌胃:将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。

抓取固定大鼠后，使大鼠头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。

若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。

一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。

2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。

针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。

固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。

3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。

操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。

注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。

如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。

（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。

4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。

注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。

5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。

若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。

为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。

4.麻醉：抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。

若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。

若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。

5.釆血1）尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次0.1ml。

2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。

右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。

此时固定针管及心脏的位置，继续采血。

采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。

（每次采血量可达2~3ml）。

3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。