实验动物尿液采集的标准操作规程
实验动物各种体液、骨髓的采集方法
一、消化液的采集(一) 唾液1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。
2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。
这种方法可以收集到较纯净的唾液。
(二)胃液1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。
如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。
2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。
制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。
应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
(三)胰液和胆汁在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。
狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。
大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
二、脑脊液的采集(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。
动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。
消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。
宠物疾病实验室诊断—尿液检查
在高倍视野下尿沉渣中红细胞数量达4-5个／HPF，表明泌尿 道有出血，出血可能为炎性或外伤性的。
尿沉渣中的大量红细胞（碘染色）
3．红色、葡萄酒色或褐色 常见于血尿、血红蛋白尿、肌 红蛋白尿、卟啉尿或药物尿。 4．绿色尿
见于用美蓝防腐的尿、胆绿色素尿和吖啶黄素尿。 5．乳白色尿
见于尿中含有乳糜、脓细胞、大量磷酸盐和尿酸盐时。
二、透明度
动物正常的新鲜尿液是清亮的，放置时间稍长有结晶 盐形成沉淀而变得浑浊。但正常马属动物的新鲜尿液中， 因含有大量碳酸钙结晶和黏液，故浑浊不透明。对有些犬 猫而言，云雾状尿液可能是正常的。
模块上含有酸碱指示剂（四溴酚蓝pH为3.2），缓冲剂
及表面活性剂。在一定条件下（pH为3.2）指示剂产生
阴离子，与尿中带阳离子的蛋白质（主要是白蛋白）
结合产生颜色变化，即指示剂蛋白质误差原理。
三、尿糖
✓ 尿糖是尿液中葡萄糖的含量。尿液中葡萄糖含量多少， 可直接反映患者糖尿病严重程度。一般情况下，患者血 中葡萄糖大于9.0mmol/L时，尿糖测定呈阳性，与血中葡 萄糖含量成正比。其测定原理为，干化学试纸带膜块中 含有葡萄糖氧化酶、过氧化物酶和色源等物质。膜块内 的葡萄糖氧化酶与尿中葡萄糖反应，产生葡萄糖醛酸和 过氧化氢，后者在过氧化物酶的催化下氧化色源产生颜 色变化。
六、脂肪滴
是一种具有折光性强、大小不一的物体，由于它总浮在 表面，镜检时总不能和其它沉渣在一个焦点上同时见到。 可染成桔黄色至红色。正常猫尿中含有脂肪滴，其它动物 则否，如有发现，要么由于人工导尿所致，要么存在甲状 腺机能降低、糖尿病等。
动物样品采样方法及采样中常见的问题
２ ． ２ ． １ 内脏
采集 动物 的 内脏组 织 ，如 已死 亡 的动 物应
尽快采 集 ，夏 天应 不超过２ ｈ ，冬天不 超过６ ｈ （ 还要 视具体
温度） 。采集 的动 物病料必 须新鲜 ，尽 可能减少 污染 。用 于微 生物学检验 的 内脏组织 块不必太 大 １ － ２ ｃ ｍ （ 如有少量
般用 一次性 采血器 或注 射器 ，吸 出后 放试管 内或 直接
用针 头（ 一般用 三棱 针） 穿刺 静脉 后 ，将 血 液滴 到直 径为 ３ － － ４ ｍ ｍ（ 可用 人用 的一次性输 液 管） 塑料 管 内（ 长度一 般为 ５ ｃ ｍ） ，将 口封好 ，竖立存放 。
２ ． １ － ３ 保存 如用全血样 品 ，样 品中加 抗凝剂（ 在采血前
山东畜牧兽医
２ ０ １ ７年第 ３ ８卷
动物样 品采样方法及采样 中常见 的问题
刘 玉才 （ 山东省五莲县动物疫病预防控制 中心 ２ ６ ２ ３ ０ ０ ）
中图分类号 ：￥ ８ ５ １ ． ３ ４ 文献标识码 ：ｃ 文章编号 ：１ ０ ０ ７ ． １ ７ ３ ３ （ ２ ０ １ ７ ） ０ １ ． ０ ０ ４ ８ ． ０ ２ 直接加 入） ，并充 分摇匀 ；如用血清样 品 ，则血 液不加抗
｛ｆ：ｆ：ｆ： ｔ： ：‘
能剧烈震 荡 ，要注意 缓冲放 置 ，所 有样 品都要 贴上 能标
；ｆ：０：０： ｆ：ｒ： ：Ｉ：Ｉ
系 ，政府 的财政 负担减 轻 ，社 会 主体 的投 资风 险减小 。
经验证 明Ｐ Ｐ Ｐ 模 式 比较适用 于这一 公益性较强 的废弃物处
有序 、相互协 调 、运 行高 效 的畜牧业绿 色发 展部 门协调 联动推 进机制 ，进一 步提 高政府 各部 门服务 质量 和工作 效率 ，推 动畜牧业 转型升 级 ，提高劳 动生产 率 和资源利 用率 ，形成 生态畜 牧业 、清洁 畜牧业 、循 环畜牧业 的发
动物实验中的基本技术和方法
44
小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
犬、猫尿液的采集方法及化验分析
膀胱可能造成犬猫健康的下泌尿道发生感染 。在那 些原先存在尿道感染的病例中医源性 的细菌感染的
危险更大。送导尿管时太用劲 可能导致患病犬猫的 尿道或膀胱破裂。操作错误也会导致正常的尿道和 膀胱破裂。导尿时，存在 的伤 口会使尿样 中的红细 胞、 蛋 白质 和上 皮 细胞增加 。 膀胱穿刺可 以避免尿道 口、 阴道 、 阴茎包皮和会 阴污染 物的污染 ，会引起附近尿道的尿液 回流和前 列腺素进人膀胱尿液 ，而且用穿刺采到 的尿样可能 显示 出不正常的成分。 如 果 尿道 发生 阻塞 ，最 近 进行 过 膀 胱 切 开术 或
中的非尿道污染减少到最小和在正常尿液 中含最少
的白细胞 。主要 的缺点是针孔造成的外伤在吸气 时 可能引起 医源性 的血尿 。当要进行细菌培养或证实 用其他方法检测出的蛋白尿和细菌尿 时 ，必须采用
养 殖技术顾 问 ２ ０ １ ３ ． ８
时出现的酸性血或碱性血 ｒ 关 或 尢 关 ，故 不 １ ｉ 巨 作 为 机体酸碱平衡 的指针 ；⑤ 液酸化剂和碱化剂 可以 改变 ｐ Ｈ值 ； ⑥应激引起的 Ｆ 吸性碱 中毒。
膀胱驰缓 ， 严重的膀胱外伤或膀胱失去活力 ， 不 能用 该方法进行常规的尿样采集 。膀胱穿刺可 以使尿样
１ 克 葡萄糖可使 比重上升大约 ０ ． ０ ０ ４ 。每百毫升 １ 克 蛋白质可使 比重上升大约 ０ ． ０ ０ ３ 。一定程度的尿液浓 缩常见于正常的脱水 的犬 、 猫。尿液浓缩的程度随食
物的湿度含量和食物 中需要肾脏排泄 的溶质的量而
改变 。
的污染情况 。 如果该方法不成功， 就准备收集其所排的 尿液 。通常动物在膀胱触诊后， 关在笼子里时排尿。
．
如果完全有可能 ，就在服用药物或进行液体治
实验动物与动物实验方法教案--动物实验的常用实验技术动物血液的采集方法精选全文
精选全文完整版可编辑修改第三篇动物实验的常用实验技术第一章动物实验的基本操作第一节实验动物的编号大鼠和小鼠的编号一般都用不同颜料涂染皮毛的方法来标记，常用的涂染化学品如下①涂染黄色用3～5%苦味酸溶液;②涂红色用0.5%品红溶液等。
前者最常用。
在动物固定的不同部位涂上苦味酸斑点表示不同号码。
一般习惯在左前腿上为1，腰部为2，在左后腿上为3，在头部为4，在正中为5，在尾基部位6，在右前腿为7，在右侧要不为8，在右后退上为9，不涂染鼠为10。
如果试验时动物编号超过10，可在动物同一部位上再涂染另一种涂染剂。
标记方法如图。
第二节动物的捉持和固定一、小白鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。
二、大白鼠的持：大白鼠的捉拿时，可戴上手套。
实验者可用右手捉住鼠尾，放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
三、家兔的捉持：用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿势。
第三节常用动物的给药方法一、小鼠、大鼠常用的给药方法1、灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。
一般的给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠为1～2.0ml／100g。
2、皮下注射（sc）: 常在背部皮下注射。
一手固定动物，另一只手注射给药。
一般给药量小鼠为0.1～0.20ml ／10g，大鼠为1ml／100g。
3、腹腔注射（ip）: 左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠1～2.0ml／100g。
4、肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉。
兽医临床诊断学（卞建春）实验9尿液常规检验
实验九尿液常规检验一、目的要求掌握尿液化学检验方法及尿沉渣的检查方法，并能认识某些沉渣及管型。
二、实验内容（一）尿液酸碱反应的测定1．器材广范pH试纸。
2．方法取一条广范pH试纸浸于被检尿中，数秒钟后取出试纸条，根据试纸的颜色改变与标准色板比色以判定尿液的pH值。
3．正常值健康家畜尿液的pH值为：马7.2～7.8，牛7.7～8.7，羊8.0～8.5，猪6.5～7.8。
4．临床意义草食动物尿液变为酸性，杂食动物的尿液显著偏酸或偏碱，都是不正常的，见于某些热性病、长期食欲不振、某些营养代谢病等。
（二）尿中蛋白质的检验1．原理蛋白质遇酸类物质，可发生凝固或沉淀。
2．器材中试管，滴管，试管架等。
3．试剂35％硝酸。
装入滴瓶中备用。
4．方法取中试管1支，滴加35％硝酸1～2ml（20～40滴），再沿试管壁缓缓滴加尿液，使两液重叠，静置5min，观察结果。
两液重叠面产生白色环者为阳性反应。
白色环愈宽，表示蛋白含量愈高，可用1～3个“+”号表示之。
5．注意事项马的尿液中含有大量的碳酸钙，因此应事先加入适量10％醋酸液使尿呈酸性，尿液透明，便于观察结果。
6．临床意义健康动物的尿中含有微量的蛋白质，用一般方法难以检出。
病理性蛋白尿见于肾炎、大多数急性热性传染病（如猪瘟、猪丹毒、流感等）和某些传染病。
（三）尿中潜血的检验健康家畜的尿液中不含有红细胞或血红蛋白。
尿液中不能用肉眼直接观察的红细胞或血红蛋白叫做潜血（或叫隐血），可用化学方法进行检查。
1．原理尿液中的血红蛋白或红细胞被酸破坏所产生的血红蛋白，有过氧化氢酶的作用（但并非为酶，因为被煮沸后仍有触媒作用），它可以分解过氧化氢而产生新生态氧，使联苯胺氧化为蓝色的联苯胺蓝。
2．器材与试剂小试管，滴管，联苯胺，冰醋酸，过氧化氢溶液3．方法联苯胺法：取联苯胺少许（约一刀尖），溶解在2ml冰醋酸中，加双氧水2～3ml，混合。
混合后，加入等量尿液，如果液体变绿色或蓝色，表示尿中有血红蛋白存在。
大鼠尿药实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解大鼠尿药实验的基本原理和方法。
2. 观察不同药物对大鼠尿液的影响，分析药物的代谢和排泄过程。
3. 掌握实验数据的收集、处理和分析方法。
二、实验材料1. 实验动物：健康雄性大鼠10只，体重200-250g。
2. 实验药物：某药物（剂量：10mg/kg体重）。
3. 仪器设备：电子天平、恒温恒湿箱、尿液分析仪、离心机、离心管、移液器等。
三、实验方法1. 实验分组：将大鼠随机分为两组，每组5只，分别为实验组和对照组。
2. 给药：实验组大鼠按照10mg/kg体重给药，对照组大鼠给予等体积的生理盐水。
3. 给药后观察：给药后观察大鼠的行为、活动、食欲等变化，记录给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液量。
4. 尿液收集：将大鼠放入代谢笼中，收集给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液，分别标记。
5. 尿液检测：使用尿液分析仪对收集的尿液进行检测，包括尿量、尿比重、尿蛋白、尿糖等指标。
6. 数据处理：将实验数据输入计算机，进行统计分析，包括尿量、尿比重、尿蛋白、尿糖等指标的均值、标准差、t检验等。
四、实验结果1. 尿量：实验组大鼠给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液量分别为（10.5±1.2）ml、（12.3±1.5）ml、（15.6±1.8）ml、（18.2±2.1）ml、（20.5±2.4）ml、（22.8±2.7）ml、（24.6±3.0）ml、（26.1±3.3）ml、（27.8±3.6）ml；对照组大鼠给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时、12小时、24小时、48小时、72小时的尿液量分别为（8.5±1.0）ml、（9.8±1.2）ml、（11.3±1.5）ml、（12.8±1.8）ml、（14.2±2.1）ml、（15.6±2.4）ml、（16.9±2.7）ml、（18.1±3.0）ml、（19.4±3.3）ml。
动物疫病采样技术规范
动物疫病采样技术规范1范围本标准规定了动物疫病检验样品采集、器械准备、包装及废弃物处置、记录、保存、运送等技术。
本标准适用于动物疫病病原学、病理组织学、血清学、免疫学等实验室检验所需样品的采集。
2规范性引用文件下列文件中的条款通过本标准的引用而成为本标准的条款，凡是注日期的引用文件，其随后所有的修改单（不包括勘误的内容）或修订版均不适用于本标准，然而，鼓励根据本标准达成协议的各方研究可以使用这些文件的最新版本。
凡是不注明日期的引用文件，其最新版本适用于本标准。
GB 16548 畜禽病害肉尸及其产品无害化处理规程GB 16550 新城疫检验技术规范GB/T 18635 动物防疫基本术语GB/T 18935 口蹄疫诊断技术GB/T 18936 高致病性禽流感诊断技术NY/T 541 动物疫病实验室检验采样方法《中华人民共和国动物防疫法》《病原微生物实验室生物安全管理条例》《兽医实验室生物安全技术管理规范》《高致病性动物病原微生物菌（毒）种或者样本运输包装规范》3术语和定义下列术语和定义适用于本规范。
3.1 样品取自动物或环境、拟通过检验反映动物个体、群体或环境有关状况的材料或物品。
本标准所称样品，系待进行实验室检验的材料。
3.2 病料来自患病或可疑患病动物的被（待）检材料。
3.3 采集通过一定的方法，按照特定的程序和要求，对样品进行收集、处理及整理的过程。
4样品采集原则4.1 动物疫病样品采集遵循适时、典型、无菌、适量和生物统计的原则。
4.2 发现疑似炭疽，禁止解剖。
4.3 根据不同的检验要求进行样品采集，采取包括相应的组织器官、内容物、分泌物、排泄物或其他材料。
4.4 进行流行病学调查、抗体监测、动物群体健康评估或环境卫生检测时，样品数量应满足生物统计学的要求。
4.5 无法估计病因时，可对组织器官、分泌物和排泄物进行系统全面的的采集。
4.6 如患畜（禽）已死亡，应尽快采集样品，死亡时间夏天不得超过6h，冬天不超过24h.5器械准备5.1器械的选择根据采集样品的需要，分别选择不同的器械、容器等器材。
动物疫病实验室检验采样方法
动物疫病实验室检验采样方法 (NY/T541-2002)1 范围本标准规定了动物疫病诊断实验室的样品采集方法。
本标准适用于病因(原)学、病理组织学、血清学、免疫学等实验室检验所需样品的采集。
2 样品采集的一般原则和采集前的准备2.1 样品采集所遵循的一般原则2.1.1 凡发现患畜(包括马、牛、羊及猪等)有急性死亡时，如怀疑是炭疽，则不可随意解剖，应采取患畜的血液，万不得已时局部解剖作脾脏触片的显微镜检查。
只有在确定不是炭疽后，方可进行剖检。
2.1.2 采取病料的种类，根据不同的疾病或检验目的，采其相应的脏器、内容物、分泌物、排泄物或其他材料；进行流行病学调查、抗体检测、动物群体健康评估或环境卫生检测时，样品的数量应满足统计学的要求。
采样时应／jxjD,．谨慎，以免对动物产生不必要的刺激或损害和对采样者构成威胁。
在无法估计病因时，可进行全面的采集。
检查病变与采集病料应统筹考虑。
2.1.3 内肌病料的采取，如患畜已死亡，应尽快采集，最迟不超过6h。
2.1.4 血液样品在采集前一般禁食8h。
2.1.5 应做好人身防护，严防人畜共患病感染。
2.1.6 应防止污染环境，防止疫病传播，做好环境消毒和病害肉尸的处理。
2.2 使用器械的消毒刀、剪、镊子等用具煮沸消毒30min，使用前用酒精擦拭，用时进行火焰消毒。
器皿(玻制、陶制等)经103kPa高压30min，或经160C干烤2h灭菌；或放于0．5％一1％的碳酸氢钠(NaHCr~)水中煮沸10min 15rain，水洗后，再用清洁纱布擦干，保存于酒精、乙醚等溶液中备用。
注射器和针头放于清洁水中煮沸30rain。
一般要求使用“一次性”针头和注射器。
采取一种病料，使用一套器械与容器，不可用其再采其他病料或容纳其他脏器材料。
采过病料的用具应先消毒后清洗。
检查过传染性海绵状脑病的器械要放在2mol／L的氢氧化钠(NaOH)溶液中浸泡2h以上，才可再使用。
3 样品的采集3.1 血液3.1.1 采血部位大的哺乳动物可选用颈静脉或尾静脉采血，也可采胫外静脉和乳房静脉血。
动物体液采集
动物体液采集(一)实验动物尿液的采集实验动物尿液的采集可分为自然排尿收集法和强制排尿收集法。
1. 大鼠、小鼠、沙鼠的尿液收集(1)自然排尿法通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收集尿液。
收集时将大鼠、小鼠、沙鼠装入特制的代谢笼里，笼下放置洁净、干燥的玻璃粪尿分离漏斗，将漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个150～200ml集尿容器，按试验要求定时收集、量取一定时段的尿液，供进一步实验用。
我们还可根据采尿目的来选择不同的代谢笼，也可根据不同的采尿目的对代谢笼进行适当的改良。
(2)强制排尿法将大鼠、小鼠、沙鼠固定好后，按压骶骨两侧的腰背部或者轻轻压迫膀胱的体表部位，使其排尿后，将尿液收集到预先准备好的平皿或铝箔容器中。
2. 豚鼠尿液的收集（1）自然排尿法：使用大鼠或家兔用的代谢笼收集。
（2）强制排尿法：同大鼠、小鼠、沙鼠的收集法。
3. 家兔尿液的收集(1)自然排尿法也称留尿法，通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收家兔尿液。
收集时将家兔置于兔代谢笼里，笼下放置玻璃的粪尿分离漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个较大集尿容器收集尿液。
或在通常使用的饲养笼下放置收集尿液的容器（金属网或采尿盒等）。
(2)强制排尿法：包括逼尿法和导尿法（1）逼尿法是一人把家兔抱住，另一人右手由家兔腹腔向下逐渐用力压迫膀胱，逼出尿液。
（2）导尿法则是把家兔仰卧固定于手术台上，先在尿道口周围常规消毒，左手将尿道口充分暴露，且固定之，右手握幼儿导尿管（尖部涂一层凡士林或甘油），顺尿道往里送入，一旦导尿管进入膀胱腔，即见尿液流出，有时无尿流出，可将导尿管适当上下左右转动，见尿流出为此。
采集雄性动物时，用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下拽，暴露龟头的龟裂，使尿道口张开，缓慢将导尿管从外尿道口插入，在尿道括约肌部有少许抵抗感。
不要强行插入，轻轻地向膀胱部导入，尿自然导出。
采集雌性动物时，外尿道口在阴道前庭的里面，从外面看不到，沿着阴道腹侧的阴蒂在阴道前庭腹侧壁将导尿管的尖端插入，也可以插入尿道口，此后方法同雄性动物。
兽医实验室检查—尿液检验
（二）混浊度（透明度） 马属动物尿中含有大量悬浮在粘蛋白中的碳酸钙
和不溶性磷酸盐，故刚刚排出即不透明而呈混浊 状，尤其终末尿明显。 尿液暴露于空气中后，因酸式碳酸钙释放出二氧 化碳后变成难溶的碳酸钙，致使尿混浊度增加。 马尿混浊度增加或其他动物新鲜尿液呈混浊不透 明者，均为异常现象。可能因含有炎性细胞、血 细胞、上皮细胞、管型、坏死组织碎片、细菌或 混入大量黏液，而见于肾脏、肾孟（盏）、输尿 管、膀胱、尿道或生殖器官疾病，也可能因含有 各种有机盐或无机盐类而见于泌尿系统或全身性 疾病过程中。欲行鉴别须进行尿样本的显微镜检 查。
4．膀胱穿刺
尿液的保存与送检 采集尿液后应立即送检，如不能立即送验，最好置于
冰箱内保存，一般在4℃冰箱可保存6～8h。在标本放置 时间较长时（如12h或24h）或天气炎热时，可加适量防 腐剂以延迟内容物的分解，但不可在供细菌学检查尿液中 加入防腐剂。常用的防腐剂有下列四种： 1．甲醛 对镜检物质（如细胞、管型等）可起固定形态作 用，但因含有还原性醛基，不适用于尿糖等化学成分的检 查，一般用量为1～2ml／L尿。 2．甲苯 一般用量5ml/L尿，使尿液面形成薄膜，防止细菌 繁殖，用于尿糖、尿蛋白定量测定，需要保留24h尿标本 备选用。 3．硼酸 用量为2.5g/L尿。它起到抑制细菌生长的作用， 是一个相对较弱的防腐剂。 4．麝香草酚 可抑制细菌生长，用量为0．lg 麝香草酚／ 100 ml 尿液。用10 ％ 的麝香草酚异丙醇溶液可增加麝香 草酚的溶解量，达到抑菌及保护代谢物的作用，适用于尿 钾、钠、钙、氨基酸、糖、尿胆原、胆红素等测定。
（四）判定
根据颜色的深浅判定，十：绿色；十十： 蓝绿色；十十十：蓝色；十十十十：深蓝 色。
二、尿液的物理学检验
（一）、尿量
实验动物取血,尿液,其他体液的采集,实验动物的剖检方法
名称：生物样品的采集及实验动物的解剖和脏器系数测定标准操作规程(SOP)关键词：生物样品的采集实验动物解剖脏器系数测定目的：在药物毒理学研究中，常常需要收集实验动物的血液、尿液或其它体液进行常规检查或生化分析，因此，正确采集实验动物的生物材料是药物毒理学最基本和最重要的操作技术。
对实验动物进行大体解剖检查是药物毒理实验的常规观察项目，简便易行并能提供重要资料。
测定动物死后器官湿重和含水量是常用的指标之一，可以从大体标本大概地估计内脏器官病变的程度，特别适用于某些可致内脏水肿、实质细胞肿胀、间质纤维组织增生或脏器萎缩等药物的研究。
组织匀浆的制备以及在匀浆技术的基础上发展起来的亚细胞结构分离技术，也是药物毒理实验的重要技术之一。
学习和掌握药物毒理学试验中常用的生物材料的采集方法；实验动物的处死方法、大体解剖检查、脏器系数和含水量的测定以及组织匀浆的制备；了解病理切片常规收集样本的部位和方法。
主体内容（一）血液的采集1、大鼠与小鼠的采血方法：①鼠尾采血：当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾，将尾部浸入45~50℃温水中数分钟，使尾静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦试消毒。
剪掉尾尖（约0.2~0.3cm），拭去第一滴血。
然后用血色素吸管定量吸取尾血，或将尾血直接滴入容器内。
采血完毕用干棉球压迫止血。
亦可不剪尾，用7~8号注射针头连上注射器直接刺破尾静脉采血。
②眼眶静脉丛采血：当需用中等量的血液，而又避免动物死亡时采用本法。
左手拇指及食指紧紧握住大鼠或小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。
右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦部以45°角刺入，刺入深度小鼠约2～3mm, 大鼠4～5mm。
若遇阻力稍后退调整角度后再刺入，如穿刺适当，血液能自然流入毛细管内。
得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血。
③断头采血：当需用较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用本法。
动物实验基本方法
1. 麻醉之前应禁食，准确称量动物体重，作为计算麻醉剂用量的依据。 2. 应注意不同麻醉药对动物的作用是不同的，如戊巴比妥钠、硫贲妥钠等能抑 制心肌收缩力，使肌肉松弛，而氯胺酮则相反。 3. 大动物犬、猴、羊等麻醉前半小时应注射麻醉前给药如阿托品和苯巴比妥钠。 4. 静脉注射麻醉药是必须缓慢，边注射边观察动物。 5. 在麻醉过程中密切观察动物的反应，动物在麻醉期间体温下降，应注意保温。
抓取注意点
不要轻易使用长柄铁钳，钳伤造成的伤害 会使它对你更加恐惧，影响以后实验的 进行。 抓取后用绳子将嘴绑住。
家兔的抓取
狗嘴的捆绑方法
二、实验动物的麻醉方法
实验动物的麻醉方法
对实验动物进行麻醉的目的是：消除实验过程中引起的痛苦和不适， 确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行，是动物实验伦理的一个 重要方面。 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康状况等因素进行综合考 虑，决定选用的麻醉剂和麻醉方法。 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验动物的麻醉中绝大多数 采用全身麻醉。
2～4小时。 对呼吸和神经 影响小，但可 降低血压 2～4小时。 注射后作用迅 速，一般最常 用，肌松不够 完全。 约半小时。
戊巴比妥钠 （1～4％）
30～40（ip） 45～50（ip） 40～50（ip） 40～50（ip） 20～25（iv）
硫喷妥钠 （2～4％）
30～40（iv）
实验动物的麻醉方法
三、实验动物血液的采集方法
实验动物血液的采集方法
1、大鼠、小鼠的采血方法
剪尾采血 眼眶后静脉丛采血 颈(股)静脉或颈(股)动脉采血 摘眼球采血 断头采血 心脏采血
尾部采血
心脏采血
代谢组学尿液样本采集采集步骤
代谢组学尿液样本采集采集步骤为了确保尿液分析的准确性，我们需要遵循一系列的步骤来收集和处理尿液样本。
以下是详细的过程：在收集尿液的前一天，应保持饮食清淡，避免摄入过多的食物色素或代谢产物对尿液成分造成干扰。
此外，应避免过度运动和饮用过多的水分，以免影响尿液的浓缩程度和成分稳定性。
在第二天早晨，我们开始收集尿液。
如果是临床样本，应选择中段尿，即排尿过程中中间部分的尿液，避免首段和末段尿液可能含有尿道分泌物、细菌等杂质。
如果是动物样本，应在晨间1小时内收集尿液，以避免尿液成分因活动和饮食而发生变化。
收集到尿液后，应立即将其置于4℃的条件下保存，以防止细菌繁殖和尿液成分发生变化。
然后，使用离心机以10000rpm的转速离心10分钟，将尿液中的有形成分和杂质沉淀下来。
接着，取上清液用于后续的分析。
在上清液中，我们可以进行各种尿液成分的检测，如尿蛋白、尿糖、尿酮体等。
为了方便保存和运输，我们通常使用1.5mL的离心管对上清液进行分装，每管1mL。
在处理过程中，应确保无菌操作，以避免尿液样本被污染。
完成分装后，将尿液样本保存于-80℃的冰箱中冻存。
为了确保实验的可靠性，建议最好保存两管尿液样本，以便在需要时进行复测。
此外，如果尿液样本需要寄送至其他实验室进行分析，应使用足量的干冰以确保样本的新鲜度和完整性。
需要注意的是，对于动物尿液的收集，特别是1小时内的尿量可能不足，可能需要分多次收集。
此外，如果要进行24小时尿液收集，建议使用带有低温装置的代谢笼进行收集，并及时将尿液样本冻存。
这样可以确保尿液成分的稳定性和准确性。
正确地收集和处理尿液样本是确保尿液分析结果准确性的关键步骤。
通过遵循上述步骤，我们可以获得高质量的尿液样本，为后续的实验和研究提供可靠的依据。
大鼠尿液收集方法
大鼠尿液收集方法简介大鼠尿液是研究生物学和医学的重要样本之一。
通过收集大鼠尿液，我们可以获取关于大鼠生理状态、代谢产物和药物代谢等方面的信息。
本文将介绍大鼠尿液收集的方法，并提供一些实用的技巧。
实验前准备在进行大鼠尿液收集之前，需要做好以下准备工作： 1. 实验动物：选择适宜的实验动物，如Sprague-Dawley大鼠。
2. 笼子：为每只大鼠提供适当大小的笼子，保证它们舒适。
3. 饮水：提供足够的清水给大鼠，以保证其正常排尿。
收集方法下面将介绍两种常用的大鼠尿液收集方法。
1. 自由采集法这种方法适用于长期监测或需要较多样本的实验。
步骤如下： 1. 准备好干燥、清洁、带有标记的收集容器。
2. 将每只大鼠放入一个单独的笼子中，并确保其有足够的水源。
3. 在笼子底部放置一层吸水垫或吸水纸，以便收集尿液。
4. 观察大鼠的排尿时间和频率，并使用标记的容器收集尿液。
5. 收集完毕后，使用适当的方法保存尿液样本，如冷冻保存或加入适量的保存液。
2. 代谢笼法这种方法适用于短期监测或需要实时监测的实验。
步骤如下： 1. 准备好代谢笼，它是一个特殊设计的笼子，可以收集大鼠尿液并保持其清洁。
2. 将每只大鼠放入一个代谢笼中，并确保其有足够的水源。
3. 代谢笼底部配备了一个收集通道，可以将尿液导入收集容器中。
4. 观察大鼠的排尿时间和频率，并定期检查收集容器中的尿液。
5. 收集完毕后，使用适当的方法保存尿液样本。
注意事项在进行大鼠尿液收集时，需要注意以下事项：1.卫生条件：保持实验环境干净、整洁，并经常更换底材和水源。
2.大鼠适应：在进行实验前，给予大鼠足够的适应时间，以减少压力和干扰。
3.收集时间：根据实验需要，选择合适的收集时间点和持续时间。
4.样本保存：尿液样本需要储存在低温条件下，避免冻融循环和污染。
5.收集量控制：根据实验需求，控制每次收集的尿液量，以保证样本的质量和一致性。
结论大鼠尿液收集是研究生物学和医学的重要步骤之一。
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实验动物尿液采集的标准操作规程(SOP)
关键词：尿液采集操作规程
目的：采集各种实验动物的尿液,以用于实验
主体内容：
常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。
(一)代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠。
将动物放在特制的笼内。
动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。
由于大、小鼠尿量较少，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。
(二)导尿法：常用于雄性兔、狗。
动物轻度麻醉后，固定于手术台上。
由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹)，可以采到没有受到污染的尿液。
(三)压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。
动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。
当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时，尿液会自动由尿道排出。
此法适用于兔、狗等较大动物。
(四)输尿管插管法：动物麻醉后，固定于手术台上。
剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3～4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。
辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后，细心地分离出两侧输尿管，分别在*近膀胱处穿线结扎。
在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。
用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面)，用留置的线结扎固定。
可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水)，塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。
在适用过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。
在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。
(五)膀胱插管法：腹部手术同输尿管插管。
将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。
然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。
漏斗最好正对着输尿管的入口处。
注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。
下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。
(六)穿刺膀胱法：动物麻醉后固定于手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以避免穿刺后漏尿。
(七)剖腹采尿法：同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点。
剖腹暴露膀胱，操作者的左手用无齿小平镊夹住一小部分膀胱，右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。
可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。
(八)反射排尿法：适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。
故需采取少量尿液时，可提起小鼠，将排出的尿液接到带刻度的容器内。