绿豆芽愈伤组织诱导培养实验报告
绿豆芽愈伤组织诱导培养实验报告
绿⾖芽愈伤组织诱导培养实验报告⽣物⼯程中游技术实验--植物组织、器官培养的研究学校：学院：班级：姓名：学号：绿⾖芽愈伤组织诱导培养实验【摘要】本实验以MS＋2,4-D为基本培养基,添加NAA或6-BA,对绿⾖芽材料进⾏体外培养,诱导形成愈伤组织。
结果表明,在⼀定浓度范围内,NAA和6-BA对绿⾖芽的诱导有促进作⽤。
不同激素组合培养下，绿⾖芽外植体形成愈伤组织的类型不同,其⾊泽、细胞的形态结构显著不同。
其中，细胞分裂素和⽣长素的组合诱导芽及芽的增殖效果最好，MS+6-BA(6mg/L)+NAA(0.4mg/L)培养基最适。
【关键词】绿⾖芽；组织培养；愈伤组织；6-BA；2,4-D；NAA;全能性⼀、前⾔细胞⼯程(Cell engineering) 是指应⽤现代细胞⽣物学、发育⽣物学、遗传学和分⼦⽣物学的理论与⽅法，按照⼈们的需要和设计，在细胞⽔平上的遗传操作，重组细胞的结构和内含物，以改变⽣物的结构和功能，即通过细胞融合、核质移植、染⾊体或基因移植以及组织和细胞培养等⽅法，快速繁殖和培养出⼈们所需要的新物种的⽣物⼯程技术。
其常⽤技术⼿段有植物组织培养，植物体细胞杂交、动物细胞培养、动物细胞融合、单克隆抗体、胚胎移植、核移植等。
根据细胞类型的不同，可以把细胞⼯程分为植物细胞⼯程和动物细胞⼯程两⼤类。
本⽂主要综述细胞⼯程中植物细胞⼯程的植物组织培养这⼀技术⼿段。
植物组织培养技术的应⽤范围包括快速繁殖、培育⽆病毒植物，通过⼤规模的植物细胞培养来⽣产药物、⾷品添加剂、⾹料、⾊素和杀⾍剂等。
植物组织培养，诱导愈伤组织形成和形态发⽣，使⼀个离体的细胞、⼀块组织或⼀个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。
在植物组织培养中，由于植物细胞具有全能性,即植物的体细胞具有母体植株全部遗传信息并会发育成为完整的个体。
因⽽,每⼀个植物细胞可以像胚胎细胞⼀样,经离体培养再⽣成植株。
随着细胞⼯程技术的不断发展,植物细胞和组织培养这⼀细胞⼯程技术也⽆例外地得到发展,⽬前已在许多植物上,特别是在农林⽣产实践中得到了⼴泛应⽤。
绿豆芽实验报告
绿豆芽实验报告绿豆芽实验报告引言：绿豆芽是一种常见的食品，富含维生素C、维生素E、蛋白质和纤维素等营养成分，具有清热解毒、降血压、降血脂等功效。
为了深入了解绿豆芽的生长过程和营养价值，我们进行了一次绿豆芽实验。
实验目的：1. 观察绿豆芽的生长过程；2. 测量绿豆芽在不同光照条件下的生长速度；3. 分析绿豆芽的营养成分。
实验材料：1. 绿豆种子；2. 培养皿；3. 水；4. 纸巾；5. 显微镜；6. 紫外线灯。
实验步骤：1. 将绿豆种子用水浸泡6小时，使其充分吸水；2. 在培养皿中铺一层湿纸巾，将浸泡后的绿豆种子均匀撒在纸巾上；3. 用另一张湿纸巾覆盖种子，保持湿润环境；4. 将培养皿放置在室温下，避免阳光直射；5. 每天观察绿豆芽的生长情况，并记录下来；6. 在第三天开始，将其中一组培养皿放置在紫外线灯下，作为光照组；7. 持续观察和记录绿豆芽的生长情况，直到芽叶完全展开。
实验结果：在室温下，经过三天的生长，绿豆芽开始出现。
第一天，绿豆芽呈现微小的白色嫩芽，第二天，嫩芽逐渐变长，呈现出淡绿色。
第三天，绿豆芽的叶片扩展并呈现出鲜绿色。
在光照组中，绿豆芽的生长速度明显加快。
第三天，光照组的绿豆芽已经展开，叶片更加饱满且颜色更加鲜艳，与对照组相比，光照组的绿豆芽更加健壮。
通过显微镜观察，我们发现绿豆芽的根部逐渐延伸，茎部逐渐变粗，叶片逐渐展开。
这表明绿豆芽的生长是由根部吸收水分和养分，通过茎部传输到叶片，最终完成生长过程的。
实验讨论：1. 光照对绿豆芽的生长速度有明显的促进作用。
光照能够提供光合作用所需的能量，促进叶绿素的合成，从而增加绿豆芽的生长速度和叶片的饱满度。
2. 湿润环境对绿豆芽的生长也起到重要作用。
湿润的环境能够提供充足的水分，保持绿豆芽的水分平衡，有利于根部吸收水分和养分。
3. 绿豆芽的生长过程中，根部的延伸和茎部的生长是关键步骤。
根部的延伸能够吸收更多的水分和养分，茎部的生长能够提供更多的支持和营养供给。
培养豆芽的实验报告
培养豆芽的实验报告一、实验目的1. 了解豆芽的生长过程及条件要求；2. 掌握培养豆芽的方法；3. 分析豆芽的生长变化。
二、实验材料和仪器设备1. 绿豆；2. 水；3. 盖碟或浅盘；4. 湿纸巾或绵纸；5. 温度计。
三、实验步骤1. 准备工作准备豆芽所需的材料和设备，确保实验环境卫生干净。
2. 浸泡豆种将所需的豆种（绿豆）用清水洗净，放入盖碟或浅盘中，加入足够的水，使豆种完全浸泡在水中。
浸泡时间应为8-12小时，以便豆种充分吸水。
3. 撒豆种在盖碟或浅盘的底部铺上湿纸巾或绵纸，在上面均匀地撒上经过浸泡的豆种。
豆种的厚度约为1-2层，不要太厚，以免影响豆芽的生长。
4. 封闭容器用另一张湿纸巾或绵纸盖在豆种上面，覆盖盖碟或浅盘，使之封闭。
这样可以保持湿度，促使豆芽的生长。
5. 放置于适当环境将盖碟或浅盘放置于阴凉通风处，避免阳光直射。
同时需要保持适宜的温度，一般在20-30摄氏度之间。
6. 观察和记录每天观察盖碟或浅盘中豆芽的生长情况，记录生长过程中的变化，包括生长速度、根茎的形态、叶片的颜色等。
四、实验结果与分析经过一定时间的培养，豆芽会逐渐发芽并生长出嫩绿的叶片。
在实验过程中，我们观察到了以下变化：1. 第一天：豆种浸泡后，未观察到明显变化。
2. 第二天：豆种开始发芽，出现细长的芽胚。
3. 第三天：芽胚逐渐延伸，开始出现叶片的初形。
4. 第四天：豆芽的叶片明显生长，颜色逐渐转绿。
5. 第五天：叶片继续生长，整个豆芽呈现出翠绿色，味道也逐渐变甜。
通过观察和记录，我们可以发现豆芽的生长是一个逐渐发展的过程。
在适宜的环境条件下，豆种吸水后会激发发芽，并通过光合作用逐渐长出叶片。
随着时间的推移，豆芽的生长速度越来越快，同时颜色也逐渐变绿，营养价值也在增加。
五、实验总结通过本次实验，我们成功地培养出了嫩绿的豆芽，并观察到了其生长变化。
豆芽作为一种营养丰富的蔬菜，其生长过程和条件要求的了解，对我们合理栽培、科学控制生长过程具有重要意义。
组织培养实验报告
一、实验目的1. 掌握无菌操作的植物组织培养方法。
2. 通过配置MS培养基母液，掌握母液的配置和保存方法。
3. 通过诱导植物细胞形成愈伤组织，学习愈伤组织的建立方法。
4. 了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育，最终长成完整再生植株的过程，加深对植物细胞全能性的理解。
二、实验原理植物组织培养是一种利用植物细胞的全能性，在人工条件下实现植物器官、组织或细胞再生为完整植株的技术。
其基本原理包括：1. 脱分化作用：原本已经分化停止生长的细胞，在人工培养基的诱导下，重新进入分裂状态，形成没有特定组织结构的细胞团，即愈伤组织。
2. 再分化作用：愈伤组织在一定条件下，可以分化为具有特定结构和功能的组织，如根、茎、叶等，最终形成完整的植株。
3. 植物激素：在组织培养过程中，植物激素如生长素（IAA）、细胞分裂素（CK）等起着关键作用，调节细胞分裂、分化和器官形成。
三、实验材料与仪器材料：1. 植物外植体：如叶片、茎段、芽等。
2. MS培养基母液：包括大量元素、微量元素、有机物、维生素和植物激素等。
3. 灭菌剂：如乙醇、HgCl2（或次氯酸钠）等。
仪器：1. 培养室2. 高压灭菌锅3. 水浴锅4. 解剖刀5. 三角烧瓶（100mL）6. 烧杯7. 量筒8. 培养皿9. 超净工作台10. 分析天平11. 镊子12. 剪刀13. 橡皮筋四、实验步骤1. 外植体消毒：将外植体放入含有乙醇、HgCl2（或次氯酸钠）的消毒液中浸泡5-10分钟，然后用无菌水冲洗干净。
2. 愈伤组织诱导：将消毒后的外植体接种到含有不同激素浓度和比例的MS培养基中，置于培养室内培养。
3. 愈伤组织继代培养：待愈伤组织形成后，将其转移到新的培养基中进行继代培养，以扩大愈伤组织数量。
4. 再分化培养：将愈伤组织转移到含有不同激素浓度和比例的培养基中，诱导其分化为根、茎、叶等器官。
5. 生根与移栽：待植物分化出根、茎、叶等器官后，将其移栽到土壤中，进行正常生长。
愈伤组织实验报告
一、实验目的1. 掌握植物组织培养技术的基本操作流程。
2. 熟悉愈伤组织的诱导方法及再分化过程。
3. 学习植物激素在愈伤组织形成与再分化中的作用。
4. 了解植物细胞的全能性及组织培养技术在植物育种中的应用。
二、实验原理植物组织培养技术是将植物器官、组织或细胞在人工条件下进行无菌培养，使其在适宜的培养环境中生长、分化，最终形成完整植株的过程。
愈伤组织是植物组织培养过程中的一个重要阶段，它是由已经分化的细胞脱分化形成的无定形细胞团。
通过诱导愈伤组织，可以进一步分化为根、茎、叶等器官，实现植物繁殖和育种。
三、实验材料与试剂1. 实验材料：水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段。
2. 试剂：无菌水、无菌滤纸、70%乙醇、5%次氯酸钠、琼脂、蔗糖、硝酸钙、硝酸钾、硝酸铵、磷酸二氢钾、生长素、细胞分裂素、琼脂酶、滤纸等。
四、实验步骤1. 材料预处理（1）将水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段分别用70%乙醇消毒30秒，再用5%次氯酸钠消毒5分钟，最后用无菌水清洗3次。
（2）将消毒后的材料用无菌滤纸吸干水分。
2. 愈伤组织诱导（1）将预处理后的材料切成约1cm×1cm的小块，放入含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）将培养皿放入培养箱中，在适宜的温度和光照条件下培养。
3. 愈伤组织再分化（1）将愈伤组织转移到含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）在适宜的温度和光照条件下培养，观察愈伤组织分化为根、茎、叶等器官的情况。
4. 数据记录与分析（1）观察并记录愈伤组织的生长情况，包括生长速度、愈伤组织颜色、形态等。
（2）观察并记录愈伤组织再分化为根、茎、叶等器官的情况，包括器官形态、生长速度等。
（3）分析不同植物激素浓度对愈伤组织形成与再分化的影响。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导实验结果表明，水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段在含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中均能诱导出愈伤组织。
植物愈伤组织诱导培养实验指导
植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的；通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练，使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术，初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。
二、实验原理：根据植物细胞全能性原理，培养植物材料。
即在无菌条件下，将植物的器官或组织（如芽、茎尖、根尖或花药）放在人工培养基上进行培养，通过细胞分裂，形成一团薄壁细胞，即愈伤组织。
愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化，重新产生出植物的各种器官和组织，进而发育成完整的植株。
三、实验容实验包括以下3部分容：实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1 植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法，为培养基的配制做准备。
2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质，是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境，主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。
在配制培养基前，为了使用方便和用量准确，常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液，然后在配制培养基时，再根据所需浓度，按比例稀释。
本实验以MS培养基为例，学习培养基母液的配制。
MS培养基母液可分为：MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。
另外，还要配制生长激素母液，在不同类型的培养基中使用。
3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计（或pH试纸）、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯（50ml、100ml、200ml）、容量瓶（100ml、500ml、1000ml）、磨口试剂瓶（100mL、200mL、500ml、1000ml）、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。
3.2试剂（1）95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。
绿豆继代培养实验报告(3篇)
第1篇一、实验背景绿豆（Vigna radiata）是我国常见的豆科植物，富含蛋白质、膳食纤维、维生素和矿物质等营养成分，具有较高的食用价值和药用价值。
近年来，随着生物技术的发展，利用组织培养技术对绿豆进行继代培养，以实现绿豆种苗的快速繁殖和优良品种的选育，已成为植物科学研究的重要方向。
本实验旨在探讨绿豆继代培养的最佳培养基配方、生长条件和繁殖效率，为绿豆种苗的生产和应用提供理论依据。
二、实验材料与方法1. 实验材料绿豆种子：选用优质绿豆种子，经消毒处理后备用。
培养基：MS培养基（改良的霍格兰培养基）、1/2MS培养基、1/4MS培养基、1/8MS培养基。
激素：6-苄基腺嘌呤（6-BA）、吲哚丁酸（IBA）、萘乙酸（NAA）。
2. 实验方法（1）绿豆种子消毒将绿豆种子用75%酒精浸泡30秒，再用无菌水冲洗3次，以杀灭种子表面的细菌和真菌。
（2）绿豆芽诱导将消毒后的绿豆种子接种于不同培养基中，分别添加不同浓度的6-BA、IBA和NAA，置于光照培养箱中培养。
（3）绿豆芽增殖将诱导出的绿豆芽转移至新的培养基中，继续培养，观察其生长状况。
（4）绿豆芽生根将增殖后的绿豆芽转移至含有NAA的培养基中，诱导其生根。
（5）绿豆芽移栽将生根后的绿豆芽移栽至装有珍珠岩的育苗盘中，进行常规管理。
三、实验结果与分析1. 不同培养基对绿豆芽诱导的影响实验结果表明，1/4MS培养基和1/8MS培养基对绿豆芽诱导效果较好，诱导率分别为85%和80%。
这与以往的研究结果基本一致，表明低浓度的MS培养基有利于绿豆芽的诱导。
2. 不同激素对绿豆芽诱导的影响实验结果表明，添加6-BA的培养基对绿豆芽诱导效果最好，诱导率为90%。
添加IBA和NAA的培养基对绿豆芽诱导效果较差，诱导率分别为75%和70%。
这表明6-BA是诱导绿豆芽生长的关键激素。
3. 不同激素对绿豆芽增殖的影响实验结果表明，添加6-BA和IBA的培养基对绿豆芽增殖效果较好，增殖率分别为80%和75%。
愈伤组织诱导及观察
实验二愈伤组织诱导及观察一.实验目的通过愈伤组织诱导的操作，使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法，如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率，愈伤组织诱导率的统计与观察。
使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用，还使同学们了解无菌培养的无菌操作，清楚植物体的带菌部位等。
二.实验内容（一）、实验原理植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。
组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。
植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。
愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。
在植物组织培养中，主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。
愈伤组织的形成从一块外植体形成典型的愈伤组织，大致要经历三个时期：起动期、分裂期和形成期。
起动期是指细胞准备进行分裂的时期。
用于接种的外植体的细胞，通常都是成熟细胞，处在静止状态。
起动期是通过一些刺激因素(如机械损伤、改变光照强度、增加氧等)和激素的诱导作用，使外植体细胞的合成代谢活动加强，迅速进行蛋白质和核酸的合成。
机械损伤能诱导植物体细胞开始分裂，如伤口上会出现愈伤组织。
在植物组织培养中沿用了愈伤组织这一名词，但是植物组织培养中诱导外植体细胞分裂形成的愈伤组织，大都不是损伤的结果。
豆芽组织的实验报告
一、实验目的1. 了解豆芽的组织结构及其生长过程。
2. 掌握观察植物组织的基本方法。
3. 分析豆芽生长过程中不同器官的发育特点。
二、实验材料与仪器1. 实验材料：绿豆、黄豆、豆芽。
2. 实验仪器：显微镜、载玻片、盖玻片、镊子、滴管、培养皿、剪刀、蒸馏水等。
三、实验方法1. 观察绿豆芽和黄豆芽的外观特征，记录生长状况。
2. 取绿豆芽和黄豆芽的茎、叶、根等部分，分别制作成临时玻片。
3. 使用显微镜观察临时玻片，记录不同器官的组织结构。
四、实验步骤1. 观察豆芽外观（1）将绿豆芽和黄豆芽分别放在培养皿中，观察其外观特征，记录生长状况。
（2）比较两种豆芽的外观差异，如长度、颜色、质地等。
2. 制作临时玻片（1）取绿豆芽和黄豆芽的茎、叶、根等部分，分别用剪刀剪成约1mm厚的薄片。
（2）将切片放在载玻片上，用镊子轻轻压平。
（3）滴加适量的蒸馏水，使切片浸湿。
（4）盖上盖玻片，用镊子轻轻压紧。
3. 显微镜观察（1）调整显微镜，使视野清晰。
（2）观察绿豆芽和黄豆芽的茎、叶、根等部分的组织结构。
（3）记录观察结果，包括细胞形态、排列、间隙等。
五、实验结果与分析1. 外观观察（1）绿豆芽和黄豆芽的外观差异：绿豆芽较细长，颜色翠绿；黄豆芽较粗短，颜色淡黄。
（2）生长状况：绿豆芽和黄豆芽生长速度较快，生长周期约5-7天。
2. 显微镜观察（1）茎组织：茎部细胞排列紧密，细胞壁较厚，具有支持和输导作用。
（2）叶组织：叶片细胞排列整齐，细胞壁较薄，含有大量的叶绿体，具有光合作用。
（3）根组织：根部细胞排列紧密，细胞壁较厚，具有吸收水分和养分的作用。
六、实验结论1. 豆芽在生长过程中，茎、叶、根等器官的组织结构具有明显的差异。
2. 茎部细胞排列紧密，具有支持和输导作用；叶部细胞含有叶绿体，具有光合作用；根部细胞排列紧密，具有吸收水分和养分的作用。
3. 豆芽生长过程中，不同器官的发育特点与其生理功能密切相关。
七、实验心得通过本次实验，我了解了豆芽的组织结构及其生长过程，掌握了观察植物组织的基本方法。
观察绿豆发芽的研究报告doc
观察绿豆发芽的研究报告篇一：绿豆种子发芽的实验报告绿豆种子发芽的研究报告学习《种子发芽实验》这一课，老师要求我们自己动手做一个“绿豆种子发芽”的小实验。
我做的是“绿豆种子发芽必须要水”这个实验。
在老师的指导下，我完成了这个科学小实验。
一．实验计划：我们提出的问题：绿豆种子发芽必须要有水吗？我们的推测：绿豆种子发芽必须要有水。
两个组相同的条件：温度、空气、各三粒大小相同的绿豆种子。
两个组不同的条件：水实验的方法：让一组绿豆种子得到水，保持湿润，叫实验组；让一组绿豆种子得不到水，保持干燥，叫对照组。
这个实验至少有两个小组同时进行。
二．实验准备：1. 种子：6粒饱满、颜色和大小基本一致的绿豆2. 材料：两个一次性纸杯、纸巾2张、牙签、水3. 场地：窗台4. 环境温度：25℃左右。
三．实验过程：1. 在两个一次性纸杯里垫上纸巾，用牙签各按三个小洞。
2. 在纸巾的小洞上各放三粒绿豆。
3. 在一个纸杯里的纸巾上滴水标注为1号杯，另一个纸杯里不滴水标注为2号杯。
4. 将两个杯子放在窗台上。
5. 坚持每天观察种子的变化，及时补充实验组的水分，并记录自己的发现。
四．观察记录：10月1日12:00 准备材料XX年10月1日12时：今天，我把绿豆种子分别放入了两个垫有纸巾的一次性纸杯中，在1号纸杯中放入了少量的水，2号杯不加水。
这时两个纸杯中的绿豆种子没有什么区别都是深绿色的，米粒般大小，边上还有一点儿白白的小条。
XX年10月2日11时：今天，1号纸杯的绿豆像是喝足了水，膨胀的很大，变成了一个个“绿胖子”，肚子滚圆滚圆的，好像饱涨得马上要裂开来似的，颜色由深绿色变为浅绿色。
其中有两个“绿胖子”的肚子已经开了个小口，在白色的小口里长出了一丁点儿约2毫米的小芽，那就是胚根吧。
可2号杯里的绿豆没有任何变化。
XX年10月2日17时：1号杯两个“绿胖子”的白色口子又裂开了点，胚根约有3毫米多了，其它三个“绿胖子”还在蓄势待发中。
组织培养的实验报告
一、实验目的1. 掌握植物组织培养的基本原理和方法。
2. 熟悉植物组织培养中培养基的配制、消毒和接种技术。
3. 学习植物组织培养过程中愈伤组织的诱导、继代培养和器官分化等关键技术。
4. 了解植物组织培养在植物育种、种质资源保存等方面的应用。
二、实验原理植物组织培养是指将植物的器官、组织或细胞在人工控制的条件下，通过脱分化、再分化等过程，使其生长、发育成完整植株的技术。
植物组织培养技术具有操作简便、繁殖速度快、不受季节限制等优点，在植物育种、种质资源保存、生物工程等领域具有广泛的应用。
三、实验材料1. 植物材料：小麦种子、胡萝卜切块、番茄叶片等。
2. 培养基：MS培养基、1/2 MS培养基、1/4 MS培养基等。
3. 试剂：氯化钙、氯化钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、琼脂、蔗糖、吲哚乙酸（IAA）、6-苄基氨基腺嘌呤（6-BA）等。
4. 仪器设备：超净工作台、高压灭菌锅、电炉、移液管、培养皿、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 培养基的配制（1）称取适量氯化钙、氯化钠、磷酸二氢钾、硫酸镁等试剂，加入少量蒸馏水溶解。
（2）将溶解后的试剂溶液加入适量琼脂，搅拌至溶解。
（3）将溶解后的琼脂溶液加入蔗糖，搅拌均匀。
（4）将溶液加热至沸腾，持续搅拌，使琼脂完全溶解。
（5）待溶液冷却至50℃左右，加入适量IAA和6-BA，搅拌均匀。
（6）将溶液分装至培养皿中，待凝固后，置于高压灭菌锅中灭菌30分钟。
2. 植物材料的消毒（1）将植物材料用流水冲洗干净。
（2）用75%乙醇消毒30秒。
（3）用无菌水冲洗3-5次。
3. 植物材料的接种（1）将消毒后的植物材料切成小块或叶片。
（2）将植物材料接种至培养基中。
4. 培养与观察（1）将接种后的培养皿置于培养箱中，温度控制在25℃左右，光照时间为12小时/天。
（2）定期观察愈伤组织的形成、生长和分化情况。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织的形成经过一段时间培养，小麦种子、胡萝卜切块、番茄叶片等植物材料在培养基上形成了愈伤组织。
植物外植体消毒、接种及愈伤组织(芽)诱导
常用消毒剂的区别：
植物细胞工程原理与技术实验
仪器、器具、试剂等：
超净工作台、养基、无菌水、镊子、培养皿、大烧杯、一块脱脂棉、酒 精灯、喷壶、火柴、2%次氯酸钠、75%乙醇、95%乙醇,无菌滤纸等
植物细胞工程原理与技术实验
操作步骤：
1 培养基、用具灭菌（实验一已完成） 2 将所用物品放出超净台中（除实验材料外），打开超净工作台的紫外灯，照射
实验二 植物外植体消毒、接种及愈伤组织（芽）诱导
• 实验目的： • 通过亲自操作掌握外植体接种的无菌操作技术。 • 领会无菌培养对实验材料消毒、接种的要求。 • 学习观察记载的方法。
植物细胞工程原理与技术实验
实验原理：
外植体消毒：外植体接种前要保证外植体处于无菌状态，因此，对于带菌的植物 材料，要进行植物外植体表面消毒。消毒既要使材料表面细菌除去，又要保证植 物材料的活性，这是取得组织培养成功的最基本的前提和重要保证。 接种：已消毒的外植体经无菌操作，接到培养基上，这一过程叫做接种。
愈伤组织诱导：根据植物细胞的全能性，即分化细胞保留着全部的基因组，具有生 长发育所需的全部遗传信息，具有在适宜条件下发育成完整个体的潜能。
外植体在合适的培养基上，通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构的 功能的细胞团------愈伤组织。
影响外植体形成愈伤组织和愈伤组织分化的重要因素是植物生长调节剂。
实验中的注意事项 ：
75%乙醇30s
植物细胞工程原理与技术实验
实验中的注意事项 ：
次氯酸钠10min
旋转
无菌水洗4-5次
取出成熟胚
打开培养基
植物细胞工程原理与技术实验
接种
封口并标记
观察记录：
植物组培2-愈伤组织的诱导
植物组织培养-愈伤组织的诱导一、【实验目的】掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。
二、【实验原理】植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
超净工作台工作原理：本工作台是一种水平单向流型局部空气净化设备室内空气→预过滤器(初滤) →小型离心风机压入静压箱→高效空气过滤器(精滤) →出风面吹出洁净气流(具有一定的、均匀的断面风速）→不断排除工作区原来的空气→形成高洁净的工作环境三、【实验仪器和材料】仪器：培养室，高压灭菌锅，水浴锅，解剖刀，三角烧瓶（100mL ），烧杯，量筒，培养皿，棉线，接种箱或超净工作台，分析天平，长镊子，剪刀，容量瓶，移液管，牛皮纸试剂：乙醇、2 ，4 – D （生长素类似物）、次氯酸钠、6- 苄基氨基腺嘌呤（6-BA ）、MS 培养基、0.1 mol/L NaOH 与0.1 mol/L HCl材料：绿豆、胡萝卜、自选材料四、【实验步骤】（1）用70～75%的酒精棉擦拭双手和操作台面，进行常规的无菌操作准备。
（2）将植物体用自来水冲洗后,用酒精棉擦拭欲取材部位表面, 或于70%酒精中浸沾数秒钟。
（3）将材料放入已灭菌的100ml烧杯（或试剂瓶）中，加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡5分钟。
（4）弃次氯酸钠浸泡液，再加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡10分钟。
（5）弃次氯酸钠浸泡液，用无菌水浸泡漂洗3～4次，每次1～2分钟，用无菌镊子搅动。
（6）将已灭菌的植物材料置于灼烧后冷却的金属盘中，按无菌操作要求剥去外皮，用解剖刀切成5mm厚的薄片，弃去两头的两片，取中间部分的薄片，用镊子将其接种在愈伤组织诱导培养基上，注意圆片的切口朝向培养基，每瓶4～6片，均匀分散，以绿豆为材料时，将绿豆纵切或横切，去皮后分别接种。
消毒方式对绿豆愈伤组织培养的影响
消毒方式对绿豆愈伤组织培养的影响作者：王珅范保杰王彦曹志敏苏秋竹张志肖刘长友田静来源：《安徽农业科学》2021年第23期摘要为明确绿豆愈伤组织培养体系中最佳种子消毒方式，利用乙醇、次氯酸钠（NaClO）、氯化汞（HgCl2）和氯气（Cl2）作为消毒剂，组合搭配16种消毒方式对绿豆种子进行消毒处理。
对发芽率、污染率、种皮破损率及愈伤组织诱导率等指标进行综合评价分析。
结果表明，75%乙醇 30 s+1.0% NaClO 10 min的消毒方式处理的绿豆种子发芽率为90.11%，该处理无污染，种皮无破损，出愈率达到92%，诱导的愈伤组织呈黄绿色块状，结构紧密且质地硬，生长速率与生长状况良好。
因此，该消毒方式适用于绿豆愈伤组织培养过程中的种子消毒，且有利于绿豆子叶节的愈伤诱导。
关键词绿豆;种子;消毒方式;愈伤诱导中图分类号 S 522 文献标识码 A 文章编号 0517-6611（2021）23-0029-03doi：10.3969/j.issn.0517-6611.2021.23.008Effects of Different Disinfection Methods on Callus Culture of Mung Bean（Vigna radiata）WANG Shen， FAN Bao-jie， WANG Yan et al（Institute of Cereal and Oil Crops， Hebei Academy of Agricultural and ForestrySciences/Hebei Laboratory of Crop Genetic and Breeding， Shijiazhuang， Hebei 050035）Abstract In order to determine the best disinfection method of mung bean seeds in callus culture system， 16 disinfection methods were used to disinfect mung bean seeds with ethanol / NaClO / HgCl2 and chlorine as disinfectants. In addition， the germination rate， pollution rate， seed coat damage rate and callus induction rate were comprehensively evaluated and analyzed. The results showed that the germinating rate of mung bean seeds treated with 75% ethanol for 30 s+1.0% NaClO for 10 min was 90.11%， and there was no pollution， the seed coat was not damaged， the callus induction rate was 92%， and the callus was light yellow green， compact in structure and hard in texture. Therefore， this method was suitable for seed disinfection in the process of mung bean callus culture and is conducive to the callus induction of mung bean cotyledon node.Key words Mung bean;Seed;Disinfection method;Callus induction基金項目国家重点研发计划项目（2019YFD1000700/2019YFD1000703）;河北省农林科学院粮油作物研究所青年创新基金课题（2020LYS02）;国家食用豆产业技术体系（CARS-08）;河北省现代产业技术体系杂粮杂豆创新团队（HBCT2018070203）;河北省农林科学院创新工程（2019-4-2-8）。
外植体诱导培养实验报告
一、实验目的1. 掌握外植体诱导培养的基本原理和操作步骤。
2. 了解植物组织培养技术在植物繁殖和育种中的应用。
3. 探究不同植物生长调节剂对愈伤组织诱导的影响。
二、实验材料与仪器1. 实验材料：- 植物材料：选取适宜的植物种类，如番茄、马铃薯、非洲紫罗兰等。
- 试剂：75%酒精、无菌水、氯化汞、无菌滤纸、2,4-D、6-BA、琼脂、蔗糖、大量元素母液、微量元素母液、铁盐母液等。
- 仪器：高压灭菌锅、电热恒温水浴锅、超净工作台、剪刀、镊子、移液枪、培养皿、培养箱等。
2. 实验方法：- 喷药套袋：从室外取回的接种材料进行消毒处理，选定枝条等取材部位，喷洒杀虫剂，然后套上白色塑料袋，待长出新的枝条后进行取材。
- 材料预培养：为加快外植体的诱导与分化，可对一些材料进行变温、药剂或辐射处理。
- 配置培养基：按照实验要求配置MS培养基，加入适量植物生长调节剂，调节pH值，分装后灭菌冷却备用。
- 外植体接种和培养：将消毒后的外植体剪成适当大小的块状，接种于培养基上，置于培养箱中培养。
三、实验步骤1. 材料准备：选取适宜的植物种类，进行消毒处理，选定枝条等取材部位，喷洒杀虫剂，套上白色塑料袋，待长出新的枝条后进行取材。
2. 材料预培养：对一些材料进行变温、药剂或辐射处理，以加快外植体的诱导与分化。
3. 配制培养基：按照实验要求配置MS培养基，加入适量植物生长调节剂，调节pH值，分装后灭菌冷却备用。
4. 外植体接种和培养：- 将消毒后的外植体剪成适当大小的块状。
- 将外植体接种于培养基上，每瓶接种2-3块。
- 将培养皿放入培养箱中，保持适宜的温度、湿度等条件。
5. 观察与记录：定期观察外植体的生长情况，记录愈伤组织形成的时间、数量、颜色等。
四、实验结果与分析1. 外植体接种后，大部分外植体在接种后3-5天内开始生长，部分外植体在接种后7-10天内开始生长。
2. 在不同植物生长调节剂的处理下，愈伤组织的诱导效果如下：- 甲组（2,4-D 1.0 mg/L）：愈伤组织诱导率较高，愈伤组织呈黄色，质地较硬。
植物愈伤组织和不定芽诱导
实验四：植物愈伤组织和不定芽诱导
一：实验目的
1. 要求掌握组织培养的取材和外植体消毒
的方法. 2. 掌握无菌操作技术. 3. 观察愈伤组织和芽的形成过程.
二: 实验材料和用具
材料: 芥菜 用具: 无菌操作工作台 、解剖刀、 镊子 、70%酒精 、 工业酒精、无菌滤纸 、无菌培养皿、无菌水、 消毒剂等。
6. 将子叶切下，子叶带叶柄或不带，下 表皮接触培养基；下胚轴切成0.5cm左 右平放在培养基上。
7. 接种
每人共接4瓶,2瓶为芽的诱导,2瓶为 愈伤组织的诱导
8. 写上姓名和日期
9. 观察和记录
三: 实验说明
ห้องสมุดไป่ตู้ 四：实验步骤
1.操菌工作台的消毒 实验开始前20分钟,打开紫外灯和无菌风过滤开关.
2.取材和材料的灭菌(70%酒精30秒----无菌水-----安替福命5%+几滴洗洁净 10分钟---无菌水3次以上).
3. 洗干净双手,并用70%酒精消毒双手和台面. 4. 消毒解剖刀和镊子等工具. 5. 取出材料放在无菌培养皿,根据实验要求将外植体的大小 进行调整.
实验1 愈伤组织的诱导
实验1 愈伤组织的诱导1、实验目的（1）学习植物材料表面灭菌的常规方法；（2）了解接种的无菌操作技术；（3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。
2、实验原理植物组织培养是应用无菌操作的方法，培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上，可以通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织。
3、实验仪器和试剂仪器：超净工作台、光照培养箱、酒精灯、打火机、记号笔、脱脂棉、75%酒精及棉球。
无菌器材：无菌吸水纸（定性滤纸）、灭菌培养皿、无菌水、镊子、解剖刀。
植物材料：直根胡萝卜、烟草叶片。
试剂：95%乙醇、0.1%氯化汞。
培养基：MS+1mg/L 2,4-D+30g/L蔗糖+10g/L琼脂,pH5.84、实验步骤（1）接种前，用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面，打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯，照射约30 min，然后关闭紫外灯，通风20 min后，打开日光灯即可进行无菌操作。
（2）外植体预处理：将胡萝卜根用流动的自来水冲洗干净，用小刀削去其表皮1-2mm，切成大约15-20mm厚的块段。
（3）以75%乙醇棉将手擦试一遍。
以下操作全部在无菌条件下进行。
（4）外植体消毒：用0.1%的升汞消毒1min-3min（烟草叶片消毒10秒钟左右）,然后用无菌水中漂洗3次，每次2分钟。
（5）将胡萝卜片放入垫有无菌滤纸的培养皿中，一手用消毒好的镊子固定胡萝卜，一手用灭菌后的解剖刀切除胡萝卜块段截面的表面部分，余下部分切成包含形成层的长、宽约5mm，厚约5mm的小块。
在完成切割后，将解剖刀和镊子放入95%乙醇中浸蘸一下，在酒精灯焰上灼烧灭菌之后，放回原处，待冷却后即可使用。
实验三愈伤组织的诱导
实验三愈伤组织的诱导一、实验目的1．巩固无菌操作技术；掌握愈伤组织的诱导培养方法；了解愈伤组织的形态特征。
2．学习愈伤组织的继代培养方法；巩固无菌操作技术；观察愈伤或培养物的再生情况及其形态特点。
二、实验原理1．在适宜的离体培养条件下，已经分化的外植体细胞会发生脱分化而恢复其分裂能力，形成无序生长的薄壁细胞团，即愈伤组织。
培养基中的激素配比是影响愈伤形成的关键因素。
2．愈伤在生长一段时间后，由于营养、水分减少和代谢物等积累，使其生长减缓甚至变褐衰亡，须转接到新鲜培养基上进行继代培养或分化培养。
三、实验材料、仪器及用品1、材料：实验2培养的甜瓜无菌苗，每人（2人）1瓶。
（或烟草苗）2、仪器及用品：超净工作台，高压灭菌锅，光照培养箱，酒精灯，小喷壶；灭菌的不锈钢镊子、剪刀、解剖刀、培养皿各33个；灭菌蒸馏水8份；实验1配制的愈伤组织诱导培养基每人1瓶；75%乙醇。
四、实验内容及操作方法1）用75%酒精喷雾、擦拭超净工作台，并将除无菌苗以外的实验用具用75%乙醇喷雾后放入超净工作台中，然后打开超净工作台风机和紫外灯，照射灭菌20min。
2）在自来水管下将手洗净，然后用75%乙醇将手消毒，再进入超净工作台操作。
3）点燃酒精灯，打开已灭过菌的剪刀、镊子、解剖刀和培养皿等。
4）将培养无菌苗的三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台，在酒精灯火焰前取下封口膜，用镊子将无菌苗夹取到培养皿中，然后剪取5-6片子叶，剪去叶边缘，并将其剪成3~5mm见方的小片，最后用镊子将其接种于愈伤组织诱导培养基上，每瓶接种8-12片。
5）快速封好瓶口，在瓶壁上标好姓名和接种日期。
6）将接种后的三角瓶置于25℃下暗培养一周，然后在同样温度下进行每天16h 光照和8h黑暗培养，直至愈伤组织形成。
7）将形成愈伤组织的材料进行继代培养。
三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台中，在酒精灯火焰前取下封口膜，用镊子将培养物夹取、转接到装有新鲜培养基的三角瓶中。
组织培养与愈伤组织诱导
实验二组织培养与愈伤组织诱导一、实验目的：明确培养基的配制原理；学习诱导茶树外植体形成愈伤组织的方法。
二、实验原理茶树组织培养的理论依据是茶树细胞具有全能性，所谓细胞全能性是指植物体任何一个细胞都携带着一套发育成完整植株的全部遗传信息，在离体培养情况下，这些信息可以表达，产生出完整植株。
要使细胞所具有的全能性表达出来，除了生长以外，还要经过脱分化和再分化等过程。
分化了的茶树根、茎、叶细胞，通过脱分化培养可以产生愈伤组织。
愈伤组织是一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团。
愈伤增殖经过进一步的分化培养，提供不同的营养和激素成分，又可再生出完整的小植株。
茶树组织培养技术，不仅具有重大的理论意义，而且在茶叶生产实践中已显示了广泛的应用前景。
三、实验材料与用具用具：超净工作台、培养箱或培养室、剪刀、镊子、手术刀、小烧杯、试剂瓶、培养瓶、酒精灯等。
试剂：酒精、次氯酸钠、无菌水。
四、方法步骤1.配制培养基：见实验一。
2.外植体消毒1）将茶树外植体在自来水下冲洗干净，修剪去不需要的部分，剪成适当长度（3～4cm）茎段，然后用棉球沾洗洁剂（洗洁精）擦洗枝条外表，置于含少量洗洁精洗涤30 min，期间用玻璃棒搅拌。
用大量水冲洗后置于流水下冲洗30min。
2）用75%的酒精溶液浸泡30s。
3）在超净工作台内，放入5%的次氯酸钠浸泡30min，期间用玻璃棒搅拌（玻璃吸管），后用无菌水冲洗3次以上。
4）对难以消毒的外植体，可再放入0.1%的升汞浸泡5min，期间用玻璃棒搅拌（玻璃吸管），后用无菌水冲洗3次以上。
5）在超净工作台内，放入70%的酒精浸泡20s，快速取出，用无菌水冲洗3次以上。
6）在超净工作台内，用灭菌的镊子夹取外植体放入垫有干无菌滤纸的培养皿中，以吸去多余水分，外植体两端各切去0.2～0.3 cm（切去破裂部分），备用。
7）有必要的话可以用沾有75%的酒精的棉球把培养瓶表面擦一下，按培养基处理整齐排列在接种台左侧，然后用75%酒精擦洗接种台表面。
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生物工程中游技术实验--植物组织、器官培养的研究学校：学院：班级：姓名：学号：绿豆芽愈伤组织诱导培养实验【摘要】本实验以MS＋2,4-D为基本培养基,添加NAA或6-BA,对绿豆芽材料进行体外培养,诱导形成愈伤组织。
结果表明,在一定浓度范围内,NAA和6-BA对绿豆芽的诱导有促进作用。
不同激素组合培养下，绿豆芽外植体形成愈伤组织的类型不同,其色泽、细胞的形态结构显著不同。
其中，细胞分裂素和生长素的组合诱导芽及芽的增殖效果最好，MS+6-BA(6mg/L)+NAA(0.4mg/L)培养基最适。
【关键词】绿豆芽；组织培养；愈伤组织；6-BA；2,4-D；NAA;全能性一、前言细胞工程(Cell engineering) 是指应用现代细胞生物学、发育生物学、遗传学和分子生物学的理论与方法，按照人们的需要和设计，在细胞水平上的遗传操作，重组细胞的结构和内含物，以改变生物的结构和功能，即通过细胞融合、核质移植、染色体或基因移植以及组织和细胞培养等方法，快速繁殖和培养出人们所需要的新物种的生物工程技术。
其常用技术手段有植物组织培养，植物体细胞杂交、动物细胞培养、动物细胞融合、单克隆抗体、胚胎移植、核移植等。
根据细胞类型的不同，可以把细胞工程分为植物细胞工程和动物细胞工程两大类。
本文主要综述细胞工程中植物细胞工程的植物组织培养这一技术手段。
植物组织培养技术的应用范围包括快速繁殖、培育无病毒植物，通过大规模的植物细胞培养来生产药物、食品添加剂、香料、色素和杀虫剂等。
植物组织培养，诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。
在植物组织培养中，由于植物细胞具有全能性,即植物的体细胞具有母体植株全部遗传信息并会发育成为完整的个体。
因而,每一个植物细胞可以像胚胎细胞一样,经离体培养再生成植株。
随着细胞工程技术的不断发展,植物细胞和组织培养这一细胞工程技术也无例外地得到发展,目前已在许多植物上,特别是在农林生产实践中得到了广泛应用。
尤其在林木优良品种和无性系的快速繁殖方面进展较快。
统计资料显示,目前全世界已有6000多种植物细胞和组织培养成株。
实验证实,植物叶肉细胞、茎尖、根尖、花粉、胚、胚乳等细胞或组织均可以再生成植株。
本试验旨在利用NAA和6-BA的组合调控来诱导绿豆芽的愈伤组织，加深对植物外植体消毒、接种的无菌操作技术，学习外植体愈伤组织诱导的方法。
6-BA为细胞分裂素，主要作用是促进芽的形成,也可以诱导愈伤组织发生。
如果超过0.1毫克就会抑制发根，超过0.5毫克则完全不发根。
NAA是广谱型植物生长调节剂，能促进细胞分裂与扩大，诱导形成不定根。
2,4-D是一种人工合成的植物生长激素。
二、材料与方法2.1 实验仪器、试剂和材料：2.1.1 器具超净工作台、光照培养箱、刻度烧杯（1000ml）、小烧杯若干、量筒（1000ml、50ml）、容量瓶（500mL 、250mL）、棕色试剂瓶（500mL、100mL）、药勺、玻棒、洗耳球、洗瓶、电炉、不锈钢镊子、剪刀、解剖刀、酒精灯、无菌吸水纸、一次性手套、记号笔、标签纸，滴管、电子天平（感量为0.0001g）、一般天平（感量为0.1g）、高压灭菌锅、pH计（pH试纸），三角烧瓶（100mL）、称量纸、数码相机等。
2.1.2 材料和培养基绿豆芽愈伤组织诱导培养基均为MS+2,4-D 1.0mg/L+(0~6mg/L)6-BA+(0~1mg/L) NAA （MS培养基配制见表1，激素配制见表2）。
诱导愈伤组织培养基均以MS培养基为基本培养基，根据处理不同，附加不同种类及浓度的植物生长调节物质(NAA、2,4-D、6-BA等)。
另加蔗糖30g/L，调节pH值为5.8左右，分装于三角瓶中，每瓶25ml，灭菌后冷却备用。
其植物生长调节剂配比如表3。
表1 MS培养基母液的配制表2 植物生长调节物质的配制表3 配制1000mL MS培养基成分的用量2.2 实验方法和步骤：2.2.1 愈伤组织培养2.2.1.1 准备工作接种前，用75%酒精棉球或20g/L新洁尔灭擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面适当位置（培养基中的生长物质各浓度见表3），打开超净工作台紫外灯，照射20-30min后关闭，然后打开风机，约10min后，再开日光灯可进行无菌操作。
2.2.1.2 外植体表面消毒将绿豆芽在自来水下冲洗干净，用小刀切去外围组织，切成小段置于50 mL烧杯中，用75%酒精浸泡30 s后，立即除去乙醇。
移入含有1-2滴吐温20的0.1% HgCl2（或10％次氯酸钠）溶液中浸泡5 min，用无菌水洗3次，无菌纸吸干水分后，置于经灭菌处理过的垫有无菌纸的培养皿中。
使用镊子和解剖刀时，应先在酒精灯火焰上炽烧片刻，冷却后，再将绿豆芽切成约0.5 mm3的小块。
以上操作都要求在酒精灯火焰旁进行。
注意外植体切割时，动作要快，否则会造成失水而影响生长。
为防止操作时失水也可在培养皿中滴几滴无菌水，然后将无菌苗置于其中进行切割。
操作人员必需严格按无菌操作规则完成这些步骤，否则会造成外植体污染。
2.2.1.3 接种将切好的绿豆芽段接种至盛有培养基的果酱瓶中，每瓶接种2－3粒，快速封口，贴上标签，注明姓名、接种日期、培养基名称和培养材料名称。
整理、清洁超净工作台台面。
2.2.1.4 培养光照12h/d,光照度1500~2000LX，温度25±1℃。
大约15~25d后，果酱瓶中的外植体就可以胀大，形成愈伤组织。
经常观察外植体的生长变化或污染情况，并在培养一段时间后统计外植体的污染率以及愈伤组织的诱导率。
三、实验结果与分析3.1实验结果3.1.1愈伤组织诱导情况实验中，接入培养基中的136段绿豆芽，经6个星期连续培养、观察发现：总共接入外植体136个，在光照培养条件下，实际形成了58个愈伤组织。
表4 绿豆芽愈伤组织诱导情况统计表愈伤组织诱导率（%）= 实际形成愈伤组织/接种外植体数。
3.1.2部分实验图片愈伤组织生长良好，以下是部分的实验图片：第一周绿豆芽无明显变化3.2结果分析愈伤组织的形成是植物外植体材料、培养基成分和外界环境条件诸因素互相作用的复杂过程，可分为诱导、细胞分裂、细胞分化三个时期。
外植体的类型及其生理状态、接种时的放置方式等直接影响着愈伤组织的数量和质量。
外植体的幼嫩程度也影响着愈伤组织的再生能力。
培养基成分中，生长素和细胞分裂素对愈伤组织的诱导、增殖及其再生影响最大。
另外，不同培养阶段使用的配比也发生变化。
如诱导愈伤组织阶段可适当加大生长素的比例，由愈伤组织诱导芽时则需加大分裂素比例促进芽的分化。
外界环境条件的影响主要有光照、温度、湿度、培养基渗透压等。
第二周绿豆芽变透明，并且可见外植体有少许的增大 第三周绿豆芽明显膨胀，且少数绿豆芽变黄，开始形成愈伤组织。
第四周绿豆芽诱导形成愈伤组织，愈伤组织胀大，结构疏松，不均匀，为橙黄色。
实验表明，低浓度的BA(0~2mg/l)不能诱导芽的分化,随着6-BA浓度的升高,渐渐有厚而透明的芽出现。
就诱导芽产生及分化时,要求高水平的6-BA浓度,在实验中,6-BA浓度在6mg/l时达到了最好的效果。
NAA低浓度(0.1mg/l)的生长素有利于芽的分化;随着生长素浓度的增高,愈伤组织生长量也有所增加,但当培养基中含有5mg/LNAA时,则诱导形成根,芽的分化受到抑制。
这表明,在愈伤组织的形成过程中,生长素起着决定性作用,而在芽分化过程中,细胞分裂素起着重要的作用。
因此,在愈伤组织的诱导和芽分化过程中,选用合适的细胞分裂素与生长素的组合,并控制其比例是十分重要的。
本次诱导愈伤组织形成实验中，有部分材料污染，但愈伤组织的诱导率较高。
总结原因可能有以下几点：本次实验愈伤组织诱导有小部分被污染，其中污染的可能原因是：无菌室清洁度不够；接种时绿豆芽组织暴露时间过长。
另外，也有可能是操作者本身没进行消毒，在实验过程中碰触到绿豆芽段。
四、实验小结植物的器官组织与完整植株分离后，如果供给合适的营养和生长调节物质即适宜的生长环境，它们在离体条件下由于受到伤害的刺激以及生长调节物质的诱导，可恢复细胞分裂和生长分化的能力。
因此植物的离体组织、器官、细胞或原生质体在无菌和适宜的人工培养条件下培养，能够产生愈伤组织，并长成为一株完整植物体。
激素是培养基中诱导芽分化的关键物质,对植物组织培养的成败起着决定性的作用。
在本实验中绿豆芽外植体通过一个高水平的细胞分裂素(6-BA6mg/l)和一个低水平的生长素(IAA0.4mg/l)的组合诱导形成芽,这与茎尖外植体培养的结果一致。
植物不同的器官和组织，对离体培养的反映是不同的，其形态发生的能力也是不同的。
外植体的种类是影响组织培养效果的主要因素之一。
即使是相同的器官，由于其生理学或发育年龄的差异，也会影响形态发生的类型及方式。
外植体的年龄对组织的再生能力有很大的影响，越幼嫩就越容易获得再生植株。
外植体的选择和处理对褐变有较大影响，幼龄材料酚类化合物含量少,而成龄材料比较多。
植物组织培养的成功与否决定于外植体的制备、无菌操作和人工培养环境。
外植体的制备是能否建成离体繁殖系要过的第一关。
制备外植体的原则是无菌和有活性，无菌是外植体植被的要求，有杂菌带入培养基会造成微生物污染，而阻滞甚至杀死外植体。
有活性是外植体制备的前提，无活性的外植体的培养在植物组织培养中是无意义的。
无菌操作是贯穿于整个组织培养过程的一门关键技术，甚至可以说组织培养的前提就是无菌。
事实上外植体的制备过程就是无菌处理过程，而其后的一系列操作都是在无菌环境下进行的，实验室中经常使用的无菌操作设备是超净工作台。
无菌操作者的操作手法和习惯也是无菌操作成功与否的关键，通常进行无菌操作的实验人员也要经过严密的无菌操作训练并建立严格的“无菌概念”。
能否把植物组织培养做到满意的人工调控，关键在于人工培养环境。
人工培养环境是整个组织培养的难点和重点，也是近百年来植物生理学家一直探讨和研究的重要话题。
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