精编小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作演示文稿
小鼠的基本实验操作
• 3、编号
•
苦味酸，背部，
• 逆毛发生长方向
• 4、去毛
•
脱毛剂：8%Na2S,自毛发根部涂抹
小鼠的基本实验操作
• 5、给药
• （1）灌胃法
•
固定小鼠，保持头颈部竖直
•
口角进针，紧贴咽后壁进入消化道
•
进针2/3后灌生理盐水0.5ml
• （2）腹腔注射
•
下腹部两侧进针，针与腹部成45〫
• 1、抓取和固定
• 2、性别鉴定
• （3）尾静脉注射
小鼠的基本实验操作
• 6、采血
•
（1）眼眶后静脉丛采血
（2）眼球摘除采血
• 7、麻醉
•
2%水合氯醛，20ml/kgBW，腹腔注射
8、处死
Hale Waihona Puke •颈椎脱臼•
过量麻醉
小鼠的基本实验操作
• 9、解剖
腹腔：肝脏、胃、肠道、胰腺、脾脏、肾脏、肾上腺、 输尿管、膀胱；卵巢、输卵管、子宫；睾丸、附睾、输精 管。
• （1）麻醉 固定 • （2）受体小鼠，背部剪毛（1.5cm×1.5cm），酒精消毒，
去皮（0.3cm×0.3cm） • （3）供体小鼠，酒精消毒尾部，尾背部剪皮
（0.5cm×0.5cm） • （4）供体皮片覆盖受体背部方洞 • （5）1～3周后观察结果
近交系小鼠皮肤移植试验
• 2、自体尾-尾植皮法
胸腔：肺、心脏。 颈部：甲状腺。 头部：开颅取脑。
• 要求：辨识各个器官，观察正常大小、形状、色泽、 表面形态。
小鼠皮肤移植试验、卵巢摘除术
近交系小鼠皮肤移植试验
• 一、动物
•
KM小鼠2只（1雌1雄）
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作一、实验目的：本实验的目的是学习和掌握大鼠和小鼠的基本实验操作，并通过实际操作加深对实验动物学的理解。
二、实验材料和仪器：1.实验动物：本实验采用大鼠和小鼠作为实验动物。
2.实验材料：a.饲料：适用于大鼠和小鼠的饲料。
b.饮水：大鼠和小鼠所需的饮水。
c.防护用品：手套、口罩、工作服等。
3.实验仪器：称量器、注射器、实验笼等。
三、实验步骤：小鼠的基本实验操作：1.饲养：a.准备实验笼：清洗实验笼并确保洁净无菌。
b.注入饮用水：将饮用水注入到实验笼的水槽中。
c.放入饲料：将适量的饲料放入实验笼的饲料盆中。
d.放入小鼠：将小鼠轻轻放入实验笼中，并确保每只小鼠有足够的空间。
e.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.准备秤量器：准备一台准确的秤量器。
b.小鼠暂时移动：将小鼠轻轻移动到秤量器上，记录小鼠的体重。
c.小鼠放回实验笼：将小鼠安全放回原来的实验笼中。
3.注射：a.准备注射器和药物：准备一支注射器，并配制好需要注射的药物。
b.固定小鼠：采用适当的方式固定小鼠，如手持小鼠的颈部或者使用专用固定架。
c.注射药物：将药物缓慢注射到小鼠的体内，确保注射过程不会引起小鼠的不适。
d.观察并记录：观察小鼠注射区域的反应，并记录相关数据。
大鼠的基本实验操作：1.饲养：a.饲料和饮水的准备与放置方法与小鼠相同。
b.放养环境的准备：根据大鼠的特点，提供较大的实验笼和足够的空间。
c.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.方法与小鼠相同。
3.注射：a.方法与小鼠相同。
四、实验结果和讨论：通过本次实验操作，我们学习和掌握了小鼠和大鼠的基本实验操作。
在饲养方面，我们了解到提供干净的实验笼、适当的饲料和饮水对实验动物的健康至关重要。
在体重测量方面，我们掌握了如何用秤量器准确测量实验动物的体重。
在注射方面，我们学会了如何固定实验动物并将药物缓慢注射到体内。
实验一 动物实验基本操作
实验一 动物实验基本操作
诀窍
胆大 心细
试验主要内容
1 正确捉拿小鼠
2 染毒方式 3 采血方式 4 处死 5 解剖
1 正确捉拿小鼠
• 双手法：
右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上， 向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上， 此时迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤， 并以小指与手掌尺侧夹持其尾跟部，固定于手中。
4 处死
• 颈推脱位法
用食指、拇指固定小鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力 向后上方牵拉，听到鼠颈部咔嚓声即颈椎脱位，鼠瞬间死 亡。
5 解剖
将鼠腹面向上放在盘中，展开四肢，并将其 固定，自外生殖器前缘向前剪开腹腔和胸腔，暴 露胸腹腔，将剪开的胸腔和腹腔壁向两侧推开。 剪时刀口要向上，避免剪破内脏。依次观察各脏 器的形态、位置及彼此之间的关系，然后分别取 下脏器。取脏器时动作要轻，以免损伤组织。 注意：胃和大、小肠同时取出，不要剪开以便观察 十二指肠和胰腺
• 胸腔
心脏（胸腺），肺
• 腹腔
肝（胆囊），胃，肾（肾上腺），脾，胰腺
6 注意事项
实验时应小心抓动物，动作要轻肉，左手戴 手套，以防被动物咬伤，一旦被动物咬伤，应立 即消毒，并作进一步处理。 实验后清洗剪刀、镊子、灌胃器和磁盘，并把 东西归方原位，使用过的注射器和玻璃毛细管与小 鼠然分别放在两个垃圾袋中(无害化处理)。收拾好 自己的桌面，经检查后离开。
3 采血方法
• • • • • 鼠尾采血 腹主动脉采血 豚鼠心脏采血 大鼠断头采血 眼眶静脉丛采血
• 眼眶静脉丛采血
左手拇指食指两指紧压小鼠颈部两侧，使眶后静脉丛 充血（眼球突出），但用力要恰当，以防动物窒息而死。 右手持玻璃毛细管从右或左眼内毗部以45°角刺入，捻转 前进，如无阻力可继续刺入，有阻力时抽出毛细管，调整 方向后再刺入，直到出血为止。收集血液后，拔出毛细管， 用干棉球压迫止血。
小鼠的基本实验操作 ppt课件
近交系小鼠皮肤移植试验
• 2、自体尾-尾植皮法
• （1）麻醉 固定 • （2）上一供体小鼠尾背部创面的下方取皮片
（0.5cm×0.5cm） • （3）旋转180〫，覆盖在创面上 • （4）1～3周后观察
小鼠的基本实验），右侧卧位，以左腹外侧区 （左肋弓下缘）为手术区，剪毛，酒精消毒，沿腹中线平 行切开1cm
胸腔：肺、心脏。 颈部：甲状腺。 头部：开颅取脑。
• 要求：辨识各个器官，观察正常大小、形状、色泽、 表面形态。
小鼠的基本实验操作
小鼠皮肤移植试验、卵巢摘除术
小鼠的基本实验操作
近交系小鼠皮肤移植试验
• 一、动物
•
KM小鼠2只（1雌1雄）
• 二、方法：
•
尾-背植皮法
•
尾-尾植皮法
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作
• 3、编号
•
苦味酸，背部，
• 逆毛发生长方向
• 4、去毛
•
脱毛剂：8%Na2S,自毛发根部涂抹
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作
• 5、给药
• （1）灌胃法
•
固定小鼠，保持头颈部竖直
•
口角进针，紧贴咽后壁进入消化道
•
进针2/3后灌生理盐水0.5ml
• （2）腹腔注射
胸腔：肺、心脏。
颈部：甲状腺。
头部：开颅取脑。
小鼠的基本实验操作
兔的一般实验操作
• 1、抓取和固定
• 2、性别鉴定
小鼠的基本实验操作
兔的一般实验操作
• 3、给药
• （1）灌胃 • （2）耳缘静脉注射
• 4、采血
• （1）耳缘静脉采血
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物学和医学研究中常用的实验手段之一，可以用来研究生理学、病理学、药理学等领域。
小鼠实验的基本技术和方法包括实验前准备、实验动物的选取和饲养、实验设计、实验操作和数据分析等环节。
一、实验前准备：1.确定研究目的和假设：明确研究的目的和需要回答的科学问题，设计合理的假设并制定实验方案。
2.文献调研：查阅相关的文献，了解研究背景和前人的研究成果，为实验设计提供参考和依据。
3.实验设备和试剂准备：检查和准备实验所需的设备和试剂，确保实验过程中的顺利进行。
4.伦理审批：确保实验符合相关伦理要求，并获得实验伦理委员会的审批。
二、实验动物的选取和饲养：1.动物选用：选择与研究目的相符的小鼠品系，例如野生型小鼠、转基因小鼠、敲除小鼠等。
确保选取的小鼠具有一定的年龄和性别分布，以保证实验数据的可靠性和统计学的可行性。
2.饲养条件：提供适宜的饲养环境，保证小鼠的健康和生长。
饲养室要维持适宜的温度、湿度和光照条件，并保持清洁度。
提供适宜的饲料和水源，并定期更换和清洁。
三、实验设计：1.随机分组：将实验动物随机分为不同的处理组和对照组，以减小实验误差和对结果的干扰。
2.正反平衡：在实验设计中应该考虑到正负对照组的平衡，通过随机分组来减轻实验误差。
3.重复性：为了确保实验结果的可靠性，应该重复实验，将同样的处理方法在不同的时间或不同的实验动物上进行。
四、实验操作：1.麻醉和解剖：使用适当的麻醉剂将小鼠麻醉，然后进行解剖，取出需要分析的组织样本。
2.组织处理：对取出的组织样本进行适当的处理，例如固定、冷冻等，以保持样本的完整性和稳定性。
3. 实验操作：根据实验设计的要求，对样本进行相应的实验操作，例如染色、PCR、Western blot等。
4.实验观察：在实验进行过程中，对实验动物的反应、实验操作的结果等进行观察和记录。
五、数据分析：1.统计方法：根据实验数据的类型和分布情况，选择合适的统计方法进行数据的分析和处理，例如t检验、方差分析等。
小鼠实验基本操作方法
小鼠实验基本操作方法
小鼠实验的基本操作方法包括以下步骤：
1. 前期准备：清洁实验室，准备所需实验材料、设备和药物。
2. 选用适龄小鼠：根据实验要求，选择适龄、健康、性别一致的小鼠。
3. 给小鼠标记：在小鼠身上标记或剪耳通以区分实验组。
4. 麻醉小鼠：根据实验需要使用合适的麻醉方法使小鼠进入无痛觉状态。
5. 采集样本：根据实验要求，采集小鼠的血液、组织或骨髓等样本。
6. 给予处理：根据实验设计，给予小鼠不同的药物、生物制剂或手术处理。
7. 观察现象：在实验过程中，观察小鼠的行为、生理指标等相关现象。
8. 数据统计：根据实验需要，利用合适的工具进行数据处理、统计和分析。
9. 处理小鼠：实验结束后，根据实验需要给予小鼠适当的处理措施，如恢复麻醉状态或进行安乐死。
10. 清洁消毒：将实验室、设备、材料等进行清理和消毒，确保实验环境的卫生和安全。
实验小鼠的基本操作
实验小鼠的基本操作一、小鼠的抓取固定正确的抓取固定小鼠，是为了不损害小鼠健康，不影响观察指标，并防止被小鼠咬伤，保证实验顺利进行。
抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷。
小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、小鼠的采血1．剪尾采血手拇指和食指从背部抓住小鼠颈部皮肤，将小鼠头朝下，小鼠保定后将其尾巴置于50°热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1～2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。
每次采血量0.1ml。
2．摘除眼球采血左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
每次采血量0.6～0.1ml。
3．心脏采血小鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3～4肋间触摸到心搏处，右手持带有4~5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
每次采血量0.5～0.6ml。
4．断头采血右手用剪刀剪断小鼠颈部约1/2～4/5，让血液流入试管。
此法可采血0.8～1.2ml。
三、小鼠给药1．皮下注射给药将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作小鼠是最常用的实验动物之一，其体型较小、繁殖能力强、生命周期短、易于饲养和管理，因此被广泛用于生物医学研究中。
以下是小鼠实验的基本操作。
一、小鼠的选育与管理1.小鼠的品系选择：选择适合研究目的的小鼠品系，例如常用的C57BL/6、BALB/c等。
2.饲养环境控制：为小鼠提供适宜的饲养环境，包括控制温度、湿度、光照和气流等。
3.饲料和水的供给：提供适宜的饲料和清洁的饮用水，确保小鼠的正常营养摄入。
二、小鼠的配对与繁殖1.配对：选取性成熟健康的雄性和雌性小鼠，进行自然配对或人工配对。
2.孕期管理：雌性小鼠受孕后，需要监测妊娠情况，并做好相应的饮食和环境管理。
3.胚胎获取：根据需要，可以选择在特定生理时期采集小鼠胚胎，用于后续的胚胎移植或体外培育等实验。
三、小鼠手术操作1.解剖手术：通过解剖手术，可以获取特定组织或器官的标本，从而进行病理学和生理学研究。
2.移植手术：如肾移植、心脏移植等，用于研究器官功能和移植排斥反应等问题。
3.慢性操作：如植入插管或取样等，用于定期获取生理参数的连续监测。
四、小鼠的药物处理1.静脉注射：通过静脉注射给小鼠药物，用于研究药物的药理学和药效学等。
2.腹腔注射：通过腹腔注射给小鼠药物，多用于给予抗肿瘤药物、化疗和免疫细胞的移植等。
3.给药途径选择：根据研究目的和药物性质，选择合适的给药途径，如口服、皮下注射等。
五、小鼠的行为测试1. 空间记忆测试：如Morris水迷宫，用于评估小鼠的空间记忆能力。
2.暗箱测试：用于评估小鼠的焦虑状态和厌恶反应。
3.Y型迷宫测试：用于评估小鼠的学习和记忆能力。
六、小鼠的标本采集和检测1.组织标本采集：根据研究需要，取出小鼠的特定组织，如血液、脑组织等。
2. 分子生物学检测：如PCR、Western blot等，用于检测基因表达和蛋白质水平的变化。
3.组织病理学检测：用于观察和评估小鼠组织病变情况，如光镜下观察和组织染色等。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
小鼠常规操作实验报告
小鼠常规操作实验报告引言实验目的是训练小鼠进行常规操作，包括进食、喝水、爬梯子等。
通过这些训练，我们可以观察小鼠的学习能力、记忆力以及空间感知能力。
本实验旨在提供一种简单、有效的方法，用于评估小鼠智能水平的变化。
材料与方法材料1. 10只小鼠2. 实验室饲料3. 饮水器4. 粘贴纸和透明胶带5. 梯子方法1. 将10只小鼠分成两组，每组5只。
2. 将小鼠放在一个特制的笼子里，内置有标有数字的小盒子。
3. 将实验室饲料放在盒子的一个角落，让小鼠进食。
4. 固定饮水器在笼子的一侧，让小鼠喝水。
5. 在另一侧的笼子上固定梯子，让小鼠爬梯子。
6. 观察小鼠进行进食、喝水和爬梯子的情况，记录每只小鼠的表现。
7. 每天重复上述步骤，直到小鼠能够熟练完成这些操作。
结果小鼠编号进食情况喝水情况爬梯子情况1 能进食能喝水未爬梯子2 能进食能喝水能爬梯子3 能进食未喝水能爬梯子4 能进食能喝水能爬梯子5 能进食能喝水未爬梯子6 能进食能喝水能爬梯子7 能进食能喝水能爬梯子8 能进食能喝水能爬梯子9 能进食不稳定喝水能爬梯子10 能进食能喝水未爬梯子讨论与结论根据我们的实验结果，有8只小鼠能够正确进食、喝水并爬梯子，而有2只小鼠还需要进一步训练。
这表明这些小鼠具有一定的学习能力和记忆力，能够记住进食和喝水的位置。
在训练过程中，小鼠可能会出现一些变化，例如开始时可能不稳定地喝水或不愿意爬梯子，但随着训练的进行，它们逐渐掌握了这些操作。
然而，我们也注意到，有些小鼠在爬梯子的时候表现不稳定，可能需要进一步的训练和指导。
这表明不同小鼠在空间感知和运动协调方面存在差异，需要根据个体情况进行个别训练。
总的来说，这个训练实验为评估小鼠的智能水平提供了一种简单、有效的方法。
通过观察小鼠的进食、喝水和爬梯子等行为，我们可以获得对其学习能力和记忆力的初步了解。
在进一步研究中，可以将这种常规操作训练与其他认知任务相结合，深入探究小鼠的智能水平和认知能力。
小鼠的基本实验方法
⼩⿏的基本实验⽅法⼀、实验⽬的1．学会实验⼩⿏的抓取、固定和性别、年龄鉴定。
2．掌握⼩⿏的灌胃，⽪下、肌⾁、腹腔和尾静脉注射⽅法。
3．掌握⼩⿏的常规采⾎⽅法和处死法。
⼆、实验器材和动物弯剪⼀把，眼科弯⽆钩摄⼀把，单⾯⼑⽚⼀⽚，1ml注射器两个，5号针头两个，灌胃针头⼀个，⼤号平镊⼀把，棉签4～6根，腊块⼀个。
试管架⼀个，试管四⽀，细塑料导管⼀根，⼩培养⽫⼀个，⼲棉球若⼲，⼤头针若⼲。
75％酒精棉球，8％碘酒棉球。
⼩⿏两只(雌雄各⼀只)。
三、实验⽅法1．性别鉴定⼩⿏的性别主要靠观察动物肛门与⽣殖器之间的距离来区分，距离较远的为雄性，距离较近的为雌性(图2-1)。
图2-1 ⼩⿏性别鉴定：左侧为雄⿏，右侧为雌⿏2．年龄鉴定⼩⿏主要由专门实验动物饲养场供应，在那⾥每⼀种动物都有⽣长的背景记录。
⼀般在领动物时可直接向饲养员询问，也可根据体重年龄相关曲线(图2-2)间接查得。
图2-2 ⼤、⼩⿏年龄与体重间的关系3．灌胃操作者左⼿抓取并固定住⼩⿏。
使其头颈拉直，右⼿持接有灌胃针头的注射器，针头沿⿏右侧嘴⾓，顺着⾆下插⼊⼝咽，针头稍上撬便于通过⾷道进⼊胃⾥，这时⽅可给药。
药量为0.3ml，进针过程中，若动物有呕吐动作或强烈挣扎，则表明针头插⼊⽓管，这时，应及时退针，不可推药，待动物恢复安静后，再重复操作。
4．⽪下注射根据实验的需要，可以选择任⼀部位做⽪下注射，但⼀般都取背部、后肢和腹部等部位。
注射时，操作者左⼿抓取和固定动物，并暴露注射部位，右⼿持注射器，以约150⾓进针到⽪下后，针头压平，顺⽪下插⼊约1cm即可注射。
5．肌内注射⼩⿏的肌内注射多在⼤腿外侧肌⾁进⾏，⽽且注射液量很有限，⼩⿏⼀般最⼤注射量0.2-0.3ml，注射前需备⽪，左⼿固定动物，以150⾓刺⼊肌⾁，回抽⽆⾎即可推出药液。
6．腹腔注射这是最常⽤的给药⽅法。
把动物固定在左⼿掌内，右⼿持注射器，以150⾓由腹部外⽣殖器上0.5～1cm处进针，到⽪下后压平针头，在⽪下向前移动针头0.2～0.3cm后，再以450～600⾓刺⼊腹腔，若有明显的落空感即说明已进⼊腹腔，这时回抽⽆⾎⽅可注射。
小鼠实验操作
⼩⿏实验操作⼩⿏实验操作(⼀)、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物;2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的;3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异,选⽤具有明显反应的动物;4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度,选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物;5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物;6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物;7、在不影响实验⽬的与结果的前提下,选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物;8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
(⼆)、常⽤实验动物的特点1、⼩⽩⿏就是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖,且价廉,适⽤需要⼤量动物的实验,如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
2、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏,如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外,也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管,或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压与⼈相近,且稳定,现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
3、豚⿏就是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感,容易致敏,常⽤于平喘药与抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感,故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验,其乳头肌与⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验,研究抗⼼律失常药物的机理。
(三)、实验动物选择的注意事项由于动物对外界刺激的反应存在个体差异,在选择实验动物时,还应注意动物的年龄、体重、性别、⽣理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
⼆、实验动物的性别鉴别与编号(⼀)、实验动物的性别鉴别药理学实验常⽤的动物中,较⼤的动物(如家兔、猫、⽝等)可以从⽣殖器分辨其性别,⽽较⼩的动物(如⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏等)的性别鉴别,通常以肛门与⽣殖孔之间的距离来判断,距离近者为雌性,距离远者为雄性。
实验动物学实验报告,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验动物学实验报告,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
小鼠实验操作实验报告
1. 掌握小鼠的抓取、固定和给药等基本操作方法。
2. 学习观察小鼠的行为反应，了解药物对小鼠的影响。
3. 培养实验操作的规范性和准确性。
二、实验材料1. 小鼠：成年昆明种小鼠，体重20-25g，雌雄不限。
2. 实验器材：小鼠实验箱、手术器械、注射器、生理盐水、药物等。
三、实验方法1. 实验分组：将小鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。
2. 给药方法：实验组给予药物，对照组给予等量生理盐水。
3. 实验步骤：（1）抓取小鼠：用左手抓住小鼠尾部，用右手轻轻抓住小鼠背部皮肤，将其翻转至实验者面前。
（2）固定小鼠：将小鼠放在实验台上，用左手握住小鼠头部，右手握住小鼠尾部，轻轻将小鼠固定在实验台上。
（3）给药：将注射器插入小鼠的耳静脉，缓慢注入药物。
（4）观察小鼠行为反应：给药后，观察小鼠的行为变化，包括活动度、呼吸、瞳孔等。
四、实验结果1. 实验组小鼠给药后，活动度明显降低，呼吸减慢，瞳孔缩小。
2. 对照组小鼠给药后，活动度、呼吸和瞳孔无显著变化。
五、实验分析1. 给药后，实验组小鼠出现的行为反应，提示药物对小鼠具有一定的抑制作用。
2. 对照组小鼠给药后无显著变化，说明生理盐水对小鼠无影响。
1. 实验操作过程中，应严格按照操作规程进行，确保实验结果的准确性。
2. 抓取、固定和给药等操作要轻柔，避免对小鼠造成伤害。
3. 观察小鼠行为反应时，要全面、细致，避免遗漏重要信息。
七、实验总结本次实验通过观察小鼠给药后的行为反应，了解了药物对小鼠的影响。
在实验过程中，掌握了小鼠的抓取、固定和给药等基本操作方法，培养了实验操作的规范性和准确性。
同时，本次实验也提高了对实验动物福利的认识，为今后的实验研究奠定了基础。
八、注意事项1. 实验过程中，严格遵守实验动物福利法规，确保实验动物的权益。
2. 操作过程中，注意个人安全，防止意外伤害。
3. 实验结束后，妥善处理实验器材和实验动物，保持实验室环境卫生。
九、参考文献[1] 张华，李明. 小鼠实验操作教程[M]. 北京：科学出版社，2015.[2] 王晓东，张晓红. 小鼠实验技术[M]. 北京：人民卫生出版社，2013.。
小白鼠的基本操作技术实验报告
小白鼠的基本操作技术实验报告小白鼠是实验室中常用的实验动物，因其生殖周期短、繁殖能力强、易于饲养等特点，被广泛应用于医学、生物学、药理学等领域的研究中。
在进行小白鼠实验时，基本操作技术是非常重要的，本文将从小白鼠的饲养、标记、注射、取样等方面介绍小白鼠的基本操作技术。
一、小白鼠的饲养小白鼠的饲养是实验的基础，只有健康的小白鼠才能进行实验。
小白鼠的饲养需要注意以下几点：1. 饲料：小白鼠的饲料应该是高质量的，含有足够的营养成分。
一般来说，实验室中使用的饲料是专门为小白鼠设计的，可以满足小白鼠的营养需求。
2. 饮水：小白鼠需要充足的饮水，因此需要给小白鼠提供干净的饮水。
实验室中一般使用自来水或者经过过滤的水作为小白鼠的饮水。
3. 温度和湿度：小白鼠需要适宜的温度和湿度，一般来说，小白鼠的饲养环境温度应该在20-26℃之间，湿度应该在40-60%之间。
4. 环境卫生：小白鼠的饲养环境需要保持干净卫生，定期更换饲料和饮水，清理笼子和废弃物等。
二、小白鼠的标记在进行小白鼠实验时，需要对小白鼠进行标记，以便于对不同小白鼠进行区分。
小白鼠的标记方法有以下几种：1. 耳标：耳标是最常用的小白鼠标记方法之一，可以通过在小白鼠的耳朵上打孔或者剪下一小块耳朵来进行标记。
2. 尾标：尾标是另一种常用的小白鼠标记方法，可以通过在小白鼠的尾巴上打结或者剪下一小段尾巴来进行标记。
3. 毛发染色：可以通过染色剂将小白鼠的毛发染成不同的颜色来进行标记。
三、小白鼠的注射在进行小白鼠实验时，需要对小白鼠进行注射，以便于给小白鼠注入药物或者其他物质。
小白鼠的注射方法有以下几种：1. 腹腔注射：腹腔注射是一种常用的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的腹部注射药物或者其他物质。
2. 尾静脉注射：尾静脉注射是另一种常用的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的尾部注射药物或者其他物质。
3. 皮下注射：皮下注射是一种比较简单的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的皮下注射药物或者其他物质。
小鼠解剖实验报告
篇一：实验动物学实验报告实验动物学实验报告一、实验动物：小鼠二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。
三、具体操作一、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于使劲，以避免惊吓小鼠。
左手从小鼠身体后部向前抓(以避免小鼠向后缩咬伤自己) ，抓住小鼠颈部。
固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽可能将小鼠背部皮肤抓住。
左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。
二、固定：通常利用固定器进行固定。
将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部份装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。
3、编号：编号方式有两种：①剪脚指编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚指从左至右挨次编为 1~10 号，剪 10 号脚指加 1~9 号脚指挨次编为 11~19 号，在上的脚指挨次编为 20,30,40,50,60,70,80,90 号，其余编号与 11~19 号类似。
②打耳钉编号：耳钉上均有惟一编号，通过利用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。
实验时通常利用的是第一种方式进行编号，第二种编号通往往利用于需要长距离运输的动物。
4、给药：往往利用的给药方式有：①口服给药：即灌胃。
将注射器装入药物溶液，装上灌胃针(灌胃针有直头和弯头两种，区别不大) 。
如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽可能呈向来线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧徐徐插入(维持刻度在自己能看到的位置)，顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃进程中若是碰到妨碍必然要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以避免伤及小鼠食道和肺部。
灌胃针顺利进入后大体与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道徐徐掏出灌胃针。
②静脉注射：小鼠尾部有 3 条静脉和 1 条动脉， 3 条静脉非别位于背部，及双侧。
静脉注射时普通选取双侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。
将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。
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• 要求：辨识各个器官，观察正常大小、形状、色泽、 表面形态。
小鼠皮肤移植试验、卵巢摘除术
近交系小鼠皮肤移植试验
• 一、动物
•
KM小鼠2只（1雌1雄）
• 二、方法：
•
尾-背植皮法
•
尾-尾植皮法
近交系小鼠皮肤移植试验
• 三、步骤
• 1、异体尾-背植皮法
• （3）尾静脉注射
小鼠的基本实验操作
• 6、采血
•
（1）眼眶后静脉丛采血
（2）眼球摘除采血
• 7、麻醉
•
2%水合氯醛，20ml/kgBW，腹腔注射
8、处死
•
颈椎脱臼
•
过量麻醉
小鼠的基本实验操作
• 9、解剖
腹腔：肝脏、胃、肠道、胰腺、脾脏、肾脏、肾上腺、 输尿管、膀胱；卵巢、输卵管、子宫；睾丸、附睾、输精 管。
• （2）在肾脏下方找到卵巢和子宫角，游离卵巢并摘除 • （3）消毒，缝合 • （4）按上述方法摘除右侧卵巢
豚鼠和兔的一般实验操作
豚鼠的一般实验操作
• 1、豚鼠的抓取和固定
• 2、豚鼠的性别鉴定
• 3、注射给药
• （1）皮下注射
•
皮肤松弛部位（如下腹部两侧）
• （2）肌肉注射
•
肌肉丰富而无大血管通过的部位（如臀部、大腿外侧）
• 1、抓取和固定
• 2、性别鉴定
兔的一般实验操作
• 3、给药
• （1）灌胃 • （2）耳缘静脉注射
• 4、采血
• （1）耳缘静脉采血
•
每次采血量1～5ml
• （2）心脏采血
•
一次可才全血量的1/6~1/5，一周后可重复采血。
•
致死采血量：50～100ml
兔的一般实验操作
• 5、处死
• 空气栓色法
小鼠的基本实验操作
• 3、编号
•
苦味酸，背部，
• 逆毛发生长方向
• 4、去毛
•
脱毛剂：8%Na2S,自毛发根部涂抹
小鼠的基本实验操作
• 5、给药
• （1）灌胃法
•
固定小鼠，保持头颈部竖直
•
口角进针，紧贴咽后壁进入消化道
•
进针2/3后灌生理盐水0.5ml
• （2）腹腔注射
•
下腹部两侧进针，针与腹部成45〫
• （1）麻醉 固定 • （2）受体小鼠，背部剪毛（1.5cm×1.5cm），酒精消毒，
去皮（0.3cm×0.3cm） • （3）供体小鼠，酒精消毒尾部，尾背部剪皮
（0.5cm×0.5cm） • （4）供体皮片覆盖受体背部方洞 • （5）1～3周后观察结果
近交系小鼠皮肤移植试验
• 2、自体尾-尾植皮法
•
20～40ml空气，急性循环衰竭
• 6、解剖
腹腔：肝脏、胃、肠道、圆小囊、胰腺、脾脏、肾脏、 肾上腺、输尿管、膀胱；卵巢、输卵管、子宫；睾丸、附 睾、输精管。
胸腔：肺、心脏。胸腔纵隔。
颈部：甲状腺。颈部N：迷走、交感、减压N。
小鼠的基本实验操作
小鼠的基本实验操作
一、实验目的
通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠 的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻 醉、处死。
二、实验动物
KM小鼠4只（2雌2雄）
小鼠的基本实验操作
三、操作
1、抓取和固定
2、性别鉴定
雄性：阴囊；生殖器与肛门之间距离长，毛发密 雌性：生殖器与肛门之间距离短，毛发疏（无毛小沟）
• （1）麻醉 固定 • （2）上一供体小鼠尾背部创面的下方取皮片
（0.5cm×0.5cm） • （3）旋转180〫，覆盖在创面上 • （4）1～3周后观察
小鼠卵巢摘除术
• 方法：
• （1）雌性小鼠（已麻醉），右侧卧位，以左腹外侧区 （左肋弓下缘）为手术区，剪毛，酒精消毒，沿腹中线平 行切开1cm
• （3）腹腔注射
豚鼠的一般实验操作
• 4、采血
•
心脏采血法
•
胸部左侧（偏中）3～4肋间，心脏搏动最强处进针，进针
后注意往回抽
• 5、解剖
腹பைடு நூலகம்：肝脏、胃、肠道、胰腺、脾脏、肾脏、肾上腺、 输尿管、膀胱；卵巢、输卵管、子宫；睾丸、附睾、输精 管。
胸腔：肺、心脏。
颈部：甲状腺。
头部：开颅取脑。
兔的一般实验操作