实验一 实验动物的抓取与固定及性别鉴定
实验动物的抓取和固定
实验动物的抓取和固定进行实验时,为了不损伤动物的健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,首先要限制动物的活动,使动物处于安静状态,工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴,不能恐吓动物,同时,要爱惜动物,使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长,在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它,取用时应轻轻抓住其尾巴后提起,置于实验台上,用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内,这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时,实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴),右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉,但要避免抓其尖端,以防尾巴尖端皮肤脱落,左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤,并将大鼠固定在左手中,右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服,不会咬人,但脚爪较尖,应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门,勿使其受惊,随后手伸入笼内,从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛,将兔提起,用另一只手托其臀,或用手抓住背部皮肤提起来,放在实验台上,即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大,故人们常误认为抓其耳可以提起,或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用,所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。
实验一 实验动物的抓取与固定及性别鉴定
3 爬行动物 (1)龟类 排泄孔位置及形状可分辨出雌雄:公龟的位 置接近尾端,孔形长形。母龟的位置接近腹甲, 孔形圆形。 尾部的粗细大小,公龟尾较粗大,母龟较细 短。 腹甲是否凹陷,公龟有明显的凹陷, 母龟平 坦。
(2)蜥蜴类 色斑、股孔、半阴茎
急性试验中犬的固定方法:将已麻醉的犬嘴 上的绷带解绷,把犬放在实验台上,先固定头部 后固定四肢。
头部固定:用特制的犬头固定器。犬头固定 器为一圆铁圈,圈的中央横有两根铁条,上面的 一根略弯曲,与棒螺丝相连,下面一根平直。固 定时先将犬舌拉出,将犬嘴伸入铁圈,再将平直 铁条横贯在上、下颌间,然后向下旋转棒螺丝, 使弯形铁条压在犬的鼻梁上,将铁柄固定在试验 台的铁柱上。
家兔的抓取与固定法1抓取方法抓取时轻轻打开兔笼门不要使兔受惊然后用右手伸入笼内从兔头前部把两耳轻轻压于手掌内兔便卧伏不动此时将颈背部被毛和皮肤一起抓住提起并用左手托住兔腹部使其体重主要落在这只手上
实验一 实验动物的抓取与固定及 性别鉴定
一、 实验目的和要求
通过本实验学习和掌握实验动物的抓取固定方法和 性别年龄判定方法。
另一种方法是由助手坐在椅子上用一只手抓住 兔颈背部皮肤,同时捏住两个耳朵,不让其头部 活动,大腿夹住兔的下半身,用另一只手抓住两 前肢将兔固定,此法适用经口给药。
盒式固定:未麻醉的兔可采用盒式固定。这 种固定方法常用作采血、注射、观察兔耳血管变 化、兔脑内接种等实验操作。
台式固定:将家兔麻醉后置于固定台上,四 肢用粗棉绳活结绑住,拉直四肢,将绳绑在兔固 定台四周的固定木块上,头以固定夹固定或用一 根粗棉绳牵引兔门齿系在固定台铁柱上。
1 小鼠的抓取与固定 (1)抓取方法 小鼠性情较温顺,一般不会主动咬人,但抓 取不当也易被其咬伤。 习惯用右手者,首先用右手从笼盒内将小鼠 尾中部或基部抓住(不可抓尾尖),并提起或 放在左手上。
实验动物的抓取和固定
实验动物的抓取和固定实验动物的抓取和固定在进行实验时,为了不损伤动物的健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,首先要限制动物的活动,使动物处于安静状态,工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴,不能恐吓动物,同时,要爱惜动物,使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长,在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它,取用时应轻轻抓住其尾巴后提起,置于实验台上,用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内,这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时,实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴),右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉,但要避免抓其尖端,以防尾巴尖端皮肤脱落,左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤,并将大鼠固定在左手中,右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服,不会咬人,但脚爪较尖,应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门,勿使其受惊,随后手伸入笼内,从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛,将兔提起,用另一只手托其臀,或用手抓住背部皮肤提起来,放在实验台上,即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大,故人们常误认为抓其耳可以提起,或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用,所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院:学号:姓名时间:实验一:小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法;2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法;3、掌握小鼠的标记方法;4、掌握小鼠的基本采血技术;5、掌握小鼠的常用给药方法;6、掌握小鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置;二、实验材料1、实验动物:每组两只雌鼠;两只雄鼠;2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器和小鼠固定板;眼科剪;眼科镊;解剖刀;1ml注射器;毛细玻璃管;灌胃针;苦味酸染料;葡萄糖液;2%水合氯醛;三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起;置于鼠笼或实验台向后拉;在其向前爬行时;用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤;将鼠体置于左手心中;把后肢拉直;以无名指按住鼠尾;小指按住后腿即可..这种在手中固定方式;能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作..2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显;雄鼠可见阴道开口和五对乳头..幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;近者为雌;远者为雄..另外;雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟;而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛..3、小鼠的标记方法1耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口;左耳为十位;右耳为个位..2剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠;3染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位;注意逆着毛发生长方向刷..4、小鼠的基本采血1剪尾采血当所需血量很少时采用本法..固定动物并历出鼠尾;将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟;也可用酒精棉球涂擦;使局新血管扩张..将鼠尾擦干;再用刀片剪去1-2mm;让血液滴入盛器或直接用吸取;同时自尾根部向尾尖按摩..取血后;先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处;使伤口外结一层火棉胶薄膜;保护伤口..也可采用切割尾静脉的方法采血;三根尾势脉可交替切割;并自尾尖向尾根方向切割;每次可取0.2~0.3ml血;切割后用棉球压迫止血..这种采血方法在大鼠进行较好;可以较长的间隔时间连续取血;进行血常规检查..2眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液;而又需避免动物死亡时采用此法..用左手固定鼠;尽量捏紧头部皮肤;使头固定;并轻轻向下压迫颈部两侧;引起头部静脉血液回流困难;使眼球充分外突示眼眶后静脉丛充血;右手持毛细玻璃管;沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入..刺入深度小鼠2~3mm..当感到有阻力时再稍后退;保持水平位;稍加吸引;由于血压的关系;血液即流人玻璃管中..得到所需的血量后;拨出毛细管..若手法恰当;小鼠约可采血0.2~0.3ml..3心脏取血动物仰卧固定在固定板上;剪去心前区部位的被毛;用碘酒酒精消毒皮肤..在左侧第3~4肋间;用左手食指摸到心搏处;右手取连有4~5号针头的注射器;选择心搏最强处穿刺;当针刺入心脏时;血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器..此法要求实验者掌握以下要点:要迅速而直接插入心脏;否则;心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准;将针头抽出重刺;不要在心脏周围乱探;以免损伤心、肺;要缓慢而稳定的抽吸;否则;太多的真空反而使心脏塌陷..若不需保留动物生命时;也可麻醉后切开动物胸部;将注射器直接刺人心脏抽吸血液..5、小鼠的常用给药方法1经口给药:小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定;右手持灌胃针;将灌胃针插入动物口中;沿咽后壁徐徐插入食道..动物应固定成垂直体位;针插入时应无阻力..若感到阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以兔损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入小鼠3~4cm;常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml;2皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳..操作时;常规消毒注射部位皮肤;然后将皮肤提起;注射针头取一钝角角度刺入皮下;把针头轻轻向左右摆动;易摆动则表示已刺入皮下;再轻轻抽吸;如无回血;可缓慢地将药物注入皮下..拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻;以防止药物外漏..3肌肉注射给药小鼠体积小;肌肉少;很少采用肌肉注射..当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时;采用肌肉注射..操作时1人保定小鼠;另一人用左手抓住小鼠的1条后肢;右手拿注射器..将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4;注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重..4腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠;使鼠腹部朝上;鼠头略低于尾部;右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺;针头刺入皮肤后进针3nm左右;接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..5尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中;使尾巴露出;尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾下四分之一处约距尾尖2-3厘米处进针;此处皮薄易于刺入;先缓注少量药液;如无阻力;表示针头已进入静脉;可继续注入..注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..动进入注射器..6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上;用大头针将四肢固定在解剖盘上..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察1肺:分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏:呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第四肋间..3肝:附于隔上;呈暗褐色;分5叶..4胃:分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠:分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾:脾斜卧在胃的左侧;呈暗红色;长条扁平状..7胰:在十二指肠附近;呈粉红色..8肾:右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫:卵巢形似绿豆状;粉红色;左右各一;位于肾脏下方..小鼠为双角子宫;为Y字形..10睾丸:小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..实验二:大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法;2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法;3、掌握大鼠的标记方法;4、掌握大鼠的基本采血技术尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血;5、掌握大鼠的常用给药方法灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉;6、掌握大鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置;二、实验材料1、实验动物:每组SD大鼠2只1雌1雄;2、实验器械及试剂:鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水;三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起;放在鼠笼上部..轻轻向后拉鼠尾;大鼠向前挣脱时;用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;将大鼠尾巴钩绕于小指上;将尾巴固定..注意不要用力过大使大鼠窒息死亡..2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中;故其阴囊明显;成年雌鼠可见阴道开口和乳头;幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;雄性:距离长;毛发密和其他部位一样;雌性:距离短;毛发稀疏..3.给药1灌胃:将注射器装入药物溶液;装上灌胃针..抓取固定大鼠后;使大鼠头部朝上;从大鼠口角一侧进针;沿咽后壁缓缓插入食道..若感到巨大阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以免损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入大鼠4~5cm;常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml;若药物灌入肺中;大鼠死亡..2腹腔注射:左手固定大鼠后;右手持针;45度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..3尾静脉注射:鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后;表示针头已进入静脉;可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中..注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..切勿从后3/1处注射;此处大鼠易发生断尾现象..4皮下注射:将大鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿纵轴方向刺入皮下;进针时感觉有阻力;继续刺入后突然阻力消失;判断针头可活动后注射入药液..注射成功后可见一个小丘状隆起;经过段时间后注射入的药物可被吸收..5皮内注射:小鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤;注射药液..若感觉注射时有阻力;注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功..为避免药液流出;停留片刻后将针头拔出;用干棉球按压针孔..4.麻醉:抓取固定大鼠后;通过腹腔注射的方式按10%水合氯醛2ml/kg的用量将适量的麻醉剂注射如大鼠体内;等待几分钟后观察大鼠反应..若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡..5.釆血1尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后继续采集血液;每次0.1ml..2心脏釆血:将麻醉后的小鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置为搏动为剧烈处..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达2~3ml..3腹主动脉采血:将大鼠麻醉固定后;用手术剪沿腹正中线剪开腹腔;将腹主动脉充分暴露后腹主动脉与腹主静脉伴行;紧贴脊柱;右手持注射器;针尖斜面朝下;入针角度约25~30度;朝向心端方向刺入;深度以5mm左右为宜;抽吸血液;若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功;继续采血..一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml;采样过程迅速..6.大鼠解剖;将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上;仰位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察:1肺:分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏:呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部..3肝:紧邻隔下;呈暗褐色;分7叶;无胆囊..4胃:分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠:分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾:脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰:在十二指肠附近;不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾:为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫:在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外..10睾丸:小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..11颌下腺:打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺..实验三:豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作;掌握豚鼠和家兔的一般操作方法;包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖;家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖;了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置..二、实验材料1、实验动物:豚鼠1只雌性、家兔1只雄性2、实验器械及试剂:鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定豚鼠的抓取和固定:左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功;注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡..2、豚鼠性别鉴定将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上;用手按压豚鼠的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性豚鼠可观察到阴茎;雌性豚鼠可观察到会阴部..3、豚鼠麻醉左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上;右手持针;于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量;豚鼠体重260g;故需注射1.1ml10%水合氯醛..将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内;等待几分钟后观察豚鼠反应..若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡.. 4、豚鼠心脏釆血将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置为搏动为剧烈处;通常在胸骨左缘..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达4~5ml..5、豚鼠解剖将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察:1肺:共七叶;右肺四叶;左肺三叶;2心脏:呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部;3肝:紧邻隔下;呈暗红色;分四个主叶和四个小叶;可见一光亮的胆囊附着于肝下;4胃:分两部;贲门部和幽门部;胃容量约20-30g;5肠:分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠;大肠包括结肠、盲肠和直肠..盲肠特别发达;占腹腔容积的1/3;占体重的15%;6脾:脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状;7胰:一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;不规则状且呈粉红色;8肾:为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧;9卵巢和子宫:在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外.. 6、家兔的抓取和固定自笼内取出时;用手抓住家兔颈部被毛与皮肤;另一手托住其臀部;将其中心承托在掌上..切忌强提兔耳或某一肢体..用兔盒将家兔的头部及四肢固定;使其头部无法向后缩即为固定成功..7、家兔的性别鉴定家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定..将家兔抓取后使其腹面朝上;用手按压家兔的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性家兔可观察到阴茎;雌性家兔可观察到会阴部..8、家兔耳缘静脉采血用兔盒固定家兔后;先拔去耳缘静脉注射部位的被毛;用手指轻弹兔耳使静脉充盈..或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后;左手食指与中指夹住静脉的近心端;阻止静脉回流;用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端;右手持5ml注射器从远端刺入;然后移动左手拇指固定针头;回抽注射器;若有血液进去注射器即为采血成功;继续缓慢采血..一次最多可采5ml..9、家兔灌胃给药兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳;用棉绳固定家兔开口;将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道..插入约导尿管的2/3的位置..回抽针管;观察到无气体进去针管后注射药物..灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳..10、家兔麻醉以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;回抽针管后若有回血;则可将适量麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量..将适量的麻醉剂注射入家兔体内;等待几分钟后观察家兔反应..若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功..11、家兔处死空气栓塞法以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;向耳缘静脉中注入一定量的空气5ml即可;使之发生空气栓塞而致死..观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散..12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿.. 用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔打开;仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察:1肺:共七叶;右肺四叶;左肺三叶..胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部;互不相通..2心脏:呈圆锥状;位于近胸骨端;由左心房、左心室、右心房、右心室组成..3肝:紧邻隔下;呈暗红色;可见一墨绿色的胆囊附着于肝下..4胃:分两部;贲门部和幽门部..5肠:分小肠和大肠;其总长度为体长的10倍..盲肠非常大;长约0.5米..在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁;呈圆形;为圆小囊..6脾:脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰:一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;为分布零散而不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾:为扁豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9雄兔睾丸下降到阴囊;两侧阴囊为乳白色..实验四:孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧;要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理;2、掌握尾尾直皮的操作方法;3、通过实际操作;了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途;二、实验材料1、实验动物:试验用孕鼠、清洁级小鼠雌雄各一只;2、实验器械与试剂:鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球;三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术小鼠常规麻醉;采用俯仰卧位;置于固定台上..尿道口上5mm处脱毛;常规消毒..在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔..进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织..将脂肪组织拉至腹腔;分离附睾并结扎相关血管;即可切除睾丸..将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..2、小鼠卵巢切除手术小鼠卵巢切除术多采用背部切口..小鼠常规麻醉;采用俯卧或侧卧位;置于固定台上;以肋下0.5cm;脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛;常规消毒;切口约0.5cm;切开皮肤;一边扩张一边钝性分离;用眼科镊夹住创口看到的肌层;在离脊柱肋下剪开腰肌;长约0.5切口;立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角;用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口;在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎;结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角;将卵巢摘除;检查有无出血;把脂肪组织推回腹腔内;将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..背部切口创伤小;直观;视野清楚;易操作;不需牵拉其它脏器;手术时间短..3、近交系小鼠皮肤移植实验尾尾植皮法是在一组近郊系内;将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部..此方法一个可以同时做几只;省时间..而且有自体移植;可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应;还是手术失败造成的..麻醉动物;用75%的酒精棉球;消毒动物的尾部以及手术者的双手;随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根;拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部..右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮;刀口深度应露出白色的健;但又不割坏血管..这样即提供了一块供体植皮;又得到一处受体植床..取下皮片后;将皮片手术刀从右手方向转到左手方向;这样皮片也就旋转了180度;使皮片上的毛与尾部的毛长向相反;然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上;用滤纸轻轻地来回按几下皮片;使其尽可能紧贴在上面;本次实验由于时间限制;不进行结果观察..4、孕鼠剖腹取胎实验1以颈椎脱臼法将孕鼠处死后;取仰卧位固定小鼠于动物固定板上;暴露腹部手术部位进行酒精消毒;注意处死动作要快;勿用力按压腹部;防止胎儿受损..。
动物实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握大、小鼠的一般操作方法,包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血.二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄)、大鼠4只(2雌2雄)、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取:左手抓小鼠的尾根部1.2固定:左手抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定:2.1抓取和固定小鼠3.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样);雌性:距离短,毛发稀疏.4.3同样鉴别方法,重复鉴别大鼠。
5.给药5.1.灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠,使腹部朝上,颈部拉直。
3.1.2固定后,右手持持接灌胃针的注射器吸取药液(或事先将药液吸好),将针头从口角插入口腔内,然后用灌胃针头压其头部,使口腔与食管成一直线,再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入,转动针头刺激动物吞咽,然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内,向外抽动注射器活塞,感觉有负压,此时可将药液灌入。
3.1。
3用大鼠重复同样操作5.2.注射给药5.3.1皮下注射5.3.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤,3.2.1。
2右手持注射器,使针头水平刺入皮下,针头能自由拨动无牵阻,推送药液时注射部位隆起。
拨针时,以手指捏住针刺部位3。
2。
1.3用大鼠重复同样操作5.4.2腹腔注射5.4.1.1以左手固定小鼠,使腹部向上,5.4.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下,针头稍向前,再将注射器沿 45角斜向穿过腹肌进入腹腔,此时有落空感,回抽无回血或尿液,即可注入药液。
5.4.3.3用大鼠重复同样操作5.5.3尾静脉注射5.5.1.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内,5.5.2.2用 75%酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张,5.5.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,用中指从下面托起鼠,右手持注射器,使针头尽量采取与尾部平行的角度进针,从尾末端处刺入.5.5.4.4注入药液,无阻力,表示针头已进入静脉,注射后把尾部向注射侧弯曲,或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
实验动物基本操作技术
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(二)急救措施 1 .迅速排查、中断、排除诱因。如应用棉签清 除干净气管、气管插管内的分泌物及血凝块。必要 时拔出气管插管冲洗后再行气管插管术。 2.根据下列不同情况采取相应的急救措施: (1)呼吸极慢、不规则,但心跳正常时:给予人 工呼吸-压胸法,适当给予苏醒剂。 (2)呼吸停止仍有心跳时:①实施人工呼吸,必 要时可使用人工呼吸机或吸氧(吸入气中 O2 占 95% , CO2占5%);②注射50%葡萄糖液5~10ml;③给肾 上腺素及苏醒剂。 ( 3 )呼吸、心跳均停止时:用 l : 10000 肾上腺素 溶液心内注射,其余同(2)。
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一、呼吸、心跳(血压)的改变 动物实验过程中,需密切观察实验动物的呼吸、 心跳及血压的变化,一者它们是实验反应的数据指 标,二者是实验动物状态的主要指征。尤其对呼吸 的观察,因为动物的死亡首先是呼吸的停止。 (一)诱发原因 1 .麻醉给药速度过快或过量:实施静脉给药麻 醉,可因给药速度过快或过量导致呼吸停止。因此, 为防止麻醉剂过量,注射速度一定不要过快,严密 观察动物状况,若需追加麻醉剂,一次不宜超过总 量的1/5。
e.腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f.冠、脚蹼皮下静脉 鸡、鸭、鹅
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2.取中量血
部位 a.后肢外侧皮下小隐静脉 b.前肢内侧皮下头静脉 动物种类 狗、猴、猫 狗、猴、猫
c.耳中央动脉
d.颈静脉
兔
狗、猫、兔
e.心脏
f.断头 g.翼下静脉
豚鼠、大鼠、小鼠
大鼠、小鼠 鸡、鸭、鸽、鹅
h.颈动脉
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采血方法的选择,决定于实验目的所需血量以及 动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、 血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法 等,可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时 可作静脉采血。静脉采血时,若需反复多次,应自 远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。 而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐 代谢紊乱,需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳 分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度,必须 采取动脉血液。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
(一)小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起,放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时,用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤,无名指和小指夹住小鼠尾巴根部,将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因:捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员,将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应(向前挣扎),便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作,并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定,可将小鼠放在特制的小鼠固定器内,将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上,用大头针固定其四肢(这种方法常用于解剖实验)。
- 原因:使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定,减少因挣扎而影响实验操作的准确性,同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验,在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构,便于进行精细的解剖操作。
(二)大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部,将大鼠提起,放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套(大鼠体型较大且可能会激烈挣扎,容易咬伤操作人员),从大鼠背部绕到其胸前,拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤,其余手指握住大鼠身体,将其提起固定。
- 原因:与小鼠抓取类似,先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠,放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强,为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠,也可将其麻醉后固定在手术台上,用绑带固定其四肢。
- 原因:固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定,使实验操作能够顺利进行,尤其是在进行需要精细操作的手术时,稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
(一)口服给药。
1. 灌胃法(以小鼠为例)- 准备好灌胃针(一般为特制的金属针具)和相应的药物溶液。
实验动物基本操作技术
日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g
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初生 7
20
30
60
60~80 100~120 150~200 170~220 240~300
90
120
180
330~400 400~470 520~600
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三、家兔
门齿和爪随年龄增长而增长,是年龄鉴别的重 要标志。青年兔门齿洁白,短小,排列整齐;老 年兔门齿暗黄,厚而长,排列不整齐,有时破损。
保护母体和胎儿的正常发育,避免胎儿早期死亡
和流产及减少繁育时间的损失。
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妊娠检查方法有
① 外部检查法 ② 摸胎法 ③ 阴道检查法 ④ 直肠检查法 ⑤ 超声波检查法 ⑥ 孕酮含量测定法
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第五节 分组与编号
动物实验之前,必须对实验动物进行随机分组 和编号标记,这是做好实验和实验记录的前提。
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如果甲组多两个,则接下去抄两个数。分别 以8,7除之,余数即指要调入乙组的第几个甲, 余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后 各组鼠的编号为:
组别
鼠的编号
甲组 3 4 5 7 8 12
乙组 1 2 6 9 10 11
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(二)当分为三组时
例:设有雄性的SD大鼠12只,按体重大小依次 编为1,2,3,…,12号,试用完全随机的方法, 分为A、B、C三组。
实验动物的抓取固定方法
实验动物的抓取固定方法正确的抓取固定动物,是为了不损害动物健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,保证实验顺利进行。
抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。
抓取固定动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解,抓取固定时既要小心仔细,不能粗暴,又要大胆敏捷,确实达到正确抓取固定动物的目的。
(一)小鼠抓取固定方法小鼠温顺,一般不会咬人,抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤(见图11-1之一),将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可(图11-1之二)。
人经验者直接用左手小指钩起鼠尾,迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时,则需将小鼠作一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位(必要时先行麻醉),再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定(图11-2),先根据动物大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图11-1小鼠的抓取固定方法图11-2 小鼠尾静脉注射方法(二)大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取斯基本同小鼠,只不过大鼠比小鼠牙尖性猛,不易用袭击方式抓取,否则会被咬伤手指,抓取时为避免咬伤,可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时,同样可采用左手固定法,只是用拇指和食指捏住鼠耳,余下三指紧捏鼠背皮肤,置于左掌心中,这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口,敏捷地从后,一把抓住。
若做手术或解剖等,则需事先麻醉或处死,然后用细棉线绳活缚腿,背卧位绑在大鼠固定板上;尾静脉注射时的固定同小鼠(只需将固定架改为大鼠固定盒即可)。
试验动物的抓取固定方法
小鼠温顺,一般不会咬人,抓取时先用右 手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉, 在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠 的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把 后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿 即可。
1
2
(二)大鼠(Rat )的抓取固定方法 大鼠的抓取基本同小鼠
常用于神经、循环和呼吸方面的实验。
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猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤 学、免疫学、心血管及糖 尿病、遗传性和营养性疾 病、移植、外科手术等方 面的研究
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二、实验动物编号标记方法 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方 法。 1)染色法:给大、小鼠、豚鼠标记常用80~90%苦 味酸酒精饱和溶液或3.5~5%苦味酸溶液,其次为 0.5%中性红或碱性品红溶液;编号原则:先左后右, 从前到后。给兔、猫、狗标记常用2%硝酸银溶液, 其次为苦味酸溶液。
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2)烙印法:大、中型动物
3)针刺法:兔
4)挂牌法
5)穿耳孔法
6)断趾编号:小鼠 7)被毛剪号:大动物 8)笼子编号
4
1
7
2
5
8
3
9 6
40Leabharlann 107020 50 80
30
60 90
图3-2-8小鼠背部的编号方法
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三、动物(性二别)的动辨物别性及别年的龄辨判别断 (一)大、小鼠的性别鉴定
雄
雌
图3-2-7 小鼠性别的特征
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(二)兔的性别鉴定
Female slit:切开,缝
vulva:外阴
Flanked:两侧
Male Genital:生殖器
试验动物保定方法
一、实验动物的捉拿、固定及给药方法1.小白鼠:右手抓住鼠尾,放在台上或鼠笼盖铁丝网下,然后用左手拇指沿其背部向前抓住其颈部皮肤,并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上。
另一抓法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾尖,后用手掌及小指夹住其尾巴,再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。
前一方法易学,另一方法稍难,但便于快速捉拿给药。
小鼠灌胃(PO)法:将小鼠固定后,右手持装有灌胃器的注射器,自口角外插入口腔,沿上颚插入食道。
如遇阻力,可将注射器拔出再插,以免穿破食道或误入气管,造成动物死亡。
灌胃容量一般为0.1~0.2ml/10g,不超过0.5ml/只。
小鼠皮下注射法:两人合作,一人一手抓住小白鼠头部皮肤,另一手抓住鼠尾。
另一人注射药物。
注射部位在背部皮下组织。
如一人操作时,左手抓鼠尾,让鼠爬在铁丝笼上,右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。
如一人操作时,左手抓鼠尾,让鼠爬在铁丝笼上,右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。
注射量不超过0.5ml/只。
小鼠腹腔注射法:左手持鼠,右手持注射器从下腹左或右侧(避开膀胱)朝头部方向刺入,宜先刺入皮下,经2~3mm再刺入腹腔,此时针头与腹壁的角度约45度。
针尖插入不宜太深或太近上腹部,避免刺破内脏,注射量一般为0.1~0.25ml/只。
小鼠尾静脉注射法:将小鼠置于固定器内,使其尾巴露出,用70%酒精擦尾部,或将鼠尾浸入50℃热水中。
待尾部静脉扩张后,左手拉尾,右手进针。
注射容量不超过0.5ml/只。
2.兔:用手抓起它脊背近后颈处皮肤,抓的面积越大其持重点越分散。
如家兔肥大,应再以另一手托住它的臀部,将持重点承托于手上。
将兔作仰卧位,一手仍抓住颈部皮肤,另一手顺其腹部抚摸至膝关节,压住关节。
另一人用绳带捆绑四肢,使兔腹部向上,固定在兔手术台上。
头部则用兔头固定夹固定。
兔灌胃法:二人合作,一人固定家兔于两膝之间,一手固定兔头,使头部后仰,另一手将开口器插入兔口,并向后翻转数次,使兔舌伸直并压在开口器下面。
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当,直接影响实验结果的质量。
因此,实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术,包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查,这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定,不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性,而且还可防止被动物咬伤,从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下:(1)小鼠用右手抓住鼠尾,提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上,而后右手将小鼠缓缓后拉,恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定,此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起,掌心向上而将鼠体置于掌心中,用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好,可以进行各种实验操作。
操作熟练后,可采用左手一手抓取法,更为方便,右手可不必放下注射器等器具。
(2)大鼠捉取大鼠时,不宜突然袭击式地去抓它,这样手指容易被咬伤。
取用时,应轻轻抓住其尾巴后提起,置于实验台上,将其放入大鼠固定盒将鼠固定,这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时,实验者应戴上帆布手套,右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉,左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤,并将鼠固定在左手中,右手即可进行操作。
(3)家兔家兔性情一般较温顺而胆小,捉拿动作要轻。
家兔二耳较长,但并不能承担全身重量,因此捕捉家兔不能抓其两耳,使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时,先轻轻打开笼门,勿使受惊,随之将手伸入宠内,从头前阻拦它跑动,兔便匍伏不动,此时用右手把二耳轻轻地压于手心内,抓住颈部的被毛与皮,提起兔,然后用左手托住它的臂部,兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定,如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时,可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时,可将其仰卧固定在简易木质手术台上,头部用特制兔头夹固定,四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
实验动物采血技术给药技术(一)
(2)腹腔和静脉给药麻醉法 非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射 麻醉,操作简便,是实验室最常采用的方法之一。 腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠,较大的动物如 兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂 的作用长短以及毒性的差别。所以在腹腔和静脉麻 醉时,一定要控制药物的浓度和注射量 。
2.局部麻醉 ⑴ 猫的局部麻醉一般应用 0.5~1.0% 盐酸普鲁卡 因 注 射 。 粘 膜 表 面 麻 醉 宜 用 2% 盐 酸 可 卡 因 。 ⑵ 兔在眼球手术时,可于结膜囊滴入0.02%盐酸 可卡因溶液,数秒钟即可出现麻醉。 ⑶ 狗的局部麻醉用0.5~1%盐酸普鲁卡因注射。 眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
二、兔的性别鉴定
Female
Male
第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄(大、小情况基本一样)
日龄/d 1 3 4 5 8 外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落 能翻身 能爬行
日龄/d 10 9~11
外观形态特征 能听到声音 全身被白毛,门齿长出
13~15
采血时要注意
采血场所有充足的光线;室温夏季最好保持在 25~28℃,冬季,15~20℃为宜; ② 采血用具有采用部位一般需要进行消毒; ③ 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥; ④ 若需抗凝全血,在注射器或试管内需预先加入 抗凝剂。
①
1.取少量血 部位 a.尾静脉 b.耳静脉 c.眼底静脉丛 d.舌下静脉 动物种类 大鼠、小鼠 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 兔、大鼠、小鼠 兔
尾 部 采 血
心脏采血
二、豚鼠的采血方法 1.耳缘剪口采血 2.心脏采血方法同大、小鼠。 3.股动脉采血方法同大、小鼠。 4.后肢背中足静脉采血
一、实验动物抓取与固定的原则.doc
一、实验动物抓取与固定的原则1.爱护动物的原则,避免抓取时对动物造成疼痛、不适、不安及其他应急反应。
2.选择最适合实验动物的固定方法的原则。
3.危险情况下,操作人员安全优先原则。
4.大胆、尽早固定的原则。
二、小鼠抓取与固定的操作程序1.用手抓取与固定的操作程序(1)用右手拇指和食指抓住尾部中央捏起来;(2)用手固定时把捏起来的小鼠放在笼子盖上,在动物向前挣的一瞬间,用左手的拇指和食指抓住颈背部到背中央的皮肤以固定其头部;(3)翻转抓住颈背部的左手,右手拉住小白鼠尾部再用左手的小指压住尾根部使小鼠整个呈一条直线。
2.固定器固定的操作程序(1)在无麻醉的情况下首先根据上述方法用左手将小鼠固定;(2)用乙醚麻醉时,可用长20~30CM的线绳分别捆住动物的四肢;(3)准备一个15~20cm的方木板,边缘楔入5个钉子;(4)把捆住四肢的线绳固定到固定台的钉子上固定,并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳以达到完全固定;(5)尾静脉给药时,可用专用的小鼠固定用容器,把小鼠放在里面只露出尾巴,再进行静脉注射。
3.特殊实验时的固定操作程序(1)进行手术或心脏采血时,应先行麻醉再操作;(2)进行解剖实验时,则必须先行无痛处死后再进行。
三、大鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序1.用手抓取与固定的操作程序(1)左手食指按住动物的颈背部,拇指及其余3指放在胁部,食指和中指挟住左前肢,分开两前肢抓取动物,再用右手按住后肢固定。
(2)对受试动物进行给药时,用左手的拇指和食指抓住颈背部皮肤.其余3指抓住背部皮肤,小指和无名指挟住尾部牢牢固定。
(3)注意:4~5周龄以内的大鼠同小鼠一样抓住尾部提起来。
周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
2.固定器固定:同小鼠固定程序四、小鼠、大鼠和沙鼠性别鉴定的操作程序1.按照大鼠、小鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序抓取动物;2.反转以上被抓取的动物,观察其外生殖器(阴蒂或阴茎)与肛门之间的距离;3.仔鼠性别判定以外生殖器(阴蒂或阴茎)与肛门之间的距离间隔短的是雌性,长的是雄性。
鼠的基本实验操
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解剖
腹腔:肝脏、胃、肠道、圆小囊、胰腺、脾脏、肾脏、肾上腺、输尿 管、膀胱;卵巢、输卵管、子宫;睾丸、附睾、输精管。
胸腔:肺、心脏。胸腔纵隔。
颈部:甲状腺。颈部N:迷走、交感、减压N。
○ 胸腔:肺、心脏。 ○ 颈部:甲状腺。 ○ 头部:开颅取脑。
要求:辨识各个器官,观察正常大小、形状、色泽、表面形态。
01
小鼠皮肤移植试验、 卵巢摘除术
ห้องสมุดไป่ตู้
近交系小鼠皮肤移 植试验
一.动物 KM小鼠2只(1雌1雄) 一.方法: 尾-背植皮法 尾-尾植皮法
近交系小鼠皮肤移植试验
步骤 异体尾-背植皮法 麻醉 固定 受体小鼠,背部剪毛(1.5cm×1.5cm),酒精消毒,去皮(0.3cm×0.3cm) 供体小鼠,酒精消毒尾部,尾背部剪皮(0.5cm×0.5cm) 供体皮片覆盖受体背部方洞 1~3周后观察结果
腹 位肉 肌 )肤 皮 注 豚 豚
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急性试验中犬的固定方法:将已麻醉的犬嘴 上的绷带解绷,把犬放在实验台上,先固定头部 后固定四肢。
头部固定:用特制的犬头固定器。犬头固定 器为一圆铁圈,圈的中央横有两根铁条,上面的 一根略弯曲,与棒螺丝相连,下面一根平直。固 定时先将犬舌拉出,将犬嘴伸入铁圈,再将平直 铁条横贯在上、下颌间,然后向下旋转棒螺丝, 使弯形铁条压在犬的鼻梁上,将铁柄固定在试验 台的铁柱上。
(3)蛇 公蛇的尾巴较细长,母蛇较粗短。 轻压尾巴基部,公蛇的半生殖器會跑出來。
4 两栖动物
婚垫 雄蟾
雄蟾 雌蟾
5 鱼类 许多鱼从外形上不易区分其雌雄,但可通过
繁殖期的颜色不同及第二性征加以区分。 如麦穗鱼平时体侧呈灰黄色,到了生殖期雄
性变成暗黑。 雄性马口鱼一到生殖季节,体色变为红蓝条
子相间。
时破损。
白色家兔趾小基本呈红色,尖端呈白色。 一岁家兔红色与白色长度相等; 一岁以下,红多于白; 一岁以上,白多于红。
还可根据趾爪的长度与弯曲度来区别。 青年兔趾爪较短,直平,隐在脚毛中,随年 龄的增长,趾爪露出于脚毛之外,而且爪尖钩曲。 另外,家兔皮薄而紧,眼神明亮,行动活泼 的为青年兔; 皮厚而松,眼神颓废,行动迟缓的为老年兔。
泽,眼神呆滞,行动迟缓。 年轻豚鼠牙齿短白,爪短软,眼睛圆亮,行
动敏捷,被毛有光泽,且紧贴身体。
同日龄豚鼠,雌性体重略高于雄性。与大鼠 一样,其体重受多种因素的制约。实验对年龄要 求比较严格时,必须由卡片记录提供准确年龄。
4 家兔 家兔的门齿和爪随年龄增长而增长,是年龄
鉴别的重要标志。 青年兔门齿洁白,短小,排列整齐; 老年兔门齿暗黄,厚而长,排列不整齐,有
6 猴的抓取与固定 (1)抓取方法 从笼内抓取猴时,饲养人员应以右手持短柄
网罩,左臂紧靠门侧,以防笼门敞开时猴逃出笼 外。右手将网罩塞入笼内,由上而下罩捕。在猴 被罩到后,应立即将网罩翻转取出笼外,罩猴在 地,由罩外抓住猴的颈部,轻掀网罩,再提取猴 的手臂反背握住,此时猴便无法脱逃。
(2)固定方法 徒手固定:将猴两前肢反背在其背后,操作者
此法常用作心脏采血、解剖、外科手术等实 验。
固定架固定:让小鼠直接钻入固定架里,封 好固定架的封口,露出尾巴。
此装置特别适用于小鼠尾静脉注射等。
小 鼠 固 定
盒 固 定
简易固定:进行尾静脉注射或抽血时,如果 没有这些固定装置,也可采用一种简易的方法。 即倒放一个烧杯或其它容器,把小鼠扣在里面, 只露出尾巴,然后用酒精擦拭,暴露血管,注射 或采样。
固定板固定:用固定板固定豚鼠,和大鼠、 小鼠基本相同,用木制或泡沫固定板和线绳固定。
4 家兔的抓取与固定法 (1)抓取方法
抓取时,轻轻打开兔笼门,不要使兔受惊, 然后用右手伸入笼内,从兔头前部把两耳轻轻压 于手掌内,兔便卧伏不动,此时将颈背部被毛和 皮肤一起抓住提起,并用左手托住兔腹部,使其 体重主要落在这只手上。
此法常用于兔静脉采血、注射、测量血压、 呼吸等手术操作。
5 犬的抓取与固定法 (1)抓取方法
犬的抓取方法较多。 对未经驯服和调教的圈养犬抓取时,用特制 的长柄犬钳夹住犬的颈部,或用长柄铁勾勾住犬 颈部项圈,由助手将其嘴缚住。
对经驯服的犬,可从侧面靠近,轻轻抚摸其 颈背部皮毛,用手将其抱住,由另一人用布带缚 其嘴;或用皮革、金属丝或棉麻制成的口网,套 在犬口部,并将其附带结于而后颈部,防治脱落。
兔一般不咬人,但其爪锐利,挣扎时极易抓 伤操作人员,因此,必须防备其四肢的活动。
特别注意不能只提兔双耳或双后腿,也不能仅 抓腰或提背部皮毛,以避免造成耳、肾、腰椎的 损伤或皮下出血。
(2)固定方法 徒手固定:由助手用一只手抓住兔颈背部皮
肤,另一只手抓住兔的两后肢,牢牢地固定在实 验台上。此法适用于腹腔、肌肉等注射。
另一种方法:由助手用左手将动物按住抓起, 将食指放在颈背部,拇指及其余三指放在肋部, 食指和中指夹住左前肢,分开两前肢举起来,右 手按住后肢。
注意:抓取大鼠时,不能捉其尾尖,因为 尾尖皮肤易于拉脱,也不能让大鼠悬在空中时间 过长,否则会激怒大鼠翻转咬人。
(2)固定方法 徒手固定:用拇指、食指捏住大鼠耳朵颈部皮
另一种方法是由助手坐在椅子上用一只手抓住 兔颈背部皮肤,同时捏住两个耳朵,不让其头部 活动,大腿夹住兔的下半身,用另一只手抓住两 前肢将兔固定,此法适用经口给药。
盒式固定:未麻醉的兔可采用盒式固定。这 种固定方法常用作采血、注射、观察兔耳血管变 化、兔脑内接种等实验操作。
台式固定:将家兔麻醉后置于固定台上,四 肢用粗棉绳活结绑住,拉直四肢,将绳绑在兔固 定台四周的固定木块上,头以固定夹固定或用一 根粗棉绳牵引兔门齿系在固定台铁柱上。
近具沟; 观察生殖突起,雄性较大、较圆,雌性较小
具裂缝; 仰卧观察乳头,雄性不明显,雌性明显。
(2)兔形目 初生仔兔及开眼仔兔,观察阴部孔洞形状和
距离肛门远近 孔洞扁形、大小与肛门相同,距肛门近者为
雌性; 孔洞圆形而略小于肛门,距肛门远者为雄性 。
对幼兔可用右手抓住兔的颈背部皮肤,左手 以食、中指夹住尾巴,大拇指轻轻向上推开生殖 器,局部呈“O”形,下为圆柱体者是公兔;
抓取固定动物必须对各种动物的一般习性有 所了解,抓取动物应大胆、准确、迅速、熟练、 不可恐吓动物。
1 小鼠的抓取与固定 (1)抓取方法 小鼠性情较温顺,一般不会主动咬人,但抓 取不当也易被其咬伤。 习惯用右手者,首先用右手从笼盒内将小鼠 尾中部或基部抓住(不可抓尾尖),并提起或 放在左手上。
(2)固定方法 徒手固定:右手抓取小鼠尾,将小鼠放在笼盖
可根据形态特征来判断年龄。在无可靠记录资料 的情况下,可根据体重来判断大致日龄。
普通级SD大鼠不同数日龄体重见下表
需要指出的是,同一品系大鼠的生长发育受 窝产仔、雌鼠哺乳能力、饲料营养水平、管理水 平以及个体差异等多种因素的制约,年龄与体重 的关系不是绝对的。
3 豚鼠 一般老年豚鼠牙齿和趾爪长,被毛稀疏无光
局部成“V”形,下端裂缝延至肛门者为母兔。 对成年兔可看有无阴囊进行区分公母。
(3)食肉目 新生食肉目动物可用肛门一生殖器距离加以
区分。 成年公犬睾丸下降于阴囊中,悬于会阴部下
方,阴茎由耻骨下缘朝腹部方向延伸,至后腹壁 开口。
母犬的尿生殖道开口于肛门下方,较易观察 识别。
(4)灵长目 区分灵长类动物雌雄较为困难。 首先应检查其尿道开口,许多雌性动物有较
肤,余下三指紧捏住背部皮肤,置于掌心,调整 好大鼠在手中的姿势即可。
此种固定方法常用做体重小的大鼠灌胃、腹 腔注射、肌肉注射和皮下注射的实验操作。
固定板固定:用于手术的大鼠用固定板固定 的方法与小鼠相同,但应选择更大些的固定板。
为防治大鼠苏醒时咬伤人或便于颈、胸部等 实验操作,应用棉线牵引大鼠两上门齿,固定头 部;也可用不同长短的圆柱形玻璃管将大鼠套住, 用拧弯的回形针钩在门齿上以固定。
此法多用于心脏采血、解剖、外科手术等实 验。
固定架固定:将大鼠固定在固定架内。 此装置特别适用于大鼠尾静脉注射等。
3 豚鼠的抓取与固定法 (1)抓取方法
豚鼠性情温和、胆小,一般不伤人,抓取时不能 用大力抓其腰腹,容易造成肝破裂而引起死亡。
依据不同的生理阶段选择抓取方法 抓取幼年的豚鼠时,可用两手以拇指、食指捏住颈部, 其余手指握持住躯干,即可轻轻提起。
对怀孕或体重较大的豚鼠,应以左手托其臀 部。
豚鼠的抓取方法
(2)固定方法 徒手固定:由助手用左手的食指和中指放在
豚鼠颈背部两侧,拇指和无名指放在肋部,分别 用手指挟住左右前肢,抓起来;然后反转左手, 用右手的拇指和食指挟住右后肢,用中指和无名 指挟住左后肢,使鼠体伸成一直线;也可坐下来 用大腿夹住豚鼠的后肢,右手进行实验操作。
扎犬嘴的方法 用长1m左右的绷带兜住犬的下颌,绕到上颌
打一个结,再绕回下颌打第二个结,然后将布带 引至头后颈项部打第三个结,并多系一个活结。
(2)固定方法 慢性试验中犬的固定方
法:将已驯服的犬拉上固定 架上,将犬头和四肢绑住, 再用粗棉带吊起犬的胸部和 下腹部,固定在架的横梁上, 即可进行体检、灌胃、取血、 注射等试验操作。
(或表面粗糙的物体)上,轻轻向后拉鼠尾;然后 在小鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳和 颈部皮肤,无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和 尾部,并调整好动物在手中的姿势。
此法常用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等 实验。
固定板固定:小鼠麻醉后置小鼠固定板上, 取仰卧位,用胶布缠粘四肢,再用针透过胶布扎 在板上,从而将小鼠固定在小鼠固定板上。
5犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、
外形颜色等情况综合判定。
成年犬42颗牙齿,齿式:2 (I3/3C1/1Pm4/4M2/3)=42。仔犬在出生后十 几天即开始生出乳齿,两个月以后开始由门齿 一犬齿一臼齿顺序逐渐更换为恒齿,8-10个月 齿换齐,但犬齿需要1岁半以后才能长坚实。
实验一 实验动物的抓取与固定及 性别鉴定
一、 实验目的和要求
通过本实验学习和掌握实验动物的抓取固定方法和 性别年龄判定方法。
二、 实验材料和用具
实验动物(小鼠)、镊子、酒精棉球、电子 天平等
三、实验内容 (一)实验动物的抓取与固定方法
实验人员在进行动物实验时,必须正确抓取 动物,以免被动物抓咬伤,或造成动物的伤亡和 应激反应。
对于有羽色伴性遗传的家禽可通过其孵出时 的羽色加以区分。
3 爬行动物 (1)龟类 排泄孔位置及形状可分辨出雌雄:公龟的位 置接近尾端,孔形长形。母龟的位置接近腹甲, 孔形圆形。 尾部的粗细大小,公龟尾较粗大,母龟较细 短。 腹甲是否凹陷,公龟有明显的凹陷, 母龟平 坦。
(2)蜥蜴类 色斑、股孔、半阴茎
用一只手握着,用另一只手将猴两后肢捉住,即 可将猴子固定。
固定架固定:一般是采用“猴限制椅”或者 称“猴固定架”进行固定。