操作规程——小鼠血清收集
小鼠摘除眼球采血及分离血清
小鼠摘除眼球采血及分离血清
一．器材离心管，弯头镊子，离心机，移液器
二．步骤
1. 摘除眼球采血
（1）左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入离心管；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。
2. 分离血清（1）将离心管中的血置37℃温箱或水浴1小时，也可室温2小时；（2）再置4℃冰箱内3～4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4000rpm离心10分钟；（4）取上清于干净的离心管中，保存于-20℃，或加入防腐剂(0.01％硫柳汞或0.02％叠氮钠)，置4℃冰箱中保存备用。
三．注意： 1. 采血前，可给小鼠喂点水； 2. 摘眼球采血取血量能达0.8～1.2ml，但老年和疾病小鼠血量会降低；3. 采血场所有充足的光线；室温夏季保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜；4. 防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血； 5. 按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响实验结果；6. 采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；7. 采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血样；8. 血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血及给药方法
小鼠采血方法:
1. 选择小鼠的尾部静脉为采血点。
2.事先将小鼠置于温暖的环境中，保持鼠体温度较高，有助于
血流畅通。
3.用70%乙醇消毒小鼠尾部，待干后将尾部静脉突出。
4.使用一段带有注射器的采血针，将针尖插入静脉内，逐渐将
血吸入注射器中。
5.采取适当的采血量，通常不超过小鼠总体重的1%。
6.采血完毕后，将小鼠放回舒适的环境，并检查是否有出血或
感染。
小鼠给药方法:
1. 可以考虑口服给药：将给药物质制成溶液或混悬液，使用小鼠专用的给药针或胃管轻轻将药物注入小鼠口中。
2. 可以考虑皮下注射给药：使用一次性注射器和细针，轻轻将药物注射到小鼠的颈部、背部或腹部皮下。
3. 可以考虑静脉注射给药：将小鼠固定在注射台上，通过尾静脉或静脉突出的其他部位进行注射，使用适当大小的注射器和针头。
4. 可以考虑腹腔注射给药：将小鼠固定在注射台上，轻轻将药物注射到小鼠的腹腔内，使用适当大小的注射器和针头。
5. 必要时，可以使用气管插管或静脉插管等专业仪器辅助给药。
值得注意的是，在进行任何操作之前，应该对小鼠的器官位置、给药剂量和频率等进行仔细研究和规划，并严格遵守动物实验
伦理的相关规定。
在操作过程中要注意对小鼠的痛苦程度进行评估，并在必要时使用麻醉药物减轻疼痛。
常见实验小鼠采血方法
常见实验小鼠采血方法小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了常见的小鼠采血方法，仅供参考：一只成年小鼠的循环血量大约是1.5~2.5ml，大约体重的6~8%。
在对营养状况良好的小鼠进行采血时，单次采血量最多可以到达循环血量的10%，（例：若20克小鼠，它的总血量约占1.2-1.4毫升，即每次取120ul-140ul血液不会对小鼠有太大的影响）。
采血之后应该给予温热的等渗溶液补充，可以在2~3个星期内恢复原有的水平。
两周采血量小于血液循环的10%，单周小于7.5%，小鼠血液循环72ml/kg实验室常用抗凝剂：乙二胺四乙酸（EDTA）盐、枸橼酸盐、草酸盐、肝素实验室常用采血管：（采血后立即颠倒混匀8次）1.黑色：枸橼酸钠；血沉2.浅蓝色：枸橼酸钠；血凝试验（如PT、APTT）3.深蓝色：肝素钠或EDTA-Na2；血液微量元素4.紫色：EDTA-K2；血常规（血液细胞分析）5.绿色：肝素锂；大部分生化、血氨6.灰色：血糖降解抑制剂和EDTA-Na2；血糖7.棕色：肝素钠或EDTA-K2；血铅8.浅黄色ACD管：葡萄糖、抗凝剂；血库试验9.浅黄色SPS管：SPS液、氯化钠溶液；血液培养、微生物培养尾尖采血麻醉小鼠后，用温水（但水温不要过高）擦拭尾巴，引起轻微的血管扩张。
用无菌手术刀、刀片或锋利的剪刀，快速截断小鼠尾尖0.5-1cm。
如果需要多次采血，之后每次仅需截除2-3mm。
可以从尾部向尾尖方向按摩，以增加血流（但是，这会降低血样的质量，增加溶血的风险）。
可以用毛细采血管收集血液，或直接滴入收集管中。
采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银，6%液体火棉胶）来止血。
每次采血量大约可达0.1ml。
眼眶静脉丛采血优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。
血流较快，采血量多，能在较短时间内采约0.5mL血。
伤口较小，愈合较快。
成功率高，死亡率低。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血及给药方法一、小鼠采血方法1.静脉采血法：(1)静脉穿刺法：将小鼠固定在实验台上，清洁采血部位（常常是尾静脉），用适当的方法固定小鼠尾部，例如用取血夹固定。
用消毒棉球涂抹于采血部位，利用一只针筒或采集针对静脉进行穿刺。
(2) 尾静脉切割法：先用消毒棉球涂抹于小鼠尾部静脉附近，接着使用锋利的剪刀剪切尾部皮肤，直到出现静脉。
使用脱针管（micro-hematocrit tube）将血液抽吸出来。
采血结束后，可用消毒剂处理采血点，以防止感染。
2.额高度法：采用颅内针，固定小鼠在颅骨穿刺装置上，选用滑动固定针。
先用洗净针按住头部，再通过颅针插入到穿刺装置中。
同时使用抽吸器抽取出血液。
3.围尾车压法：将小鼠固定在一块平板上，用三个围绳将其尾部固定，留一个关节使小鼠尾部随意摆动。
在上方围绳旁边的固定处架设一只容器，用于收集滴下的尾血。
二、小鼠给药方法1.口服给药：该方法较简单，将药物以适当的剂量溶解于注射用水或生理盐水中，用灌胃针或注射器将药液直接灌入小鼠口腔中。
要确保给药的准确剂量和流量，避免嗓子喉咙堵塞。
2.腹腔注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于腹部，使用22-25号注射针或微量注射器将药物缓慢注射入腹腔。
注射速度要控制得适当，避免损伤内脏器官。
3.尾静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洁尾部毛发，用爪式血管夹固定尾部血管。
使用注射针插入尾静脉，并注意发现血斗标志。
缓慢将药物注射入尾静脉。
4.静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于注射部位（通常是尾静脉），固定小鼠尾部。
使用注射针或微量注射器将药物注射入静脉。
5.肌肉注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体。
将药物以适当的剂量溶解后，使用注射针插入小鼠腹股沟或胫肌中缓慢注射。
以上是小鼠采血及给药的常用方法，注意采血和给药的操作应该规范、缓慢、准确，以避免对小鼠造成不必要的伤害。
采血与分离血清
采血与分离血清
1、采血方法：小鼠采用尾部断尾采血方法。
手拇指和食指从背部抓住小鼠颈部皮肤，将小鼠头朝下，小鼠保定后将其尾巴置于50°热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1～2mm，用离心管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血。
每次采血量0.1ml。
采血用的离心管要经过高压灭菌处理。
采血过程中要注意无菌操作，尽量避免污染。
2、血清分离：采集的血液，先放在37℃培养箱温浴1h，然后放在4℃冰箱过夜，血清少可以低速离心，尽量转数不超过3500rpm，离心15分钟。
分离后的血清要冷冻保存。
动物血清提取方法步骤
动物血清提取方法步骤一、概述动物血清是一种含有丰富抗体的血液制品，广泛应用于生命科学研究和临床诊断。
动物血清的提取是一项关键的步骤，本文将介绍常用的动物血清提取方法步骤。
二、动物选择在动物血清提取之前，首先需要选择合适的动物作为供体。
常用的动物包括小鼠、大鼠、兔子、猪等，选择动物时要考虑其体型、生长周期和抗原来源等因素。
三、采集血液1. 麻醉动物：使用合适的麻醉方法，如静脉注射麻醉剂，使动物处于无痛苦状态。
2. 采集血液：选择合适的采血部位，如尾静脉、颈静脉或心脏穿刺等，使用无菌注射器或血液采集管采集血液。
3. 血液处理：采集的血液需放置在离心管中，静置15-20分钟，待血液凝固后进行离心分离。
四、血清分离1. 离心：将血液离心分离，以分离血浆和红细胞。
离心条件根据不同的动物和采集血量而定，通常为3000-4000rpm，离心10-15分钟。
2. 分离：将离心后的血浆转移至新的离心管中，避免红细胞残留。
3. 过滤：使用0.22μm的无菌滤膜过滤血浆，以去除细菌和微粒。
五、血清保存1. 分装：将过滤后的血浆分装至无菌离心管中，每管约2-5ml，并标明样品编号和保存日期。
2. 冷冻：将血清离心管置于零下20摄氏度的冷冻柜中，避免多次冻融，以保持血清的稳定性。
3. 避光：血清离心管应存放在避光的条件下，避免阳光直射，以防止光敏物质的降解。
六、血清质量控制1. 血清理化指标检测：通过检测血清的总蛋白含量、纯度、pH值等指标，评估血清的质量。
2. 病原微生物检测：使用无菌技术对血清进行病原微生物检测，确保血清的无菌性。
3. 抗体效价检测：使用适当的抗原对血清进行效价检测，评估血清的抗体水平和活性。
七、应用领域动物血清作为一种重要的实验试剂，广泛应用于免疫学研究、细胞培养、药物研发等领域。
根据实验需求，血清可以用于细胞培养的补充物、抗体的制备和免疫组化等实验。
八、总结动物血清提取是获得高质量血清的关键步骤。
小鼠取血方法
1。
割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0。
3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束,伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上.每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0。
1ml，大鼠0。
3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血.用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3。
眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血.右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm)硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1。
0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入,针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进,同时，将针退出约0。
1—0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20—25g的小鼠每次可采血0。
2—0。
3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5—1。
0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。
4。
断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
小鼠的采血
2.眼眶静脉丛采血
左手拇指及食指轻轻压迫动物 的颈部两侧，使眶后静脉丛充 血，右手持毛细玻璃管，与鼠 面成45度的夹角，由眼内角刺 入，斜面刺向眼球，刺入后再 转180度使斜面对着眼眶后界， 刺入深度，小鼠约2～3mm，当 感到有阻力时即停止推进，同 时，将针退出约0.1-0.5mm，边 退边抽，若穿刺适当血液能自 然流入毛细管中。
小鼠的采血
小 鼠
最大安全采血量(0.2 mL) 最小致死采血量(0.3 mL)
取少量血：尾静脉采血，断尾采血，眼底静脉丛采 血(做血样的检测) 取中量血：心脏取血，断头取血 取大量血：摘眼球取血
一、常用的小鼠采血方法
1.剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。温水浸泡， 消毒，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.30.5cm，也可在尾部作一横切口，割破尾动 脉或静脉，收集血液。每鼠一般可采血10 余次以上。小鼠每次可取血0.1mL。
三、实验内容
取免疫后的小鼠，用酒精棉球擦拭小鼠面部（确保小鼠的毛是湿的， 以避免其掉入容器引起溶血）；乙醚麻醉（注意：不要过度麻醉致小 鼠死亡） 用手术剪刀或者镊子迅速摘下小鼠的眼睛，同时用离心管接取血液， 约1mL左右；
将血室温放置30min，凝固;
2,000 rpm离心10min; 吸取血清,置1.5mL离心管，做好标记，-5 ℃冰箱保存。
呈淡黄色液体（因含有胆红素）。
离开血管的全血经抗凝处理后，通过离心沉淀，所获得的
不含细胞成分的液体，即血浆。 血浆的化学成分中，水分占90～92％，溶质以血浆蛋白为 主。血浆蛋白是多种蛋白质的总称，用盐析法可将其分为 白蛋白、球蛋白和纤维蛋白原三类。 血清是指不加抗凝剂的全血经过静置一段时间,血细胞沉降 后的上层液体,不含凝血酶原和纤维蛋白原, 但含有少量血 液凝固时由血管内皮细胞和血小板释放出来的化学物质，
小鼠取血方法范文
小鼠取血方法范文小鼠是常用的实验动物之一，常需要从小鼠身上进行取血以获取血液样本进行分析和研究。
小鼠取血方法有多种，包括尾静脉取血、眼眶窝静脉取血、颈静脉穿刺取血等。
下面将对这些方法逐一进行详细介绍。
1.尾静脉取血方法：尾静脉取血是最常用且最方便的小鼠取血方法之一、具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)清洗尾部：将小鼠放置在无菌条件下，用温水和肥皂轻轻清洗尾部，并用酒精擦拭消毒。
4)取血操作：将小鼠的尾部放置于温暖的环境恢复血流，用酒精擦拭尾部的静脉，然后用一只手控制住小鼠的尾巴，用另一只手将注射器针头的一端插入小鼠尾部的静脉中，缓慢地抽取所需的血样。
5)处理伤口：取血完成后，用棉球轻轻地按压尾部，使创口停止出血，并用消毒棉球擦拭尾部的酒精，帮助伤口愈合。
2.眼眶窝静脉取血方法：眼眶窝静脉取血适用于需要大量血样的实验。
具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)定位小鼠：将小鼠的头部固定于工作台上，使眼眶窝静脉暴露。
4)消毒处理：用酒精擦拭眼眶窝上方的毛发，然后用酒精将取血点消毒。
5)取血操作：用一只手控制住小鼠的头部，用另一只手将注射器针头的一端插入眼眶窝静脉中，缓慢地抽取所需的血样。
6)处理伤口：取血完成后，用消毒棉球轻轻按压取血点，使创口停止出血，并用消毒棉球擦拭取血点的酒精，帮助伤口愈合。
3.颈静脉穿刺取血方法：颈静脉穿刺取血方法适用于表层静脉无法清晰可见或不方便取血的情况。
具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)小鼠体位：将小鼠放置于工作台上，头部略微向后仰。
小鼠常用采血方法
小鼠常用采血方法小鼠采血是实验动物学中非常常见的实验操作，用于获得血液样本进行生化分析、免疫学研究以及血液学指标检测等。
常用的小鼠采血方法有尾静脉采血、眼眶静脉窦采血和颌下静脉窦采血等。
尾静脉采血是小鼠采血最简单、最常用的方法之一、下面将详细介绍尾静脉采血方法步骤：1.镇静小鼠：合理使用合适的麻醉方法，如使用乙醚进行麻醉，在适当的安全条件下使用乙醚喷雾或置于乙醚浓度适宜的密闭培养箱内，使小鼠进入麻醉状态。
2.准备采血工具：如细针管、吸球和样本采集管等。
3.绑扎尾部：将小鼠放置在固定装置（如支架）上，用滑动环或橡皮筋等绑扎尾部，使尾静脉充血。
4.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭尾部，以保持清洁。
5.采集血液样本：用细针管小心地刺破尾皮，迅速插入尾静脉，然后通过线性轻压尾部顶部，使血液进入针管中。
可以使用吸球来调节吸力，避免过度吸血，以免小鼠失血过多。
6.采完血样：迅速拔出针管，释放扎绑尾部的绳索或橡皮筋。
7.处理伤口：在采血后，可以用棉球轻轻按压以控制出血，并使用抗菌药膏涂抹伤口，加快伤口的愈合。
眼眶静脉窦采血是另一种常用的小鼠采血方法，这种方法更适合于需大量采血的实验。
具体步骤如下：1.镇静小鼠：使用适当的麻醉方法，如乙醚麻醉。
2.固定小鼠：将小鼠放置在固定装置上，使它的头部稳定。
3.准备采血工具：如微量注射器、吸球和注射针等。
4.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭眼眶区域，以保持清洁。
5.采集血液样本：用微量注射器或注射针小心地插入眼眶角内，慢慢吸取血液样本。
可以使用吸球来调节吸力，避免过度吸血。
6.采完血样：迅速拔出注射器或注射针。
7.处理伤口：在采血后，可以用棉球轻轻按压以控制出血，并使用抗菌药膏涂抹伤口，加快伤口的愈合。
颌下静脉窦采血是适用于大鼠、小狗等大型小型动物的一种采血方法，下面是具体步骤：1.镇静动物：使用适当的麻醉方法，如乙醚麻醉。
2.准备采血工具：如采血针、血液采集管等。
3.清洁采血部位：用70%酒精棉球擦拭颌下区域，以保持清洁。
小鼠取血方法
小鼠取血方法主要有三类方法：1、少量取血：鼠尾采血法一一固定动物并露出鼠尾，将尾部侵入45-50度温水中数分钟，使静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦拭消毒。
剪掉尾尖约0∙2-0.3cm。
拭去第一滴血。
然后用毛细管定量吸取尾血。
采血完毕用棉球压迫止血2、中等量取血：眼眶静脉丛采血一一左手拇指及食指紧紧握住小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。
右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦部以45度角刺入，刺入深度为2-3mm。
若遇阻力稍后调整角度后再刺入，如穿刺恰当，血液能自然流入毛细管内。
得到血厚，即除去颈部压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血3、大量采血：断头采血一一用于动物实验结束后。
左手握住小鼠，右手持剪刀，快速剪掉头颈部，倒立动物让血液滴入容器。
注意防止断毛落入•卜鼠利大鼠剪尾取IilL祛；将清嘔鼠袈入探顒色的布袁中，粽鼠身塩疾・用酒精涂擦或用锻水浸趟怏机管扩张，剪斷尾光已堆静肚血脚可就出，川丁轻轻地从厘根绷冋尾次挤崔，可取到一定量的血敲U UlIl 后，川柿球斥迫止血・也可采刖交誓切割壓静脉方法収血’用一糠利刀片在尾光部切破一段尾靜J⅛∙ ⅛J⅛ 血即可流曲毎⅛∏Γ⅛0.3-0. S nl・⅛-⅛lfr^⅛⅛J⅛.三根毘清關町替换册害IL ⅛J≡⅛∣5J⅛⅛C切⅛L 由丁鼠血易瓶屈要仝血时，应事先将抗旅刘直丁和IiL管中”如用ιliL⅛D∣J⅛⅛⅛HS・⅛±j½i⅛⅛⅛i⅛.恨琲同抄怵妝取血法：左于持孤脚忻与中捋抓仕现讯皮抓疲壻按托头都向下，阴瞬静膩冋流,便腹球后静肮丛范机，眼球外突.右于持俠肝素浒浸池过的FI制吸血器，从内毗部刺入，沿内卜谨咂⅛向眼球后折谜4~5血.旋转吸Mtt头，切开静脉M t IfiL液H初斑入吸Ill憎筒.轮轻拥吸M管〔防止负乐压1⅛^⅛A⅛抽血电圉恭人拔出吸Ifiith放松手床力.4⅞∣f∣ι⅛J∏⅛⅛f?止-也可用转制的披璃取血管悄长7〜10 Ui IJ前刑憧成毛MU管，内⅛0- 1 -L 5皿1 UIl l后站管悴为0«T “哮要吋可在屈S I剌？L重覆収血・it法也适用諱鼠和家兔。
常见小鼠给药和采血方法
常见小鼠给药和采血方法小鼠是广泛应用于生物医学研究的模式动物之一，其独特的生物学特性使其成为了研究各种疾病和药物疗效的重要工具。
在小鼠实验中，给药和采血是常见的操作步骤。
本文将介绍常见的小鼠给药和采血方法。
一、小鼠给药方法1.口服给药法：口服给药是最常见的小鼠给药方法之一，对于口服可吸收的药物非常有效。
给药时，首先选用合适的管子或针筒，将药物溶解在适量的溶剂中。
然后将小鼠固定住，用管子或针筒将药液缓慢地注入小鼠的口腔中，同时用手指轻轻按压小鼠的喉部，以保证药物进入食道而不是气管。
2.注射给药法：注射给药是给药的常见方法之一，适用于药物需要快速达到血液循环的情况。
常见的注射方法有以下几种：-皮下注射法：将药物注射到小鼠的皮下组织中。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的腹部、背部或颈部的皮下组织中。
注射时需要注意，将针尖插入皮下组织中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
-静脉注射法：将药物注射到小鼠的静脉系统中。
此方法可以快速达到血液循环，适用于药物需要迅速发挥作用的情况。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的尾静脉中。
注射时需要注意，将针尖插入尾静脉中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
-腹腔注射法：将药物注射到小鼠的腹腔中。
此方法适用于需要药物进入腹腔内脏器官的情况。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的腹腔中。
注射时需要注意，将针尖插入腹腔中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
除了以上的常见给药方法外，还有其他一些特殊的给药方法，如经鼻给药法、肌肉注射法等。
在给药前，需要根据药物的性质和实验要求选择合适的给药方法，并遵循良好的实验守则和伦理规定。
二、小鼠采血方法采血是小鼠实验中常见的操作步骤之一，用于获得小鼠的血液样本，以进行分析和检测。
常见的小鼠采血方法有以下几种：1.经尾静脉采血法：经尾静脉采血是最常见的小鼠采血方法之一，适用于需要少量血液样本的情况。
操作规程——小鼠血清收集
一、目的
小鼠是流感病毒研究常用的动物模型。
收集血清，以进行后继实验，是动物实验操作的基本方法。
本规程为规范实验操作、保证样本质量、操作安全而制定。
二、范围
适用于中国国家流感中心的所有技术人员进行小鼠血清收集。
三、程序
（一）生物安全要求
实验室生物安全级别：根据所使用病毒的生物安全要求，在ABSL-2、ABSL-3或ABSL-4条件下操作。
（二）材料
1．无菌1.5mL 离心管
2．1.5mL 离心管管架
3．眼科镊子
4．Eppendorf 台式离心机：5418
（三）实验步骤
1．将1.5mL 离心管置于管架上。
2．用左手拇指和无名指固定小鼠头颈部，手掌及其他手指固定其躯干及四肢，拇指稍向后及下方用力，使眼球突出，用无菌眼科镊快速摘除眼球，放血于无菌1.5mL 离心管中，每只可收集0.2mL 全血，垂直立于管架上。
3．待血清自然析出后离心3000rpm ，15min 。
4．吸取血清，分装后于-20℃长期保存。
操作规程——。
大小鼠血清采集
大小鼠血清采集一、仪器耗材（一）共用低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。
（二）小鼠1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。
（三）大鼠麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。
二、操作方法（一）小鼠血清的采集1、摘除眼球采血（1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。
2、分离血清（1）将EP管中的血室温静置2小时；（2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。
3、注意事项（1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜；（2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；（3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量；（4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；（5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液；（6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血；（7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血；（8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。
大小鼠血清采集
大小鼠血清采集一、仪器耗材（一）共用低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。
（二）小鼠1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。
（三）大鼠麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。
二、操作方法（一）小鼠血清的采集1、摘除眼球采血（1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。
2、分离血清（1）将EP管中的血室温静置2小时；（2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。
3、注意事项（1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜；（2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；（3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量；（4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；（5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液；（6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血；（7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血；（8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。
小鼠血清提取方法
小鼠血清提取方法嘿，朋友们！今天咱就来讲讲小鼠血清提取这档子事儿。
你说这小鼠血清提取啊，就好比是一场和小鼠的奇妙互动之旅。
咱得小心翼翼地对待这些小家伙，就像对待珍贵的宝贝一样。
先得准备好各种工具，这就像是战士上战场前要把武器磨得锋利无比。
注射器啦、离心管啦，一个都不能少。
然后呢，抓住小鼠，这可得有点技巧，不能太粗鲁，不然小鼠该不高兴啦。
把小鼠固定好后，找到合适的血管，就像寻找宝藏的入口一样。
用注射器轻轻扎进去，嘿，这可得稳准狠！然后慢慢抽取血液，看着那红色的液体一点点进入注射器，心里还真有点小激动呢。
抽完血，把血液小心翼翼地放进离心管里，这就好比是把宝贝放进了保险箱。
接下来就是离心啦，让血液在里面转圈圈，就像跳舞一样。
等离心结束，血清就乖乖地分层出来啦。
这过程说起来简单，做起来可不容易啊！就像学骑自行车，一开始总会摇摇晃晃，但多练几次就熟练啦。
要是不小心弄疼了小鼠，咱心里还怪愧疚的呢。
提取血清的时候，你得时刻保持专注，不能有一点马虎。
这可不比做游戏，错了还能重来。
每一步都要精准到位，不然可能就前功尽弃啦。
你想想，这血清可是很重要的东西呢，能帮我们做很多实验，解开很多谜题。
就像一把钥匙，能打开知识的大门。
所以我们可得认真对待，不能敷衍了事呀。
提取成功后，那种成就感，真的是没法形容！就好像自己完成了一件超级伟大的事情。
这时候再看看那些小鼠，好像也在为我们庆祝呢。
总之啊，小鼠血清提取可不是一件随随便便就能搞定的事儿。
它需要我们的耐心、细心和爱心。
只有这样，我们才能顺利地拿到那珍贵的血清，为我们的科学研究添砖加瓦。
大家加油吧！。
小鼠血液收集SOP
Guidelines: The procedures described in this SOP should be followed when collecting blood samples from mice, rats, or hamsters. Blood volume of an individual animal is approximately 6-8% of body weight in adults. Up to 10% of the total blood volume can safely be removed from a healthy animal without fluid replacement at two week intervals. If a larger sample is needed at one time, up to 15% can be slowly removed if IV fluids are given to replace the lost volume. Maximum withdrawal volumes must be followed to minimize the risk of anemia and cardiovascular collapse.Body weights can vary with age, strain, and gender. Therefore, it is recommended that animals are weighed to calculate maximum blood collection volumes. For experimental groups of the same age, strain, and gender the average group weight can be used to calculate blood collection limits.Materials:Sterile Hematocrit tubesSterile Pasteur pipetsSterile needles- 25G and 23GSterile syringes-1CC, 3CC, 5CC and 10CCSterile scalpel blades- size 15Clippers70% ethanolGauzeBlood collection tubesHeat lampTissue glueTopical ophthalmic anesthetic, such as proparacaineOphthalmic antibiotic ointmentRodent restrainerRat restraint board for jugular blood collection with attached leg restraint ropesPlastic nose cone for head restraintProcedures in the mouse can generally be performed by one person. For rats and hamsters some techniques may require two people, one to restrain the animal and one to collect the blood. Other procedures will require a restraint device or light anesthesia. Terminal blood collection by cardiac puncture can only be performed under anesthesia.Methods:Tail nick:This procedure can be used to collect blood from mice.1.Place a heat lamp over the cage of animals for no more than 5 minutes to warm mice anddilate vessels.2.Once the animals are warmed, place them in an appropriately sized restraint device with thetail extended. An alternative method to using the heat lamp is to place the animal in arestraint device, then rub the tail for several seconds with a gauze pad soaked in very warm, but not hot, water to dilate the vessels.3.Wipe the tail with 70% alcohol and allow to dry.4.Holding the end of the tail, gently twist the tail to expose the lateral tail vein on either side.5.Approximately 2-3 cm from the tip of the tail, make a small nick over the lateral tail veinusing a sterile scalpel blade. When the nick is made deep enough, blood should start welling up from the nick immediately.6.Blood can be collected either by touching a capillary tube to the bead of blood, or byallowing the blood to drop into a collection tube. The tail can be gently stroked from the base of the tail toward the tail to encourage blood flow.7.Once a sufficient amount of blood is collected, apply pressure to the nick with clean gauzefor 15-30 seconds to stop the flow of blood.8.Once the bleeding is controlled, a drop of tissue glue should be applied to the nick forhemostasis.9.Release the animal from the restraint device and return it to its cage.Tail vein:This procedure can be used to collect blood from rats.1.Place the animal in a restraint device with the tail extended. Alternatively, the rat can belightly anesthetized with isoflurane using the rodent EZ anesthesia machine following the anesthesia SOP.2.Place a heat lamp over the tail for 2-5 minutes to warm the tail and dilate vessels.3.Wipe the tail with 70% ethanol and allow it to dry.ing a 23G needle attached to a syringe, insert the needle into one of the lateral veins,approximately 2-3 cm from the tip of the tail.5.When blood appears in the hub retract the plunger slowly to collect the desired amount ofblood.6.Once blood collection is complete, remove the needle and apply gentle pressure with gauzefor 15-30 seconds to stop the flow of blood.7.Release the animal from the restraint device and return it to its cage. If the animal wasanesthetized, monitor the animal until it is fully awake and able to walk normally.Jugular vein:This procedure can be performed on rats and requires two people, one to restrain the rat and one to collect the blood.1.The restrainer grasps the rat in a viper grip: Using one hand the rat’s head is placed betweenthe forefinger and middle finger, which are curled over the shoulders. The thumb and ring finger are wrapped around the lower chest. With the other hand, the abdomen is grasped from the ventral side, hooking the forefinger and middle finger over the hips and wrapping the remaining fingers around the back. This grip gently restrains the animal and minimizesstruggling.2.The restrainer lays the animal, back down, on the restraint board with the head toward thebleeder with the xyphoid process approximately at the edge of the slanted surface of the board.3.The bleeder grasps the restraint ropes, twists them into slip knots then places the loops on theforelimbs of the rat. The loops are cinched just behind the metacarpals so the hold is firm, but does not significantly impede circulation to the paws.4.When the loops are secured to the rats forelimbs, the restrainer releases the upper body of therat and the bleeder hooks the restraint ropes to the pegs on the sides of the board toimmobilize the forelimbs. The forelimbs should be in a straight line perpendicular to midline for proper positioning5.The bleeder places the nose cone over the head and folds the edges over to prevent the headfrom slipping out. The restrainer then rotates the head 90 degrees toward the side whereblood will be collected and tilts the head back gently to pull the skin over the jugular furrow taut.6.Once the rat is properly positioned, a 23G needle attached to a 3CC syringe is inserted intothe center of the jugular furrow-approximately 1cm lateral to midline. This distance isestimated for an adult 200gram rat. The actual distance must be adjusted depending on the size of the rat.7.Once the needle has broken the skin, the plunger of the syringe is gently retracted to createnegative pressure and the needle is slowly advanced.8.As soon as there is a flash of blood in the hub the needle is held stationary and the plunger ofthe syringe is gently retracted until the desired volume of blood is collected.9.Once the blood collection is complete, the needle is removed and manual pressure is appliedto the site for approximately 10 seconds for hemostasis.10.The restrainer releases the restraint ropes from the restraint board and grasps the rat in a vipergrip. Then the loops are removed from the forelegs of the rat and the paws are gentlymassaged for about 15 seconds to ensure proper blood flow to the paws. The rat is thenreturned to its cage.Lateral tarsal or saphenous vein:This procedure can be used to collect blood from mice, rats, or hamsters. The lateral tarsal vein on the foot is commonly used for hamsters, while the lateral saphenous vein on the lower leg is commonly used for mice and rats. This procedure requires two people, one to restrain the animal and one to collect the blood. Alternatively, light anesthesia can be used if one person is working alone.1.The restrainer manually restrains the animal and extends one hind leg. Alternatively, theanimal can be lightly anesthetized with isoflurane using the EZ anesthesia machine following the anesthesia SOP.2.The bleeder gently grasps the foot an shaves the leg if necessary. Alcohol is applied to theskin and allowed to dry.3.The bleeder applies gently pressure to the leg or foot above the site where blood will becollected, to occlude the vein and cause it to dilate.ing a 25G needle, the vein is pierced and blood is allowed to well out of the nick. The legcan be gently stroked to encourage blood flow.5.Blood can either be allowed to drip into a collection tube or collected with a hematocrit tube.6.Once blood collection is complete, apply gentle pressure with gauze for 15-30 seconds tostop the flow of blood.7.Release the animal from the restraint device and return it to its cage. If the animal wasanesthetized, monitor the animal until it is fully awake and able to walk normally.Retro-orbital sinus:This procedure can be used to collect blood from mice, rats, and hamsters. Anesthesia is required for this procedure.1.Manually restrain the animal and place one drop of topical ophthalmic anesthetic in the eyethat will be bled.2.Anesthetize the animal following the anesthesia SOP.3.Gently pull the skin around the head and neck taut to cause the eyeball to protrude slightly.Be sure not to obstruct breathing.4.Carefully insert a sterile Pasteur pipet or hematocrit tube into inner corner of the eye anddirect it towards midline, angling toward the back of the head. For hamsters, the tubeshould be inserted into the outer corner of the eye. Be careful not to scratch the eye when inserting the tube or to break the tip of the tube.5.Apply gentle pressure to the hematocrit tube to pierce the retro-orbital sinus. Once the bloodbegins flowing, tip the tube down so gravity can assist the flow of blood into the tube.6.Once blood collection is complete, remove the hematocrit tube or Pasteur pipet and applygentle pressure to the eye with gauze for 15-30 seconds to stop the flow of blood.7.Once hemostasis is achieved, apply antibiotic ophthalmic ointment to the eye to minimize therisk of infection.8.Place the animal in the recovery cage and monitor it continuously until it is fully awake andable to walk normally.Sublingual vein:The sublingual technique can be used for rats, mice, and hamsters and must be performed under anesthesia. The technique requires one person to restrain the animal and the other to collect the blood.1.Anesthetize the animal with isoflurane in the rodent EZ anesthesia chamber or Bell Jarfollowing the appropriate anesthesia SOP.2.Gently pull the skin around the head and neck taut to partially constrict the sublingualand jugular veins. Be sure not to obstruct breathing. Hold the animal supine so the person collecting blood can access the tongue.3.The person collecting blood grasps the tongue and gently extends it. The sublingual veinruns down the midline of the tongue, and the caudal portion is punctured with a 23G(Hamsters and rats) or 25G needle (mice).4.Blood is either collected with a hematocrit tube, or allowed to drip into a collection tubewhile the animal is held ventrally.5.Once the desired amount of blood is collected, the restrainer releases tension on the skinaround the head and neck and direct pressure is applied to the tongue with gauze or acotton tipped swab for hemostasis.Once hemostasis is achieved, the animal is placed in the recovery cage and monitored continuously until it is fully awake and able to walk normally.Cardiac puncture:This is a terminal procedure to collect a large volume of blood from mice, rats, and hamsters. Anesthesia is required for this procedure.1.Anesthetize the animal following the anesthesia SOP.2.Place the animal on its back and wipe the chest and abdomen wiped with ethanol.3.Attach an appropriately sized needle to a syringe and insert it at a 30 º angle just below thexyphoid process, angling the needle slightly toward the left shoulder. A 25G 5/8 inch needle is sufficient for mice. For hamsters and rats, a 23G 1 inch or longer needle may be required.4.Retract the plunger slightly to create a vacuum inside the syringe, then advance the needleuntil blood appears in the hub of the needle.5.Slowly retract the plunger to collect the desired amount of blood.6.Once the blood collection is complete, withdraw the needle and euthanize the animal.Cervical dislocation or thoracotomy are recommended euthanasia procedures.7.Place the carcass in a biohazard bag and store in a waste freezer in ARF.Post-procedural monitoring:1.Anesthetized animals must be monitored continuously until they are awake and able to walknormally.2.Non-anesthetized animals should be monitored at a minimum 1 hour and 24 hours after theprocedure.3.Observe the animals for the following signs:a.Bleeding from the collection sitebored breathingc.Discharge from the nose or mouthd.Ruffled fure.Hunched posturef.Lethargyg.Minimal responsiveness4.Lethargy, labored breathing, minimal responsiveness and uncontrolled bleeding or dischargefrom the blood collection site is criteria for immediate euthanasia.5.Document all observations on the experimental health monitoring sheet. Alert the AttendingVeterinarian of any ill or injured animals.。
小鼠含药血清的制备
小鼠含药血清的制备小鼠含药血清是一种常用的实验材料，它可以用于检测药物的毒性和疗效。
制备小鼠含药血清需要一定的实验技巧和经验，下面将介绍一下制备小鼠含药血清的步骤和注意事项。
步骤一：选取小鼠首先需要选取健康的小鼠作为实验对象，最好是同一品系的小鼠，这样可以减少实验误差。
小鼠的年龄和体重也需要控制在一定范围内，一般选择6-8周龄、体重20-25g的小鼠。
步骤二：给小鼠灌药将药物溶解在适量的生理盐水中，按照一定的剂量给小鼠灌药。
灌药的方法有多种，可以采用胃管灌药、口服灌药或注射灌药等方法。
需要注意的是，药物的剂量和给药方式需要根据实验需要和小鼠的体重进行调整，避免过量或过少。
步骤三：采集小鼠血清在药物灌药后一定时间内（一般为24小时），采集小鼠的血清。
采集血清的方法有多种，可以采用尾静脉采血、眼眶采血或心脏穿刺等方法。
需要注意的是，采集血清前需要将小鼠麻醉或处死，避免造成疼痛和伤害。
步骤四：制备小鼠含药血清将采集到的小鼠血清离心，去除血细胞和血浆，得到纯净的血清。
将血清加入适量的抗凝剂中，混合均匀后分装到小管中，冷冻保存或低温保存，即可制备小鼠含药血清。
注意事项：1. 选择健康的小鼠作为实验对象，避免疾病和感染的影响。
2. 药物的剂量和给药方式需要根据实验需要和小鼠的体重进行调整，避免过量或过少。
3. 采集血清前需要将小鼠麻醉或处死，避免造成疼痛和伤害。
4. 制备小鼠含药血清时需要注意无菌操作，避免污染和交叉感染。
总之，制备小鼠含药血清是一项需要严格控制实验条件和操作技巧的实验工作。
只有在严格遵守实验规范和注意事项的前提下，才能得到准确可靠的实验结果。
小鼠含药血清的制备
小鼠含药血清的制备概述小鼠含药血清的制备是一种常用的实验手段，用于研究药物在小鼠体内的代谢、药效以及毒性等方面。
本文将介绍小鼠含药血清的制备方法及注意事项。
制备方法1. 实验材料准备•小鼠：合适的品种和体重的小鼠•药物：所需的研究药物•离心管：用于采集血液和离心操作•注射器和针头：用于给小鼠注射药物•离心机：用于离心操作•无菌一次性手套、口罩和洗涤液：保持实验的无菌环境2. 实验操作步骤2.1 小鼠药物给药1.将小鼠按照实验要求随机分组。
2.使用注射器和针头将药物按照实验方案注射给小鼠。
根据药物的性质，可以选择不同的给药途径，如静脉注射、腹腔注射、口服等。
3.在规定时间内观察小鼠的行为、体温、血压等指标，记录相关数据。
2.2 小鼠血液采集1.选择合适的时间点，将小鼠处于麻醉状态。
2.使用无菌注射器和针头，从小鼠的眼眶静脉或尾静脉采集血液。
注意血液采集的数量要根据实验需要，并避免过量采集导致小鼠死亡。
3.将采集的血液立即转移到预先准备好的离心管中。
注意操作的无菌性，尽量避免污染。
2.3 血液离心分离1.使用离心机将血液离心，以分离血浆或血清。
离心条件需要根据实验要求进行调整，一般为3000 rpm离心10分钟。
2.将得到的血浆或血清转移到无菌离心管中，并进行标记。
2.4 血清处理1.根据实验需要，对血清进行不同的处理，如冻存、分装等。
注意操作过程的无菌性，避免污染。
3. 实验结论通过上述步骤，我们成功制备了含药血清。
这种含药血清可以用于后续的实验操作，如药物浓度分析、生物活性评价等。
注意事项•实验操作需要在无菌条件下进行，以避免外源性污染对实验结果的影响。
•实验过程中需要尽量减少对小鼠的伤害，严格遵守动物实验伦理原则。
•注意药物给药的剂量、途径和时间等因素，以免对小鼠造成不必要的损伤。
•实验过程中应密切观察小鼠的生理状况，及时记录相关数据。
•血液采集后要及时进行离心分离，避免血液成分的变化对实验结果的干扰。
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一、目的
小鼠是流感病毒研究常用的动物模型。
收集血清，以进行后继实验，是动物实验操作的基本方法。
本规程为规范实验操作、保证样本质量、操作安全而制定。
二、范围
适用于中国国家流感中心的所有技术人员进行小鼠血清收集。
三、程序
（一）生物安全要求
实验室生物安全级别：根据所使用病毒的生物安全要求，在ABSL-2、ABSL-3或ABSL-4条件下操作。
（二）材料
1．无菌1.5mL 离心管
2．1.5mL 离心管管架
3．眼科镊子
4．Eppendorf 台式离心机：5418
（三）实验步骤
1．将1.5mL 离心管置于管架上。
2．用左手拇指和无名指固定小鼠头颈部，手掌及其他手指固定其躯干及四肢，拇指稍向后及下方用力，使眼球突出，用无菌眼科镊快速摘除眼球，放血于无菌1.5mL 离心管中，每只可收集0.2mL 全血，垂直立于管架上。
3．待血清自然析出后离心3000rpm ，15min 。
4．吸取血清，分装后于-20℃长期保存。
操作规程——。