植物组培2-愈伤组织的诱导
愈伤组织的诱导和培养
班级：植物092 姓名：徐炜佳学号：0901080223愈伤组织的诱导和培养一、实验目的及意义植物愈伤组织的诱导和培养在植物科学的基础研究和应用研究中都有重要的意义。
通过本次实验，可以初步掌握植物外植体材料消毒、接种的无菌操作技术，愈伤组织的诱导方法和愈伤组织继代培养的方法。
二、实验原理植物组织与细胞培养是应用无菌操作的方法培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择适当的消毒剂对植物外植体进行表面消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得植物组织培养，成功的基本前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织（callus）。
植物生长调节剂如2,4-二氯苯氧乙酸（2,4-D）等是诱导外植体形成遇上组织的重要因素。
三、实验仪器与药品超净工作台，酒精灯，镊子，剪刀，解剖刀，75%乙醇，酒精消毒棉材料：烟草无菌苗，甘薯无菌苗四、实验步骤1.按下表分别配制培养基将配置的四种培养基分别分装入20个培养瓶，高温灭菌后水平放置凝固2.接种前，将实验所需器具放入超净工作台，打开紫外灯灭菌20~30min，关闭紫外灯，开启通风开关。
洗手后用酒精喷洒消毒手、手臂、实验材料及培养基外部等进入超净工作台的部分。
进入超净工作台，用酒精棉擦拭台面（手勿伸出工作台），台面完全风干后点燃酒精灯。
3.接种开始时，将镊子及手术刀在酒精中浸泡，并在酒精灯外焰上烧炽片刻，充分冷却。
取幼嫩的烟草（甘薯）叶片，用手术刀切割成小片，再用镊子将其接种至相应的培养基上，每瓶接种3~5片，封口后取出超净工作台，标注姓名、日期、培养基和接种材料。
4.将上述培养材料常温暗培养，每隔7天观察一次，并记录培养情况五、实验结果组织长芽，而当生长素含量大于细胞分裂素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定根，也可形成愈伤组织，细胞色素沉淀情况严重；NAA为植物生长素，6-BA为细胞分裂素，促进扦插生根，而当细胞分裂素含量大于生长素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定芽，此次实验由于温度非形成愈伤组织的最适温度，所以未形成完整的愈伤组织细胞团。
组培工作总结范文(3篇)
第1篇一、前言随着生物技术的不断发展，植物组织培养技术在植物育种、繁殖、基因工程等领域发挥着越来越重要的作用。
在过去的几年里，我国植物组织培养技术取得了显著的成果。
本文将对我在组培工作中的经历和体会进行总结，以期为今后的组培工作提供借鉴。
二、项目背景1. 项目简介本次组培工作以我国常见的花卉植物为研究对象，通过植物组织培养技术对其进行繁殖和育种。
主要研究内容包括植物外植体诱导、愈伤组织诱导、芽诱导、生根诱导以及植株再生等。
2. 项目意义通过本次组培工作，不仅可以提高植物繁殖速度，降低繁殖成本，还可以为植物育种提供技术支持，为我国花卉产业的发展提供有力保障。
三、组培工作过程1. 外植体选取与消毒（1）选取健康、无病虫害的花卉植物叶片、茎段等作为外植体。
（2）对外植体进行表面消毒，常用消毒液有70%酒精、0.1%氯化汞等。
2. 培养基配制与灭菌（1）根据实验要求，配制适合不同植物组织培养的培养基。
（2）将配制好的培养基分装到无菌培养皿中，进行高压灭菌。
3. 外植体接种与培养（1）将消毒后的外植体接种到灭菌后的培养基上。
（2）将接种好的培养皿放置在适宜的温度、光照条件下进行培养。
4. 培养过程观察与记录（1）定期观察培养皿中的外植体生长状况，记录愈伤组织形成、芽诱导、生根诱导等过程。
（2）根据观察结果，调整培养条件，如光照、温度、激素浓度等。
5. 植株再生与移栽（1）当芽诱导成功后，选择生长健壮的芽进行生根诱导。
（2）待芽生根后，将植株移栽到营养土中，进行常规管理。
四、组培工作总结1. 技术要点（1）外植体选取：选择健康、无病虫害的植物组织作为外植体，提高培养成功率。
（2）消毒与灭菌：严格消毒与灭菌，防止污染。
（3）培养基配制：根据不同植物组织培养要求，配制适宜的培养基。
（4）培养条件：控制适宜的温度、光照、湿度等条件，促进植物组织生长。
2. 存在的问题及改进措施（1）外植体生长缓慢：提高外植体消毒效果，选用生长势强的外植体。
愈伤组织诱导培养
五、实验步骤
芦荟 1、将准备好的芦荟幼苗在无菌中冲洗数次。 2、取茎尖部分，再冲洗1-2次，淋干，紫外灭菌30分钟 3、在超净台上，用75%的乙醇将茎尖浸泡30-60s 4、再用升汞（0.01％）浸5-l0min，最后用无菌水冲洗数 次。无菌纱布吸干水份 5、用解剖刀取出茎尖生长点的组织切块，接种到愈伤组 织诱导培养基上。 MS+(1一6mg/ L)BA+(0.1一0.5mg/L)NAA 苄基嘌呤（BA）；萘乙酸(NAA) 6、培养条件：光照 10-12h，光照度为 1000一2000Lx， 温度(25士)2℃。
实验一植物愈伤组织诱导培养
一、实验名称
植物愈伤组织诱导培养
二、实验目的
1、掌握MS培养基的配制方法 2、初步掌握植物外植体无菌操作的基本步骤
三、实验材料
1、芦荟 2、月季
四、主要实验器材
1、剪刀 2、解剖刀 3、长角镊子 4、超净工作台 5、9cm培养皿 6、封口膜 7、烧杯 8、吸管 9、废液缸 10、橡皮筋
月季
1、枝条切去叶，再剥去附在茎上的叶柄及皮刺。 2、清水清洗、擦干 3、2～3厘米一段，每段至少一个侧芽。 4、装入消毒过的培养皿，紫外灯灭菌30分钟。 5、用饱和漂白粉上清液作表面灭菌25～30分钟 （也可使用乙醇；升汞） 6、无菌水涮洗数次，无菌纱布吸干水分 7、接种到培养基上： MS+(0.3一10mg/ L)BA 8、培养条件：光照 10-12h，光照度为 800一 1200Lx，温度21-25℃。
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料植物愈伤组织诱导培养实验实验目的：1.掌握植物愈伤组织的诱导和培养技术；2.了解植物生长素和植物生长调节因子的作用；3.实践动手能力，培养分析问题、解决实际问题的能力。
实验步骤：1.实验材料种子：芸苔、小麦、玉米等试剂：琼脂、SD综合培养基、激素溶液、酒精灯、移液管等2.种子的表面消毒取适量的芸苔种子，用70%的酒精灯烧消毒。
将种子放入无菌蒸馏水中浸泡20分钟，再用三次含酸性消毒液（NaClO）洗涤。
洗涤后，用无菌蒸馏水洗三次，并将水倒掉。
将种子放在干净、无菌的滤纸上晾干。
3.愈伤组织诱导3.1 试剂配制将SD综合培养基和激素溶液按体积比例配制成诱导培养基。
激素溶液的配方参考如下：IAA：千叶素：6-BA的比例为 10：1：1，浓度为0.108 mg/L；3.2 培养陈列室准备工作实验室必须具有无菌灯、搅拌器、制冷箱或培养箱等基本的实验设备。
实验前清洗设备，使用高压蒸汽或酒精灯等方式灭菌。
在无菌条件下制备琼脂、移液管、培养瓶等。
在实验操作台上，用70%的酒精清洗双手，并用无菌纸巾擦拭干净。
3.3 培养基的制作制好的培养基分装到15ml的培养瓶中。
琼脂用70%酒精擦拭干净，均匀铺在实验平台上，用于接种组织。
3.4 组织接种将种子放在培养基上，用无菌铁丝按一定距离排列成一排。
取出种子，切成0.5-1cm的暴露在外的子叶或幼芽，然后在接种组织区域按照一定距离进行均匀排列。
将培养瓶密封，并放在指定的温度下生长。
4．实验结果的处理和分析4.1 愈伤组织的诱导情况观察家哈的发育情况，如出现愈伤组织的形成，记录其在构型，大小等。
4.2 理化指标的测定在诱导完成后的期间，测定愈伤组织中的蛋白质含量，葡萄糖含量，游离氨基酸含量等指标。
注意事项：1.实验过程中要注意操作技巧，避免污染；2.在培养过程中，要注意温度和光照的控制；3.进行实验时，要做好实验记录和实验数据分析工作；4.实验后，要注意实验设备的清洁和归档。
第三章-愈伤组织诱导
第三章愈伤组织的诱导与培养第一节愈伤组织的诱导与继代培养愈伤组织（callus）: 在培养基上，由外植体经脱分化和细胞分裂形成的一团无序生长的薄壁细胞。
大部分外植体细胞须经脱分化形成愈伤，才能再分化成完整植株，只有茎尖等少数细胞只恢复为分生状态但不分裂，直接再分化。
愈伤组织的诱导与分化是植物组培的基本环节。
一、愈伤组织的诱导及其形态特征1、愈伤组织的诱导1）起动期/诱导期（initiation/induction stage, Induction of growth）外植体细胞在外源激素作用下，经脱分化而恢复分裂状态，开始形成愈伤。
细胞外观无明显变化，代谢旺盛，合成加强，为分裂做准备。
持续十几小时~几天。
2）分裂期（divition stage/phase）：外植体切口边缘膨大，外层细胞迅速分裂，体积变小，具分生细胞的特征，细胞数速增。
3）形成期（formation stage/Differentiation phase）：外植体表层细胞分裂减缓，内部细胞开始分裂，大量细胞形成瘤状/泡状或片状结构。
若不及时继代，将分化出拟分生组织瘤状物和维管组织，又称分化期。
2. 愈伤组织的形态特征质地：松脆易碎的颗粒状；紧密坚实的结块状；水渍或浆糊状。
颜色：白色或淡黄色；淡绿色或绿色；黄色至褐色。
一般，淡黄或淡绿/绿色松脆（近圆形）或致密的颗粒状愈伤再生能力较强，白色/灰白色或黄褐色、浆糊状或紧实（香蕉形）的愈伤再生能力差。
3. 影响愈伤诱导的关键因素愈伤的形成是外植体、培养基和培养条件诸因素互作的结果。
迄今，几乎从各种外植体诱导形成愈伤。
其关键主要不在于外植体，而是培养基，尤其是激素的种类和浓度。
生长素为愈伤诱导和增殖所必需，细胞分裂素视外植体来源而异。
二、愈伤组织的继代培养继代培养（subculture）：将原有培养物转移到新鲜培养基上继续培养的过程称为~。
愈伤组织在培养基上生长一段时间后，由于营养枯竭，水分散失，代谢物积累，致使其生长缓慢甚至停止，须进行继代培养。
植物生物技术 第三章 植物愈伤组织的诱导与分化培养
愈伤组织 体细胞胚
再生植株
第二节 愈伤组织分化与植株再生
第二节 愈伤组织分化与植株再生
2. 植物体细胞胚的产生方式及结构特征
• 胚状体起源于外植体表面已分化的细胞 • 形成层细胞或薄壁细胞转变成迅速分裂的细胞，形成拟分生组织的细胞团和
小块愈伤组织，进而产生体细胞胚 • 在悬浮培养时,游离细胞产生细胞团,这些细胞团长大变成胚性细胞复合体,
第二节 愈伤组织分化与植株再生
小麦的形态发生
愈伤组织
芽分化
试管苗
再生苗
棉花的器官发生及植株再生
第二节 愈伤组织分化与植株再生
3、器官发生的模式图
脱分化 再分化
外植体 愈伤组织
芽
根
再生植株
高生长素(2,4-D) 低(生长素/细胞分裂素) 高(生长素/细胞分裂素)
第二节 愈伤组织分化与植株再生
4、影响器官发生的因素
• 植物愈伤组织诱导(callus inducing)：使那些已分化的体细胞包括离体的器 官、组织和细胞在人工培养基上，经多次细胞分裂而失去原来的分化状态，形 成无结构的愈伤组织或细胞团的过程。
第一节愈伤组织的诱导和继代培养
1. 愈伤组织诱导的3个时期：
• 从外植体脱分化形成典型的愈 伤组织大致可分为三个时期：
第三章
第一节 愈伤组织的诱导与继代培养
一、愈伤组织的诱导 二、继代培养 三、悬浮培养
第一节 愈伤组织的诱导和继代培养
几个重要的概念
植物细胞的全能性：植物的每个细胞都具有该植物的全 部遗传信息和发育成完整植株的能力。
全能性实现的两个必须满足的条件： • 脱离母体组织 • 要给予植物细胞一定的刺激
第一节愈伤组织的诱导和继代培养
第五章 愈伤组织
愈伤组织培养
二、愈伤组织细胞的分化
（一）诱导期： 诱导期又称起动期，指细胞准备进行分裂的时期。 由于接种的植物材料的组成细胞通常都是成熟细
胞，处在静止状态，一般不进行分裂。 诱导期的长短，因植物种类和外植体的生理状况
及外部因素而异。 菊芋1d，胡萝卜几天， 不同的光照条件，诱导情况不同，一般弱光易于
愈伤组织培养
二、愈伤组织细胞的分化
优良的愈组织通常具备以下4个特性中的2-3个特 性： 1、高度的胚性或再分化能力。 2、容易散碎，建立优良的悬浮系，并能分离出全能 性原生质体。 3、旺盛的自我增殖能力。 4、经过长期继代保存而不丧失胚性，以便有可能对 它们进行各种遗传操作。
愈伤组织培养
二、愈伤组织细胞的分化
二、愈伤组织细胞的分化
（1）细胞分裂部位和方向发 生改变
分裂期的细胞分裂局限在组织 的外缘，主要是平周分裂；而在 分化期开始后，愈伤组织表层细 胞的分裂逐渐减慢，直至停止； 进而转向愈伤组织内部深处的局 部地区的细胞开始分裂，使分裂 面的方向改变了，出现了瘤状结 构的外表和内部分化。
愈伤组织培养
二、愈伤组织细胞的分化
细胞分裂素 BA、2-ip KT ZT浓度0.1-10mg/l
植物生长物质之间的配比控制器官发生的类型 控制器官发生的类型也受绝对用量的影响，不同的生长素和 细胞分裂素，对生根和长芽的效果不同。 NAA生根比IBA和IAA效果好，但用IAA和IBA生根比较健壮, 而NAA生根较细。
愈伤组织诱导及观察
实验二愈伤组织诱导及观察一.实验目的通过愈伤组织诱导的操作，使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法，如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率，愈伤组织诱导率的统计与观察。
使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用，还使同学们了解无菌培养的无菌操作，清楚植物体的带菌部位等。
二.实验内容（一）、实验原理植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。
组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。
植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。
愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。
在植物组织培养中，主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。
愈伤组织的形成从一块外植体形成典型的愈伤组织，大致要经历三个时期：起动期、分裂期和形成期。
起动期是指细胞准备进行分裂的时期。
用于接种的外植体的细胞，通常都是成熟细胞，处在静止状态。
起动期是通过一些刺激因素(如机械损伤、改变光照强度、增加氧等)和激素的诱导作用，使外植体细胞的合成代谢活动加强，迅速进行蛋白质和核酸的合成。
机械损伤能诱导植物体细胞开始分裂，如伤口上会出现愈伤组织。
在植物组织培养中沿用了愈伤组织这一名词，但是植物组织培养中诱导外植体细胞分裂形成的愈伤组织，大都不是损伤的结果。
植物生物技术 愈伤组织的诱导继代及分化
细胞分化出的胚叫体细胞胚；由于离体培养的植物组织细胞是在未经过
有性过程的情况下直接产生胚这一结构，并且形成的胚与性细胞形成的 胚相似，因此也将此类胚称为胚状体。
（二）、胚状体的概念与分类
胚状体: 是植物组织培养中起源于非合子细胞，经过胚胎发生和胚胎发育过程形成的胚状结构。 这个定义包括下列几点含义： ①胚状体是组织培养的产物，只限于组织培养范围使用，区别于无融合生殖的胚；合生殖的胚； ②胚状体起源于非合子细胞，区别于合子胚； ③胚状体的形成经历胚胎发育的过程，区别于组织培养中分化的芽。
因此外观上未见明显变化，但代谢活化了，细胞内一些大分子代谢
动态已发生明显的改变，细胞正积极为下一步分裂进行准备。
• 分裂期:外植体切口边缘开始膨大，外层细胞通过一分为二的方式进行分裂， 而中间的细胞不分裂。另外还有细胞数目增加，体积变小；细胞核和核仁增 到最大等。从而形成一团具有分生组织状态细胞的过程。这时组织细胞代谢
的形成，这一阶段所用的培养基必须含有生长素类物质，主要是2，4-D；
第二阶段包括胚状体的形成和发育，这一阶段必须在降低2，4-D浓度或 完全去除2，4-D的培养基上才能进行。
(2) 细胞分裂素类物质
高钙高磷组合的培养基有利于小麦愈伤组织的诱导、生长和再生。对大多数植物
组织来讲，激素是愈伤组织培养基中不可缺少的组成成分。生长素，对于细胞分裂 的诱导以及在其后的生长和增殖，都是必要的物质。细胞分裂素未必是必需的物质， 然而，常常因不同的供试材料而异。
4、诱导条件
光照：愈伤组织的诱导需弱光或不需光，在黑暗或散光条件下最好。分化、继代培 养一般需光。此时光对器官的作用是一种诱导反应。 温度：外植体接入诱导培养基后，一般采用25-28℃的恒温条件下培养。
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师
植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的；通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练，使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术，初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。
二、实验原理：根据植物细胞全能性原理，培养植物材料。
即在无菌条件下，将植物的器官或组织（如芽、茎尖、根尖或花药）放在人工培养基上进行培养，通过细胞分裂，形成一团薄壁细胞，即愈伤组织。
愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化，重新产生出植物的各种器官和组织，进而发育成完整的植株。
三、实验内容实验包括以下3部分内容：实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1 植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法，为培养基的配制做准备。
2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质，是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境，主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。
在配制培养基前，为了使用方便和用量准确，常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液，然后在配制培养基时，再根据所需浓度，按比例稀释。
本实验以MS培养基为例，学习培养基母液的配制。
MS培养基母液可分为：MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。
另外，还要配制生长激素母液，在不同类型的培养基中使用。
3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计（或pH试纸）、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯（50ml、100ml、200ml）、容量瓶（100ml、500ml、1000ml）、磨口试剂瓶（100mL、200mL、500ml、1000ml）、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。
3.2试剂（1）95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。
愈伤组织的诱导形成及分化
愈伤组织形成第五章愈伤组织的诱导、形成及分化第一节愈伤组织的诱导、形成及特点、愈伤组织的诱导和形成愈伤组织是在离体培养条件下,经植物细胞脱分化和不断增殖所形成的无特定结构的组织。
经一段时间的生长和增殖以后，在其内部出现一定程度的分化，产生出一些具有分生组织结构的细胞团、色素细胞或管状分子。
植物外植体在培养基和外界环境的作用下，经过一个复杂的过程形成愈伤组织，即：外植体+培养基+环境愈伤组织愈伤组织的形成一般可分为三个时期：诱导期、细胞分裂期和细胞分化期（见图4.1）。
改变原来的分化方向和代谢方式，合成代谢加强，合成大量蛋白质和核酸物质，为细胞的分裂和增殖奠定基础外植体外层细胞开始分裂，细胞脱分化，愈伤组织结构疏松，缺少组织结构，颜色浅而透明愈伤组织表层细胞分裂逐渐停止，转向内部的局部地区，并改变分裂面的方向，出现瘤状结构外表，愈伤组织中可以发现维管组织，但不形成维管系统图4.1愈伤组织的形成特点1.诱导期愈伤组织诱导期又称启动期，是指外植体组织受外界条件刺激后，开始改变原来的分裂方向和代谢方式，合成代谢活动加强，大量合成蛋白质和核酸物质，为细胞分裂做准备。
诱导期的长短因植物种类、外植体的生理状态和外部因素而异，即使是同一种物种不同基因型同一外植体的愈伤组织，其诱导期也不同。
有的植物愈伤组织诱导期只有1天（菊芋）,而有的植物诱导期需要数天（胡萝卜）。
刚收获的菊芋块茎的诱导期仅22h ,但经贮藏5个月后，诱导期延长为2天。
2.分裂期外植体在培养基上经过离体诱导后，外层细胞开始发生分裂，细胞脱分化。
愈伤组织的细胞分裂快，结构疏松，缺少组织结构，颜色浅而透明（见图 4.2）分裂期的细胞分裂局限在愈伤组织的外缘，主要是垂周分裂。
图4.2小麦幼胚愈伤组织诱导分裂期与分化期小麦幼胚分裂期分裂期（东北农业大学小麦研究室，李文雄，曾寒冰，胡尚连等，1994）愈伤组织进入分裂期时，外植体的脱分化因植物种类、基因型、外植体种类和生理状况而有很大差异。
樱桃实验室组培实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本实验旨在通过植物组织培养技术，实现对樱桃树苗的快速繁殖和优良品种的培育。
通过无菌操作，观察和记录樱桃组培过程中的生长情况，分析影响组培效果的因素，为樱桃树苗的产业化生产提供技术支持。
二、实验原理植物组织培养技术是利用植物体细胞的全能性，通过离体培养的方式，使植物组织在适宜的培养基和条件下生长、分化，最终形成完整的植株。
本实验采用外植体（樱桃茎段）进行组培，通过调节培养基成分、激素比例和环境条件，诱导外植体脱分化、再分化，形成植株。
三、实验材料与方法1. 实验材料- 樱桃茎段：选择生长健壮、无病虫害的樱桃枝条，剪成长约2-3cm的小段。
- 培养基：MS培养基（添加植物生长激素：NAA 0.5mg/L、BA 1.0mg/L）。
- 消毒剂：70%酒精、无菌水、氯化汞。
- 其他试剂：琼脂、葡萄糖、维生素等。
2. 实验方法（1）外植体消毒：将樱桃茎段剪成约2-3cm的小段，用70%酒精消毒30秒，再用氯化汞消毒5分钟，最后用无菌水冲洗5-10分钟。
（2）接种：将消毒后的樱桃茎段接种到MS培养基中，每个培养基接种3个茎段。
（3）培养条件：将接种后的培养基放入恒温培养箱中，温度控制在25±2℃，光照强度为2000-3000lx，光照时间为12小时/天。
（4）观察记录：每隔一周观察并记录外植体的生长情况，包括愈伤组织形成、芽苗生长、生根等。
四、实验结果与分析1. 外植体生长情况在实验过程中，外植体表现出不同的生长情况。
部分外植体在培养基中形成了愈伤组织，并逐渐分化出芽苗；部分外植体则生长缓慢，甚至死亡。
2. 愈伤组织形成愈伤组织形成是组培成功的关键。
实验结果显示，添加NAA和BA的MS培养基有利于愈伤组织的形成。
3. 芽苗生长芽苗的生长速度与培养基成分、激素比例和环境条件密切相关。
实验结果表明，适宜的培养基成分、激素比例和环境条件有利于芽苗的生长。
4. 生根生根是组培过程中另一个重要的环节。
植物组培2-愈伤组织的诱导
植物组织培养-愈伤组织的诱导一、【实验目的】掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。
二、【实验原理】植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
超净工作台工作原理：本工作台是一种水平单向流型局部空气净化设备室内空气→预过滤器(初滤) →小型离心风机压入静压箱→高效空气过滤器(精滤) →出风面吹出洁净气流(具有一定的、均匀的断面风速）→不断排除工作区原来的空气→形成高洁净的工作环境三、【实验仪器和材料】仪器：培养室，高压灭菌锅，水浴锅，解剖刀，三角烧瓶（100mL ），烧杯，量筒，培养皿，棉线，接种箱或超净工作台，分析天平，长镊子，剪刀，容量瓶，移液管，牛皮纸试剂：乙醇、2 ，4 – D （生长素类似物）、次氯酸钠、6- 苄基氨基腺嘌呤（6-BA ）、MS 培养基、0.1 mol/L NaOH 与0.1 mol/L HCl材料：绿豆、胡萝卜、自选材料四、【实验步骤】（1）用70～75%的酒精棉擦拭双手和操作台面，进行常规的无菌操作准备。
（2）将植物体用自来水冲洗后,用酒精棉擦拭欲取材部位表面, 或于70%酒精中浸沾数秒钟。
（3）将材料放入已灭菌的100ml烧杯（或试剂瓶）中，加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡5分钟。
（4）弃次氯酸钠浸泡液，再加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡10分钟。
（5）弃次氯酸钠浸泡液，用无菌水浸泡漂洗3～4次，每次1～2分钟，用无菌镊子搅动。
（6）将已灭菌的植物材料置于灼烧后冷却的金属盘中，按无菌操作要求剥去外皮，用解剖刀切成5mm厚的薄片，弃去两头的两片，取中间部分的薄片，用镊子将其接种在愈伤组织诱导培养基上，注意圆片的切口朝向培养基，每瓶4～6片，均匀分散，以绿豆为材料时，将绿豆纵切或横切，去皮后分别接种。
实验1 愈伤组织的诱导
实验1 愈伤组织的诱导1、实验目的（1）学习植物材料表面灭菌的常规方法；（2）了解接种的无菌操作技术；（3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。
2、实验原理植物组织培养是应用无菌操作的方法，培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上，可以通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织。
3、实验仪器和试剂仪器：超净工作台、光照培养箱、酒精灯、打火机、记号笔、脱脂棉、75%酒精及棉球。
无菌器材：无菌吸水纸（定性滤纸）、灭菌培养皿、无菌水、镊子、解剖刀。
植物材料：直根胡萝卜、烟草叶片。
试剂：95%乙醇、0.1%氯化汞。
培养基：MS+1mg/L 2,4-D+30g/L蔗糖+10g/L琼脂,pH5.84、实验步骤（1）接种前，用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面，打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯，照射约30 min，然后关闭紫外灯，通风20 min后，打开日光灯即可进行无菌操作。
（2）外植体预处理：将胡萝卜根用流动的自来水冲洗干净，用小刀削去其表皮1-2mm，切成大约15-20mm厚的块段。
（3）以75%乙醇棉将手擦试一遍。
以下操作全部在无菌条件下进行。
（4）外植体消毒：用0.1%的升汞消毒1min-3min（烟草叶片消毒10秒钟左右）,然后用无菌水中漂洗3次，每次2分钟。
（5）将胡萝卜片放入垫有无菌滤纸的培养皿中，一手用消毒好的镊子固定胡萝卜，一手用灭菌后的解剖刀切除胡萝卜块段截面的表面部分，余下部分切成包含形成层的长、宽约5mm，厚约5mm的小块。
在完成切割后，将解剖刀和镊子放入95%乙醇中浸蘸一下，在酒精灯焰上灼烧灭菌之后，放回原处，待冷却后即可使用。
实验三愈伤组织的诱导
实验三愈伤组织的诱导一、实验目的1．巩固无菌操作技术；掌握愈伤组织的诱导培养方法；了解愈伤组织的形态特征。
2．学习愈伤组织的继代培养方法；巩固无菌操作技术；观察愈伤或培养物的再生情况及其形态特点。
二、实验原理1．在适宜的离体培养条件下，已经分化的外植体细胞会发生脱分化而恢复其分裂能力，形成无序生长的薄壁细胞团，即愈伤组织。
培养基中的激素配比是影响愈伤形成的关键因素。
2．愈伤在生长一段时间后，由于营养、水分减少和代谢物等积累，使其生长减缓甚至变褐衰亡，须转接到新鲜培养基上进行继代培养或分化培养。
三、实验材料、仪器及用品1、材料：实验2培养的甜瓜无菌苗，每人（2人）1瓶。
（或烟草苗）2、仪器及用品：超净工作台，高压灭菌锅，光照培养箱，酒精灯，小喷壶；灭菌的不锈钢镊子、剪刀、解剖刀、培养皿各33个；灭菌蒸馏水8份；实验1配制的愈伤组织诱导培养基每人1瓶；75%乙醇。
四、实验内容及操作方法1）用75%酒精喷雾、擦拭超净工作台，并将除无菌苗以外的实验用具用75%乙醇喷雾后放入超净工作台中，然后打开超净工作台风机和紫外灯，照射灭菌20min。
2）在自来水管下将手洗净，然后用75%乙醇将手消毒，再进入超净工作台操作。
3）点燃酒精灯，打开已灭过菌的剪刀、镊子、解剖刀和培养皿等。
4）将培养无菌苗的三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台，在酒精灯火焰前取下封口膜，用镊子将无菌苗夹取到培养皿中，然后剪取5-6片子叶，剪去叶边缘，并将其剪成3~5mm见方的小片，最后用镊子将其接种于愈伤组织诱导培养基上，每瓶接种8-12片。
5）快速封好瓶口，在瓶壁上标好姓名和接种日期。
6）将接种后的三角瓶置于25℃下暗培养一周，然后在同样温度下进行每天16h 光照和8h黑暗培养，直至愈伤组织形成。
7）将形成愈伤组织的材料进行继代培养。
三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台中，在酒精灯火焰前取下封口膜，用镊子将培养物夹取、转接到装有新鲜培养基的三角瓶中。
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植物组织培养-愈伤组织的诱导
一、【实验目的】
掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。
二、【实验原理】
植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。
超净工作台工作原理：
本工作台是一种水平单向流型局部空气净化设备
室内空气→预过滤器(初滤) →小型离心风机压入静压箱→高效空气过滤器(精滤) →出风面吹出洁净气流(具有一定的、均匀的断面风速）→不断排除工作区原来的空气→形成高洁净的工作环境
三、【实验仪器和材料】
仪器：培养室，高压灭菌锅，水浴锅，解剖刀，三角烧瓶（100mL ），烧杯，量筒，培养皿，棉线，接种箱或超净工作台，分析天平，长镊子，剪刀，容量瓶，移液管，牛皮纸
试剂：乙醇、2 ，4 – D （生长素类似物）、次氯酸钠、6- 苄基氨基腺嘌呤（6-BA ）、MS 培养基、0.1 mol/L NaOH 与0.1 mol/L HCl
材料：绿豆、胡萝卜、自选材料
四、【实验步骤】
（1）用70～75%的酒精棉擦拭双手和操作台面，进行常规的无菌操作准备。
（2）将植物体用自来水冲洗后,用酒精棉擦拭欲取材部位表面, 或于70%酒精中浸沾数秒钟。
（3）将材料放入已灭菌的100ml烧杯（或试剂瓶）中，加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡5分钟。
（4）弃次氯酸钠浸泡液，再加入10%的次氯酸钠溶液，浸泡10分钟。
（5）弃次氯酸钠浸泡液，用无菌水浸泡漂洗3～4次，每次1～2分钟，用无菌镊子搅动。
（6）将已灭菌的植物材料置于灼烧后冷却的金属盘中，按无菌操作要求剥去外皮，用解剖刀切成5mm厚的薄片，弃去两头的两片，取中间部分的薄片，用镊子将其接种在愈伤组织诱导培养基上，注意圆片的切口朝向培养基，每瓶4～6片，均匀分散，以绿豆为材料时，将绿豆纵切或横切，去皮后分别接种。
（7）将瓶口和瓶盖在酒精灯火焰上方一过，拧紧瓶盖。
（8）在培养瓶下部的培养基高度位置作记号。
（9）将接种后的三角瓶，培养于25℃光照条件下（烟草可用弱光），20天左右外植体逐渐膨大形成愈伤组织，愈伤组织的形成标志着接种的外植体已脱离分化状态，开始重新恢复分生能力。
无菌器皿、用具的准备：
将解剖刀及镊子放入95%的酒精中浸泡片刻，用干棉球蘸取95%的酒精擦拭盘子、解剖刀及镊子，将酒精挤在盘子上，然后引燃火，（引火棉球立即放入培养皿中加盖熄火）使盘子、解剖刀及镊子灼烧后冷却。
五、【实验结果及讨论】
实验选择了绿豆和萝卜作为实验材料，切块放在一个培养瓶中培养，其中萝卜组织共六块（3mm×3mm×3mm）,绿豆组织共两块（2mm×2mm×2mm），实验现象如下
一周后：有些萝卜组织表层出现少量愈伤组织，开始了脱分化；绿豆组织没有明显脱分化现象出现。
两周后：萝卜组织表层组织进一步脱分化，愈伤组织较一周前有增多，组织块颜色变浅，有白化趋势；绿豆组织仍不明显，或不易用肉眼观察。
三周后：所有萝卜组织表层都脱分化成为愈伤组织，但量少，组织颜色进一步白化，变为淡肉色；绿豆组织脱分化现象仍不明显。
若干周后：所有萝卜组织表层的脱分化进行缓慢，几乎保持不变，而颜色也逐渐变淡，但仍然变化缓慢；绿豆组织仍不明显或不能用肉眼分辨。
相关图片如下：
萝卜愈伤组织
绿豆
萝卜愈伤组织
萝卜愈伤组织
萝卜愈伤组织
六、【实验注意事项】
1、所有的东西都要即时标记好，日期，名称，浓度等(标注可以组别-姓名，如1-姓名或1-姓名单字母缩写）
2、自己用过的器皿要自己洗刷，并灭菌，以备下组同学使用。
3、实验结束后用过的仪器等恢复原样，清洁实验台面，一切东西归位。
七、【思考题】
1. 以大组总瓶数为样本总数，每瓶为样本个体统计记录愈伤组织诱导培养的出愈率、污染率和其他
现象。
并简述本人的培养结果或现象。
答：我组共十人，统计结果如下
污染6人，愈伤组织明显2人，愈伤组织不明显2人
本人培养的植物组织块较小，仔细观察萝卜块，能看到表面有愈伤组织形成，但不太明显，绿豆块脱分化及不明显，几乎不能分辨其上的愈伤组织。
分析原因：
1、可能由于所切的组织块太小导致在实验操作中部分未洗净的次氯酸钠抑制了脱分化现象，导致了愈伤组织不明
显。
2、可能由于所取的萝卜组织块处于分裂不旺盛的区域导致脱分化现象缓慢，实验应取分裂旺盛的分生区细胞。
3、实验要求应有光照培养，但实际培养过程中却并没有光照条件，这可能是脱分化缓慢的主要因素。
2.你如何认识无菌操作对植物组织培养的重要性？你认为在具体操作时还应注意那些事项？
答：植物组织培养是指从植物体分离出符合需要的组织.器官或细胞，原生质体等，通过无菌操作，在人工控制条件下进行培养以获得再生的完整植株或生产具有经济价值的其他产品的技术。
植物组织培养对无菌条件的要求是非常严格的，甚至超过微生物的培养要求，这是因为培养基含有丰富的营养，稍不小心就引起杂菌污染，如果受到污染则组织就不能正常生长分化，则实验失败。
在具体实验操作中我们还应注意：
（1）在接种前20分钟，打开超净工作台的风机以及台上的紫外线灯；
（2）接种员先洗净双手，在缓冲间换好专用实验服等；
（3）上工作台后，用酒精棉球搽拭双手，特别是指甲处，然后搽拭工作台面；
（4）先用酒精棉球搽拭接种工具，再将镊子和剪刀从头至尾过火一遍，然后反复过火尖端处，对培养皿要过火烤干；
（5）接种时，接种员双手不能离开工作台，不能说话、走动和咳嗽等；
（6）接种完毕后要清理干净工作台，可用紫外线灯灭菌30分钟，若连续接种，每5天要大强度灭菌一次。