实验一实验动物的抓取与固定及性别鉴定.
毒理学动物实验基本操作
毒理学动物实验基本操作一，实验目的1.了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2.掌握小鼠动物实验的基本操作二，实验器材电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。
三，实验内容1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定：性别鉴定依据：性器官与肛门的距离2.实验动物抓取和固定。
3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法大鼠均为250g 编号方法如图所示：实验动物基本信息如下表：编号性别类别体重/g13 雌小鼠22.6327 雄小鼠23.9256 雌小鼠22.787 雄大鼠250.0018 雌大鼠250.00124 雄大鼠250.00179 雄大鼠250.004 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法：灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。
5. 小鼠腹腔注射给药：左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。
6. 小鼠尾静脉注射给药：操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。
7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂）方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。
大鼠可采8ml血。
8. 处死方法（颈椎脱臼）方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。
9.解剖，识别以下脏器：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢，并称重，计算各脏器的脏器系数：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢。
实验动物学报告1
实验名称：小鼠的一般操作实验日期：姓名：学号：专业：一、实验目的和要求掌握小鼠实验的一般操作：动物的抓取和保定，性别鉴定，编号，给药，麻醉，采血，处死，解剖等。
二、实验准备1、动物：昆明小鼠，雌雄各2只2、器械：毛笔，解剖剪，解剖镊，眼科剪，眼科镊，解剖板，灌胃针，注射器，头皮针，干棉球及酒精棉球，20ul采血针。
3、药品：苦味酸，0.9%生理盐水及2%水合氯醛三、实验步骤1、抓取和保定右手将小鼠尾巴提起，置于粗糙的平面上，此时小鼠向前挣扎，用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，翻转小鼠，其背部置于掌心，小指压住小鼠尾巴2、性别鉴定小鼠抓取后翻转，观察肛门与生殖器之间的距离，距离远者为雄性，近者为雌性。
雄性小鼠睾丸降至阴囊内，生殖器有明显突起；雌性小鼠的肛门至会阴处为无皮毛覆盖的细线。
3、编号用苦味酸（黄色）的酒精饱和溶液逆着小鼠的毛染色（可维持1~2个月）不同的颜色部位代表不同的标号。
一般习惯上的部位顺序为：1左前肢。
2左腹部，3左后肢，4头颈部，5背部，6尾根部，7右腹部9右后肢。
4、给药（1）灌胃左手抓取和固定小鼠，特别是其头颈部，右手持灌胃针，用灌胃针轻轻压其头部，尽量使其口腔和食道成一条直线再将灌胃针沿上腭壁轻轻进入食道，当灌胃针进入约3cm左右时即到达胃内，向胃内注射0.9%生理盐水后轻轻抽出灌胃针，小鼠每次最大灌胃量为0.5ml。
（2）腹腔给药左手抓取和固定小鼠，右手持注射器，从左下腹部腹股沟上约0.5cm，腹中线旁外1cm进针，进针时腹部平面形成45度，进针深度约1cm。
（3）尾静脉注射将小鼠放入固定的小笼内，尾巴滞留在外，消毒尾部，并挤压尾根部用左右拇指和食指控制小鼠尾巴角度。
右手持注射器，使其与尾两侧的静脉平行，从尾下1/4处进针，将注射器外套置于拇指与中指交叉处，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。
向充盈的尾静脉刺入3—5mm，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器，将0.9%生理盐水按一定速度推入。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠,两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可;这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作;2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显,雄鼠可见阴道开口和五对乳头;幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,近者为雌,远者为雄;另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛;3、小鼠的标记方法1耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位;2剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷;4、小鼠的基本采血1剪尾采血当所需血量很少时采用本法;固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张;将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm,让血液滴入盛器或直接用吸取,同时自尾根部向尾尖按摩;取血后,先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口;也可采用切割尾静脉的方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2～0.3ml血,切割后用棉球压迫止血;这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查;2眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液,而又需避免动物死亡时采用此法;用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突示眼眶后静脉丛充血,右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入;刺入深度小鼠2～3mm;当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压的关系,血液即流人玻璃管中;得到所需的血量后,拨出毛细管;若手法恰当,小鼠约可采血0.2～0.3ml;3心脏取血动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位的被毛,用碘酒酒精消毒皮肤;在左侧第3～4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4～5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器;此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸,否则,太多的真空反而使心脏塌陷;若不需保留动物生命时,也可麻醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液;5、小鼠的常用给药方法1经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持灌胃针,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道;动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力;若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管;一般当灌胃针插入小鼠3~4cm,常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳;操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下;拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏;3肌肉注射给药小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射;当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射;操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器;将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重;4腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nm左右,接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失;固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液; 5尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根;操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中,使尾巴露出,尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行小于30℃,从尾下四分之一处约距尾尖2-3厘米处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入;注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血;如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射;动进入注射器;6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上;用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒;用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察1肺：分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶;2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第四肋间;3肝：附于隔上,呈暗褐色,分5叶;4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体;5肠：分小肠和大肠;小肠包括回肠、空肠和十二指肠;6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈暗红色,长条扁平状;7胰：在十二指肠附近,呈粉红色;8肾：右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;9卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状,粉红色,左右各一,位于肾脏下方;小鼠为双角子宫,为Y字形;10睾丸：小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内;实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血；5、掌握大鼠的常用给药方法灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉；6、掌握大鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只1雌1雄；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起,放在鼠笼上部;轻轻向后拉鼠尾,大鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤;其余手指及掌心夹住背部和尾部,将大鼠尾巴钩绕于小指上,将尾巴固定;注意不要用力过大使大鼠窒息死亡;2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中,故其阴囊明显,成年雌鼠可见阴道开口和乳头,幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,雄性：距离长,毛发密和其他部位一样,雌性：距离短,毛发稀疏;3.给药1灌胃:将注射器装入药物溶液,装上灌胃针;抓取固定大鼠后,使大鼠头部朝上,从大鼠口角一侧进针,沿咽后壁缓缓插入食道;若感到巨大阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入气管;一般当灌胃针插入大鼠4~5cm,常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；若药物灌入肺中,大鼠死亡;2腹腔注射：左手固定大鼠后,右手持针,45度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感;针头刺入皮肤后进针3nm 左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针;固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液;3尾静脉注射：鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根;操作时先将动物固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行小于30℃,从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后,表示针头已进入静脉,可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中;注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血;如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射;切勿从后3/1处注射,此处大鼠易发生断尾现象;4皮下注射：将大鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿纵轴方向刺入皮下,进针时感觉有阻力,继续刺入后突然阻力消失,判断针头可活动后注射入药液;注射成功后可见一个小丘状隆起,经过段时间后注射入的药物可被吸收;5皮内注射：小鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤,注射药液;若感觉注射时有阻力,注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功;为避免药液流出,停留片刻后将针头拔出,用干棉球按压针孔;4.麻醉：抓取固定大鼠后,通过腹腔注射的方式按10%水合氯醛2ml/kg的用量将适量的麻醉剂注射如大鼠体内,等待几分钟后观察大鼠反应;若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功;若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡;5.釆血1尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行小于30℃,从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后继续采集血液,每次0.1ml;2心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置为搏动为剧烈处;右手持注射器,左手在左侧固定心脏,针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内;此时固定针管及心脏的位置,继续采血;采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置;每次采血量可达2~3ml;3腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后,用手术剪沿腹正中线剪开腹腔,将腹主动脉充分暴露后腹主动脉与腹主静脉伴行,紧贴脊柱,右手持注射器,针尖斜面朝下,入针角度约25~30度,朝向心端方向刺入,深度以5mm左右为宜,抽吸血液,若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功,继续采血;一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml,采样过程迅速;6.大鼠解剖；将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上,仰位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部;用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒;用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察：1肺：分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶;2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间;乳白色胸腺附于主动脉弓前部;3肝：紧邻隔下,呈暗褐色,分7叶,无胆囊;4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体;5肠：分小肠和大肠;小肠包括回肠、空肠和十二指肠;6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状;7胰：在十二指肠附近,不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同;8肾：为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺米粒大小,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V”字形,经阴道开口于体外;10睾丸：小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内;11颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺;实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作,掌握豚鼠和家兔的一般操作方法,包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖,了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置;二、实验材料1、实验动物：豚鼠1只雌性、家兔1只雄性2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤;其余手指及掌心夹住背部和尾部,豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功,注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡;2、豚鼠性别鉴定将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上,用手按压豚鼠的会阴部,观察是否有阴茎出现即可判断雌雄;雄性豚鼠可观察到阴茎,雌性豚鼠可观察到会阴部;3、豚鼠麻醉左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上,右手持针,于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感;针头刺入皮肤后进针3nm左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针;固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量,豚鼠体重260g,故需注射1.1ml10%水合氯醛;将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内,等待几分钟后观察豚鼠反应;若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功;若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡;4、豚鼠心脏釆血将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置为搏动为剧烈处,通常在胸骨左缘;右手持注射器,左手在左侧固定心脏,在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内;此时固定针管及心脏的位置,继续采血;采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置;每次采血量可达4~5ml;5、豚鼠解剖将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部;用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒;用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察：1肺：共七叶,右肺四叶,左肺三叶；2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间;乳白色胸腺附于主动脉弓前部；3肝：紧邻隔下,呈暗红色,分四个主叶和四个小叶,可见一光亮的胆囊附着于肝下；4胃：分两部,贲门部和幽门部,胃容量约20-30g；5肠：分小肠和大肠;小肠包括回肠、空肠和十二指肠,大肠包括结肠、盲肠和直肠;盲肠特别发达,占腹腔容积的1/3,占体重的15%；6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状；7胰：一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,不规则状且呈粉红色；8肾：为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺米粒大小,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧；9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V”字形,经阴道开口于体外;6、家兔的抓取和固定自笼内取出时,用手抓住家兔颈部被毛与皮肤,另一手托住其臀部,将其中心承托在掌上;切忌强提兔耳或某一肢体;用兔盒将家兔的头部及四肢固定,使其头部无法向后缩即为固定成功;7、家兔的性别鉴定家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定;将家兔抓取后使其腹面朝上,用手按压家兔的会阴部,观察是否有阴茎出现即可判断雌雄;雄性家兔可观察到阴茎,雌性家兔可观察到会阴部;8、家兔耳缘静脉采血用兔盒固定家兔后,先拔去耳缘静脉注射部位的被毛,用手指轻弹兔耳使静脉充盈;或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后,左手食指与中指夹住静脉的近心端,阻止静脉回流,用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端,右手持5ml注射器从远端刺入,然后移动左手拇指固定针头,回抽注射器,若有血液进去注射器即为采血成功,继续缓慢采血;一次最多可采5ml;9、家兔灌胃给药兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳,用棉绳固定家兔开口,将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道;插入约导尿管的2/3的位置;回抽针管,观察到无气体进去针管后注射药物;灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳;10、家兔麻醉以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针,回抽针管后若有回血,则可将适量麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量;将适量的麻醉剂注射入家兔体内,等待几分钟后观察家兔反应;若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功;11、家兔处死空气栓塞法以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针,向耳缘静脉中注入一定量的空气5ml即可,使之发生空气栓塞而致死;观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散;12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部;用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿;用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔打开,仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察：1肺：共七叶,右肺四叶,左肺三叶;胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部,互不相通;2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,由左心房、左心室、右心房、右心室组成;3肝：紧邻隔下,呈暗红色,可见一墨绿色的胆囊附着于肝下;4胃：分两部,贲门部和幽门部;5肠：分小肠和大肠,其总长度为体长的10倍;盲肠非常大,长约0.5米;在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁,呈圆形,为圆小囊;6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状;7胰：一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,为分布零散而不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同;8肾：为扁豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺米粒大小,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;9雄兔睾丸下降到阴囊,两侧阴囊为乳白色;实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧,要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；2、掌握尾尾直皮的操作方法；3、通过实际操作,了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；二、实验材料1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠雌雄各一只；2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术小鼠常规麻醉,采用俯仰卧位,置于固定台上;尿道口上5mm处脱毛,常规消毒;在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔;进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织;将脂肪组织拉至腹腔,分离附睾并结扎相关血管,即可切除睾丸;将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤;2、小鼠卵巢切除手术小鼠卵巢切除术多采用背部切口;小鼠常规麻醉,采用俯卧或侧卧位,置于固定台上,以肋下0.5cm,脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛,常规消毒,切口约0.5cm,切开皮肤,一边扩张一边钝性分离,用眼科镊夹住创口看到的肌层,在离脊柱肋下剪开腰肌,长约0.5切口,立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角,用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口,在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎,结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角,将卵巢摘除,检查有无出血,把脂肪组织推回腹腔内,将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤;背部切口创伤小,直观,视野清楚,易操作,不需牵拉其它脏器,手术时间短;3、近交系小鼠皮肤移植实验尾尾植皮法是在一组近郊系内,将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部;此方法一个可以同时做几只,省时间;而且有自体移植,可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应,还是手术失败造成的;麻醉动物,用75%的酒精棉球,消毒动物的尾部以及手术者的双手,随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根,拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部;右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮,刀口深度应露出白色的健,但又不割坏血管;这样即提供了一块供体植皮,又得到一处受体植床;取下皮片后,将皮片手术刀从右手方向转到左手方向,这样皮片也就旋转了180度,使皮片上的毛与尾部的毛长向相反,然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上,用滤纸轻轻地来回按几下皮片,使其尽可能紧贴在上面,本次实验由于时间限制,不进行结果观察;4、孕鼠剖腹取胎实验1以颈椎脱臼法将孕鼠处死后,取仰卧位固定小鼠于动物固定板上,暴露腹部手术部位进行酒精消毒；注意处死动作要快,勿用力按压腹部,防止胎儿受损;2用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜,暴露子宫,用止血钳分别夹住子宫颈部和两侧卵巢韧带,剪断后取出子宫;取下子宫用盐水冲洗下,剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出;3用棉球擦拭幼鼠,轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸,待新生鼠呼吸,血循环正常后,以止血钳扎断脐带;4本组孕鼠经剖腹产手术得到18只小鼠;新生小鼠体表无毛,皮肤红润,眼闭,胸前有一个深红色胎盘附于其上,体表略湿;。
动物实验基本技术和方法及成功之路
3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家 兔 给 药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛，用手指弹动或轻 揉兔耳，使静脉充盈， 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入， 将药液注入，然后拔出 针头，用手压迫针眼片 刻。
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给
药
静脉注射 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
第六节
动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法 1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
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实验动物基本操作技术
日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g
2020/4/9
初生 7
20
30
60
60～80 100～120 150～200 170～220 240～300
90
120
180
330～400 400～470 520～600
19
三、家兔
门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重 要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老 年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。
保护母体和胎儿的正常发育，避免胎儿早期死亡
和流产及减少繁育时间的损失。
2020/4/9
21
妊娠检查方法有
① 外部检查法 ② 摸胎法 ③ 阴道检查法 ④ 直肠检查法 ⑤ 超声波检查法 ⑥ 孕酮含量测定法
2020/4/9
22
第五节 分组与编号
动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组 和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。
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24
如果甲组多两个，则接下去抄两个数。分别 以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲， 余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后 各组鼠的编号为：
组别
鼠的编号
甲组 3 4 5 7 8 12
乙组 1 2 6 9 10 11
2020/4/9
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(二)当分为三组时
例：设有雄性的SD大鼠12只，按体重大小依次 编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法， 分为A、B、C三组。
试验动物的抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右 手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉， 在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠 的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把 后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿 即可。
1
2
（二）大鼠（Rat )的抓取固定方法 大鼠的抓取基本同小鼠
常用于神经、循环和呼吸方面的实验。
11
猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤 学、免疫学、心血管及糖 尿病、遗传性和营养性疾 病、移植、外科手术等方 面的研究
12
13
二、实验动物编号标记方法 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方 法。 1）染色法：给大、小鼠、豚鼠标记常用80~90%苦 味酸酒精饱和溶液或3.5~5%苦味酸溶液，其次为 0.5%中性红或碱性品红溶液；编号原则：先左后右， 从前到后。给兔、猫、狗标记常用2%硝酸银溶液， 其次为苦味酸溶液。
14
2）烙印法：大、中型动物
3）针刺法：兔
4）挂牌法
5）穿耳孔法
6）断趾编号：小鼠 7）被毛剪号：大动物 8）笼子编号
4
1
7
2
5
8
3
9 6
40Leabharlann 107020 50 80
30
60 90
图3-2-8小鼠背部的编号方法
15
三、动物（性二别）的动辨物别性及别年的龄辨判别断 （一）大、小鼠的性别鉴定
雄
雌
图3-2-7 小鼠性别的特征
16
（二）兔的性别鉴定
Female slit：切开，缝
vulva：外阴
Flanked：两侧
Male Genital：生殖器
第一节实验动物的抓取固定方法
第一节实验动物的抓取固定方法实验动物的抓取和固定方法是实验前的重要步骤，为了保证实验结果的准确性和可靠性，合理的抓取和固定方法非常重要。
以下是一些常用的实验动物的抓取和固定方法，供参考。
一、小鼠的抓取和固定方法小鼠是常用的实验动物之一，其抓取和固定方法可以通过以下步骤完成：1.抓取方法：（1）轻轻拿起小鼠的尾部，将其抓起，使小鼠的前腿和后腿都可以在手指间自由移动。
（2）用食指和中指握住小鼠的脖子，使其头部静止，防止其乱动。
2.固定方法：（1）局部固定：可以使用一只手持住小鼠的尾部，另一只手用拇指和食指轻轻夹住小鼠的后脚，使小鼠无法移动。
（2）整体固定：将小鼠放置在适当大小的实验架上，使用尼龙绳或胶带固定小鼠的四肢，保持其整体静止。
二、大鼠的抓取和固定方法大鼠是较大的实验动物，其抓取和固定方法稍有不同，具体步骤如下：1.抓取方法：（1）用一只手握住大鼠的尾部部分，提起整个大鼠的身体。
（2）用另一只手支撑大鼠的胸部和腹部，使大鼠整体稳定。
2.固定方法：（1）局部固定：可以使用一只手持住大鼠的尾部，以及另一只手用拇指和食指夹住大鼠的后脚，使其无法移动。
（2）整体固定：将大鼠放置在适当大小的实验架上，使用尼龙绳或胶带固定大鼠的四肢和躯干，确保大鼠整体静止。
三、禽类的抓取和固定方法禽类实验动物包括鸡和鸽等，其抓取和固定方法可以通过以下步骤完成：1.抓取方法：（1）握住禽类动物的脚部，向上提起其整个身体。
（2）用另一只手握住禽类动物的颈部，使其头部静止。
2.固定方法：（1）局部固定：将禽类动物的脚部绑在实验台上，使其无法移动。
（2）整体固定：将禽类动物放置在适当大小的实验架上，使用尼龙绳或胶带固定禽类动物的四肢和躯干，确保整体静止。
以上是常见实验动物的抓取和固定方法，需要根据具体情况进行操作。
在进行实验前，一定要确保动物的舒适和安全，注意不要过度固定或受伤动物。
此外，实验过程中还需要定期观察动物的状态，并注意合理的康复和保健措施，以确保实验的准确性和动物的福利。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。
二、大鼠的捉拿4-5周内的大鼠，方法同小鼠。
周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。
2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定（1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。
（2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
四、动物的标记小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。
实验动物采血技术给药技术(一)
（2）腹腔和静脉给药麻醉法 非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射 麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。 腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如 兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂 的作用长短以及毒性的差别。所以在腹腔和静脉麻 醉时，一定要控制药物的浓度和注射量 。
2．局部麻醉 ⑴ 猫的局部麻醉一般应用 0.5～1.0% 盐酸普鲁卡 因 注 射 。 粘 膜 表 面 麻 醉 宜 用 2% 盐 酸 可 卡 因 。 ⑵ 兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸 可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。 ⑶ 狗的局部麻醉用0.5～1%盐酸普鲁卡因注射。 眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
二、兔的性别鉴定
Female
Male
第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
日龄/d 1 3 4 5 8 外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落 能翻身 能爬行
日龄/d 10 9～11
外观形态特征 能听到声音 全身被白毛，门齿长出
13～15
采血时要注意
采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在 25～28℃，冬季，15～20℃为宜； ② 采血用具有采用部位一般需要进行消毒； ③ 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； ④ 若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入 抗凝剂。
①
１．取少量血 部位 ａ．尾静脉 ｂ．耳静脉 ｃ．眼底静脉丛 d．舌下静脉 动物种类 大鼠、小鼠 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 兔、大鼠、小鼠 兔
尾 部 采 血
心脏采血
二、豚鼠的采血方法 1．耳缘剪口采血 2．心脏采血方法同大、小鼠。 3．股动脉采血方法同大、小鼠。 4．后肢背中足静脉采血
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
一、实验动物抓取与固定的原则.doc
一、实验动物抓取与固定的原则1．爱护动物的原则，避免抓取时对动物造成疼痛、不适、不安及其他应急反应。
2．选择最适合实验动物的固定方法的原则。
3．危险情况下，操作人员安全优先原则。
4．大胆、尽早固定的原则。
二、小鼠抓取与固定的操作程序1．用手抓取与固定的操作程序(1)用右手拇指和食指抓住尾部中央捏起来；(2)用手固定时把捏起来的小鼠放在笼子盖上，在动物向前挣的一瞬间，用左手的拇指和食指抓住颈背部到背中央的皮肤以固定其头部；(3)翻转抓住颈背部的左手，右手拉住小白鼠尾部再用左手的小指压住尾根部使小鼠整个呈一条直线。
2．固定器固定的操作程序(1)在无麻醉的情况下首先根据上述方法用左手将小鼠固定；(2)用乙醚麻醉时，可用长20～30CM的线绳分别捆住动物的四肢；(3)准备一个15～20cm的方木板，边缘楔入5个钉子；(4)把捆住四肢的线绳固定到固定台的钉子上固定，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳以达到完全固定；(5)尾静脉给药时，可用专用的小鼠固定用容器，把小鼠放在里面只露出尾巴，再进行静脉注射。
3．特殊实验时的固定操作程序(1)进行手术或心脏采血时，应先行麻醉再操作；(2)进行解剖实验时，则必须先行无痛处死后再进行。
三、大鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序1．用手抓取与固定的操作程序(1)左手食指按住动物的颈背部，拇指及其余3指放在胁部，食指和中指挟住左前肢，分开两前肢抓取动物，再用右手按住后肢固定。
(2)对受试动物进行给药时，用左手的拇指和食指抓住颈背部皮肤．其余3指抓住背部皮肤，小指和无名指挟住尾部牢牢固定。
(3)注意：4～5周龄以内的大鼠同小鼠一样抓住尾部提起来。
周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
2．固定器固定：同小鼠固定程序四、小鼠、大鼠和沙鼠性别鉴定的操作程序1．按照大鼠、小鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序抓取动物；2．反转以上被抓取的动物，观察其外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离；3．仔鼠性别判定以外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离间隔短的是雌性，长的是雄性。
小鼠的基本实验方法
⼩⿏的基本实验⽅法⼀、实验⽬的1．学会实验⼩⿏的抓取、固定和性别、年龄鉴定。
2．掌握⼩⿏的灌胃，⽪下、肌⾁、腹腔和尾静脉注射⽅法。
3．掌握⼩⿏的常规采⾎⽅法和处死法。
⼆、实验器材和动物弯剪⼀把，眼科弯⽆钩摄⼀把，单⾯⼑⽚⼀⽚，1ml注射器两个，5号针头两个，灌胃针头⼀个，⼤号平镊⼀把，棉签4～6根，腊块⼀个。
试管架⼀个，试管四⽀，细塑料导管⼀根，⼩培养⽫⼀个，⼲棉球若⼲，⼤头针若⼲。
75％酒精棉球，8％碘酒棉球。
⼩⿏两只(雌雄各⼀只)。
三、实验⽅法1．性别鉴定⼩⿏的性别主要靠观察动物肛门与⽣殖器之间的距离来区分，距离较远的为雄性，距离较近的为雌性(图2-1)。
图2-1 ⼩⿏性别鉴定：左侧为雄⿏，右侧为雌⿏2．年龄鉴定⼩⿏主要由专门实验动物饲养场供应，在那⾥每⼀种动物都有⽣长的背景记录。
⼀般在领动物时可直接向饲养员询问，也可根据体重年龄相关曲线(图2-2)间接查得。
图2-2 ⼤、⼩⿏年龄与体重间的关系3．灌胃操作者左⼿抓取并固定住⼩⿏。
使其头颈拉直，右⼿持接有灌胃针头的注射器，针头沿⿏右侧嘴⾓，顺着⾆下插⼊⼝咽，针头稍上撬便于通过⾷道进⼊胃⾥，这时⽅可给药。
药量为0.3ml，进针过程中，若动物有呕吐动作或强烈挣扎，则表明针头插⼊⽓管，这时，应及时退针，不可推药，待动物恢复安静后，再重复操作。
4．⽪下注射根据实验的需要，可以选择任⼀部位做⽪下注射，但⼀般都取背部、后肢和腹部等部位。
注射时，操作者左⼿抓取和固定动物，并暴露注射部位，右⼿持注射器，以约150⾓进针到⽪下后，针头压平，顺⽪下插⼊约1cm即可注射。
5．肌内注射⼩⿏的肌内注射多在⼤腿外侧肌⾁进⾏，⽽且注射液量很有限，⼩⿏⼀般最⼤注射量0.2-0.3ml，注射前需备⽪，左⼿固定动物，以150⾓刺⼊肌⾁，回抽⽆⾎即可推出药液。
6．腹腔注射这是最常⽤的给药⽅法。
把动物固定在左⼿掌内，右⼿持注射器，以150⾓由腹部外⽣殖器上0.5～1cm处进针，到⽪下后压平针头，在⽪下向前移动针头0.2～0.3cm后，再以450～600⾓刺⼊腹腔，若有明显的落空感即说明已进⼊腹腔，这时回抽⽆⾎⽅可注射。
鼠的基本实验操
单击此处添加正文，文字是您思想的提炼，为了演示发布的良好效果，请言简意赅地阐述您的观点。您的内容已经简明扼 要，字字珠玑，但信息却千丝万缕、错综复杂，需要用更多的文字来表述；但请您尽可能提炼思想的精髓，否则容易造成 观者的阅读压力，适得其反。正如我们都希望改变世界，希望给别人带去光明，但更多时候我们只需要播下一颗种子，自 然有微风吹拂，雨露滋养。恰如其分地表达观点，往往事半功倍。当您的内容到达这个限度时，或许已经不纯粹作用于演 示，极大可能运用于阅读领域；无论是传播观点、知识分享还是汇报工作，内容的详尽固然重要，但请一定注意信息框架 的清晰，这样才能使内容层次分明，页面简洁易读。如果您的内容确实非常重要又难以精简，也请使用分段处理，对内容 进行简单的梳理和提炼，这样会使逻辑框架相对清晰。
解剖
腹腔：肝脏、胃、肠道、圆小囊、胰腺、脾脏、肾脏、肾上腺、输尿 管、膀胱；卵巢、输卵管、子宫；睾丸、附睾、输精管。
胸腔：肺、心脏。胸腔纵隔。
颈部：甲状腺。颈部N：迷走、交感、减压N。
○ 胸腔：肺、心脏。 ○ 颈部：甲状腺。 ○ 头部：开颅取脑。
要求：辨识各个器官，观察正常大小、形状、色泽、表面形态。
01
小鼠皮肤移植试验、 卵巢摘除术
ห้องสมุดไป่ตู้
近交系小鼠皮肤移 植试验
一．动物 KM小鼠2只（1雌1雄） 一．方法： 尾-背植皮法 尾-尾植皮法
近交系小鼠皮肤移植试验
步骤 异体尾-背植皮法 麻醉 固定 受体小鼠，背部剪毛（1.5cm×1.5cm），酒精消毒，去皮（0.3cm×0.3cm） 供体小鼠，酒精消毒尾部，尾背部剪皮（0.5cm×0.5cm） 供体皮片覆盖受体背部方洞 1～3周后观察结果
腹 位肉 肌 ）肤 皮 注 豚 豚
原生动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术一目的和要求：通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。
二实验内容：1 实验动物的抓取2 实验动物性别、发情和配种的鉴定3 实验动物编号的标记方法4实验动物被毛的去除术5 实验动物的给药途径和方法6 实验动物的麻醉7实验动物的采血8 实验动物的处死方法9 雄性不育小鼠的制备三实验的方法1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。
2 实验动物性别、发情和配种的鉴定：1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。
距离远的为雄性，距离性别鉴定：○近的为雌性。
成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓, 雌性肛门与生殖器之间有一无毛2 动物仰卧保定，观察乳头。
雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。
小沟。
○发情鉴定（阴道分泌物检查）材料：生理盐水，蒸馏水，显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道膜发生典型的变化。
操作: . 用左手拇指和食指固定小鼠的颈部，将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30ul生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。
2. 将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液器吸头将其均匀涂抹开。
3. 涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。
4. 待其干燥后，先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干燥，待检。
5. 显微镜下观察阴道涂片的变化，见下图。
附：小鼠发情周期阴道细胞的变化小白鼠性周期4～5天，发情持续时间大约9～12小时或20小时，排卵是在发情开始后2～3小时。
配种鉴定：○1 阴道栓法○2 涂片检查法。
小鼠的基本实验操作
口角进针，紧贴咽后壁进入消化道 进针2/3后灌生理盐水0.
• 尾-尾植皮法 生殖器与肛门之间距离长，毛发密
头部：开颅取脑。 生殖器与肛门之间距离长，毛发密 KM小鼠2只〔1雌1雄〕
近交系小鼠皮肤移植试验
• 三、步骤 • 1、异体尾-背植皮法 • 〔1〕麻醉 固定 • 〔2〕受体小鼠，背部剪毛
• 5、解剖
•
腹腔：肝脏、胃、肠道、胰腺、脾脏、
肾脏、肾上腺、输尿管、膀胱；卵巢、输卵管、
子宫；睾丸、附睾、输精管。
•
胸腔：肺、心脏。
•
颈部：甲状腺。
兔的一般实验操作
• 1、抓取和固定
• 2、性别鉴定
兔的一般实验操作
• 3、给药 • 〔1〕灌胃 • 〔2〕耳缘静脉注射
• 4、采血
• 〔1〕耳缘静脉采血
小鼠的根本实验操作
小鼠的根本实验操作
一、实验目的 通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方
法，包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、 编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死。
二、实验动物 KM小鼠4只〔2雌2雄〕
小鼠的根本实验操作
三、操作 口角进针，紧贴咽后壁进入消化道
5cm〕，酒精消毒，去皮〔0. 〔2〕在肾脏下方找到卵巢和子宫角，游离卵巢并摘除 近交系小鼠皮肤移植试验
小鼠卵巢摘除术
• 方法： • 〔1〕雌性小鼠〔已麻醉〕，右侧卧位，以
左腹外侧区〔左肋弓下缘〕为手术区，剪 毛，酒精消毒，沿腹中线平行切开1cm • 〔2〕在肾脏下方找到卵巢和子宫角，游离 卵巢并摘除 • 〔3〕消毒，缝合 • 〔4〕按上述方法摘除右侧卵巢
豚鼠和兔的一般实验操作
豚鼠的一般实验操作
实验一 实验动物的抓取与固定及性别鉴定
具裂缝； 仰卧观察乳头，雄性不明显，雌性明显。
（2）兔形目 初生仔兔及开眼仔兔，观察阴部孔洞形状和
距离肛门远近 孔洞扁形、大小与肛门相同，距肛门近者为
雌性； 孔洞圆形而略小于肛门，距肛门远者为雄性 。
对幼兔可用右手抓住兔的颈背部皮肤，左手 以食、中指夹住尾巴，大拇指轻轻向上推开生殖 器，局部呈“O”形，下为圆柱体者是公兔；
背部，抓住其肩胛上方，以拇指、食指捏住颈部， 其余手指握持住躯干，即可轻轻提起。
对怀孕或体重较大的豚鼠，应以左手托其臀 部。
豚鼠的抓取方法
（2）固定方法 徒手固定：由助手用左手的食指和中指放在
豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别 用手指挟住左右前肢，抓起来；然后反转左手， 用右手的拇指和食指挟住右后肢，用中指和无名 指挟住左后肢，使鼠体伸成一直线；也可坐下来 用大腿夹住豚鼠的后肢，右手进行实验操作。
用一只手握着，用另一只手将猴两后肢捉住，即 可将猴子固定。
固定架固定：一般是采用“猴限制椅”或者 称“猴固定架”进行固定。
（二）实验动物性别的鉴定
1 哺乳类 一般情况下，哺乳类动物性别依据动物的肛
门与外生殖器（阴茎或阴道）之间的距离加以区 分。
雄性要比雌性的距离更长。
（1）啮齿目 观察生殖器与肛门之间的距离，雌性较雄性
抓取固定动物必须对各种动物的一般习性有 所了解，抓取动物应大胆、准确、迅速、熟练、 不可恐吓动物。
1 小鼠的抓取与固定 （1）抓取方法 小鼠性情较温顺，一般不会主动咬人，但抓 取不当也易被其咬伤。 习惯用右手者，首先用右手从笼盒内将小鼠 尾中部或基部抓住（不可抓尾尖），并提起或 放在左手上。
（2）固定方法 徒手固定：右手抓取小鼠尾，将小鼠放在笼盖
原生动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术一目的和要求：通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。
二实验内容：1 实验动物的抓取2 实验动物性别、发情和配种的鉴定3 实验动物编号的标记方法4实验动物被毛的去除术5 实验动物的给药途径和方法6 实验动物的麻醉7实验动物的采血8 实验动物的处死方法9 雄性不育小鼠的制备三实验的方法1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。
2 实验动物性别、发情和配种的鉴定：1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。
距离远的为雄性，距离性别鉴定：○近的为雌性。
成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓, 雌性肛门与生殖器之间有一无毛2 动物仰卧保定，观察乳头。
雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。
小沟。
○发情鉴定（阴道分泌物检查）材料：生理盐水，蒸馏水，显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道膜发生典型的变化。
操作: . 用左手拇指和食指固定小鼠的颈部，将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30ul生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。
2. 将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液器吸头将其均匀涂抹开。
3. 涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。
4. 待其干燥后，先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干燥，待检。
5. 显微镜下观察阴道涂片的变化，见下图。
附：小鼠发情周期阴道细胞的变化小白鼠性周期4～5天，发情持续时间大约9～12小时或20小时，排卵是在发情开始后2～3小时。
配种鉴定：○1 阴道栓法○2 涂片检查法。
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（2）固定方法
徒手固定：由助手用一只手抓住兔颈背部皮
肤，另一只手抓住兔的两后肢，牢牢地固定在实
验台上。此法适用于腹腔、肌肉等注射。
另一种方法是由助手坐在椅子上用一只手抓住
兔颈背部皮肤，同时捏住两个耳朵，不让其头部
活动，大腿夹住兔的下半身，用另一只手抓住两
前肢将兔固定，此法适用经口给药。
盒式固定：未麻醉的兔可采用盒式固定。这 种固定方法常用作采血、注射、观察兔耳血管变 化、兔脑内接种等实验操作。
引至头后颈项部打第三个结，并多系一个活结。
（2）固定方法
慢性试验中犬的固定方 法：将已驯服的犬拉上固定 架上，将犬头和四肢绑住，
再用粗棉带吊起犬的胸部和
下腹部，固定在架的横梁上，
即可进行体检、灌胃、取血、
注射等试验操作。
固定架固定：将大鼠固定在固定架内。
此装置特别适用于大鼠尾静脉注射等。
3 豚鼠的抓取与固定法 （1）抓取方法
豚鼠性情温和、胆小，一般不伤人，抓取时不能
用大力抓其腰腹，容易造成肝破裂而引起死亡。
依据不同的生理阶段选择抓取方法 抓取幼年的豚鼠时，可用两手捧起来。 抓取较大的豚鼠时，先用手掌迅速扣住豚鼠 背部，抓住其肩胛上方，以拇指、食指捏住颈部， 其余手指握持住躯干，即可轻轻提起。 对怀孕或体重较大的豚鼠，应以左手托其臀 部。
简易固定：进行尾静脉注射或抽血时，如果 没有这些固定装置，也可采用一种简易的方法。 即倒放一个烧杯或其它容器，把小鼠扣在里面，
只露出尾巴，然后用酒精擦拭，暴露血管，注射
或采样。
这种烧杯或容器的大小和重量是适当，既能
压住尾巴不让其活动，同时起到压迫血管的作用。
2 大鼠的抓取与固定 （1）抓取方法
大鼠不像小鼠那样性情温顺，大鼠牙齿很尖锐， 在抓取时要小心被咬，操作者最好戴上防护手套。 张开左手虎口，迅速将拇、食指插入大鼠的腋 下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段， 并将其保持仰卧位，然后调整左手拇指位置，紧抵 在下颌骨上（不可过紧，否则造成窒息），即可进 行实验操作。
豚鼠的抓取方法
（2）固定方法 徒手固定：由助手用左手的食指和中指放在 豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别 用手指挟住左右前肢，抓起来；然后反转左手， 用右手的拇指和食指挟住右后肢，用中指和无名 指挟住左后肢，使鼠体伸成一直线；也可坐下来 用大腿夹住豚鼠的后肢，右手进行实验操作。
固定板固定：用固定板固定豚鼠，和大鼠、
应激反应。
抓取固定动物必须对各种动物的一般习性有
所了解，抓取动物应大胆、准确、迅速、熟练、
不可恐吓动物。
1 小鼠的抓取与固定
（1）抓取方法
小鼠性情较温顺，一般不会主动咬人，但抓
取不当也易被其咬伤。
习惯用右手者，首先用右手从笼盒内将小鼠
尾中部或基部抓住（不可抓尾尖），并提起或
放在左手上。
（2）固定方法 徒手固定：右手抓取小鼠尾，将小鼠放在笼盖 （或表面粗糙的物体）上，轻轻向后拉鼠尾；然后 在小鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳和 颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和 尾部，并调整好动物在手中的姿势。 此法常用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等 实验。
的长柄犬钳夹住犬的颈部，或用长柄铁勾勾住犬
颈部项圈，由助手将其嘴缚住。
对经驯服的犬，可从侧面靠近，轻轻抚摸其 颈背部皮毛，用手将其抱住，由另一人用布带缚 其嘴；或用皮革、金属丝或棉麻制成的口网，套 在犬口部，并将其附带结于而后颈部，防治脱落。
扎犬嘴的方法
用长1m左右的绷带兜住犬的下颌，绕到上颌
打一个结，再绕回下颌打第二个结，然后将布带
固定板固定：小鼠麻醉后置小鼠固定板上， 取仰卧位，用胶布缠粘四肢，再用针透过胶布扎 在板上，从而将小鼠固定在小鼠固定板上。 此法常用作心脏采血、解剖、外科手术等实 验。
固定架固定：让小鼠直接钻入固定架里，封
好固定架的封口，露出尾巴。
此装置特别适用于小鼠尾静脉注射等。
小 鼠 固 定 盒 固 定
另一种方法：由助手用左手将动物按住抓起，
将食指放在颈背部，拇指及其余三指放在肋部，
食指和中指夹住左前肢，分开两前肢举起来，右 手按住后肢。 注意：抓取大鼠时，不能捉其尾尖，因为 尾尖皮肤易于拉脱，也不能让大鼠悬在空中时间 过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。
（2）固定方法
徒手固定：用拇指、食指捏住大鼠耳朵颈部皮 肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心，调整 好大鼠在手中的姿势即可。
小鼠基本相同，用木制或泡沫固定板和线绳固定。
4 家兔的抓取与固定法
（1）抓取方法
抓取时，轻轻打开兔笼门，不要使兔受惊，
然后用右手伸入笼内，从兔头前部把两耳轻轻压
于手掌内，兔便卧伏不动，此时将颈背部被毛和
皮肤一起抓住提起，并用左手托住兔腹部，使其
体重主要落在这只手上。
兔一般不咬人，但其爪锐利，挣扎时极易抓 伤操作人员，因此，必须防备其四肢的活动。 特别注意不能只提兔双耳或双后腿，也不能仅 抓腰或提背部皮毛，以避免造成耳、肾、腰椎的 损伤或皮下出血。
此种固定方法常用做体重小的大鼠灌胃、腹
腔注射、肌肉注射和皮下注射的实验操作。
固定板固定：用于手术的大鼠用固定板固定 的方法与小鼠相同，但应选择更大些的固定板。 为防治大鼠苏醒时咬伤人或便于颈、胸部等 实验操作，应用棉线牵引大鼠两上门齿，固定头 部；也可用不同长短的圆柱形玻璃管将大鼠套住， 用拧弯的回形针钩在门齿上以固定。 此法多用于心脏采血、解剖、外科手术等实 验。
实验一 实验动物的抓取与固定及 性别鉴定
一、 实验目的和要求
通过本实验学习和掌握实验动物的抓取固定方料和用具
实验动物（小鼠）、镊子、酒精棉球、电子 天平等
三、实验内容
（一）实验动物的抓取与固定方法
实验人员在进行动物实验时，必须正确抓取
动物，以免被动物抓咬伤，或造成动物的伤亡和
台式固定：将家兔麻醉后置于固定台上，四
肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔固
定台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一
根粗棉绳牵引兔门齿系在固定台铁柱上。
此法常用于兔静脉采血、注射、测量血压、 呼吸等手术操作。
5 犬的抓取与固定法
（1）抓取方法
犬的抓取方法较多。
对未经驯服和调教的圈养犬抓取时，用特制