动物实验的基本方法
药理学动物实验基本方法
右手拿注射器， 针尖的斜面朝 上，将针 头从远心端插 入血管
回抽有血即可
注射，拔针后 用棉球止血
豚鼠可用足 背静脉注射
实验动物的 给药.MPG
二、实验动物的采血
1 尾尖采血
眼眶静脉丛采血
2
断头采血 腹主动腹脉主动采脉血采血 心脏采血 静脉采血
3 4 5 6
1
尾尖采血
方法：固定动物并露出鼠尾，将尾部在45℃的温水中 浸泡数分钟（或以二甲苯棉球涂擦），使尾部血管扩 张。将鼠尾擦干，用锐器切去尾尖0.3～0.5cm，让血 液滴入盛器或直接以血红蛋白吸管吸取。 对象：大、小鼠 特点：小量采血，可以多次采血。
药理学动物实验基本方法
药学院药理学科组
Contents
1 实验动物的捉持与给药 2 实验动物的采血 3 实验动物的编号和分组 4 实验动物的麻醉
一、捉持与给 药
小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 犬
•小鼠的捉持
1、用右手拇指 和食指捏住小鼠 尾巴中部将小鼠 提起，放在饲养 合的面罩上。
用左手拇指和 食指迅速、准 确地捏住小鼠 的两耳后及颈 背部的皮肤， 将小鼠提起。
笼或大小鼠固定 器的孔拉出鼠尾 巴
用左手捏住鼠 尾巴中下部， 用75％
酒精棉球反 复擦拭尾部
大鼠亦可用 舌下静脉注
射
注射时，以左 手拇指和中指 捏住鼠尾两侧， 用食指从下面 托起尾，
右手持4号针 头的注射器， 使针头与
静脉平行 （小于30度角）
•静脉注射给药——犬
前肢皮下头静脉 或后肢小隐静脉 注射 。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架
内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
动物学的研究方法
动物学的研究方法动物学是生物学的一个分支，研究动物的形态、解剖、生理、生态、进化以及行为等方面。
在动物学的研究中，有许多不同的方法被用来进行观察、实验和分析。
下面将介绍一些常用的动物学研究方法。
1. 观察法：这是最基本的研究方法之一，通过观察动物的行为、外貌、栖息地和互动等方面来了解动物的特征和行为模式。
观察可以是直接观察，也可以是通过使用摄像机等设备进行间接观察。
观察可以在野外进行，也可以在实验室中进行。
2. 标记再捕法：这种方法常用于研究动物的迁徙、种群密度和个体生长等方面。
首先，对动物进行标记，例如附着颜色环、植入芯片或尾部标记等。
然后，在一段时间后再次捕获被标记的动物，通过记录标记的变化来分析和计算各种参数。
3. 统计学方法：统计学在动物学的研究中起着至关重要的作用。
通过收集大量的数据，并使用合适的统计方法进行数据分析，可以从中得出结论和推理。
统计学方法可以用来比较不同动物群体之间的差异性、预测种群的变化趋势等。
4. 实验法：实验法在动物学研究中广泛应用。
通过对动物进行有控制的实验，可以研究动物的行为、生理、生态等问题。
实验可以在实验室中进行，也可以在野外进行。
实验可以是对特定因素的处理实验，也可以是对不同处理组之间的对比实验。
5. 内窥检查法：内窥检查法可以用来观察动物的内部结构和器官，对于研究动物的解剖结构和生理机能非常重要。
内窥检查法包括使用显微镜观察细胞和组织、X射线检查或CT扫描观察骨骼和内脏器官等。
6. 生态学方法：生态学方法是研究动物与环境相互作用的重要手段。
这些方法包括调查研究、生境模拟实验和数学模型等。
通过这些方法，可以了解动物在特定环境中的适应性、种群动态和生态位等。
7. 分子生物学方法：分子生物学方法在动物学的研究中扮演着重要的角色。
这些方法包括DNA测序、PCR技术、基因表达分析等。
通过分子生物学的方法，可以对动物的遗传特征、亲缘关系和进化历史进行研究。
8. 社会调查：社会调查是研究动物社会行为的重要方法。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验基本方法
1. 麻醉之前应禁食，准确称量动物体重，作为计算麻醉剂用量的依据。 2. 应注意不同麻醉药对动物的作用是不同的，如戊巴比妥钠、硫贲妥钠等能抑 制心肌收缩力，使肌肉松弛，而氯胺酮则相反。 3. 大动物犬、猴、羊等麻醉前半小时应注射麻醉前给药如阿托品和苯巴比妥钠。 4. 静脉注射麻醉药是必须缓慢，边注射边观察动物。 5. 在麻醉过程中密切观察动物的反应，动物在麻醉期间体温下降，应注意保温。
抓取注意点
不要轻易使用长柄铁钳，钳伤造成的伤害 会使它对你更加恐惧，影响以后实验的 进行。 抓取后用绳子将嘴绑住。
家兔的抓取
狗嘴的捆绑方法
二、实验动物的麻醉方法
实验动物的麻醉方法
对实验动物进行麻醉的目的是：消除实验过程中引起的痛苦和不适， 确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行，是动物实验伦理的一个 重要方面。 应结合实验目的、实验动物种类、日龄及健康状况等因素进行综合考 虑，决定选用的麻醉剂和麻醉方法。 麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉两种。在实验动物的麻醉中绝大多数 采用全身麻醉。
2～4小时。 对呼吸和神经 影响小，但可 降低血压 2～4小时。 注射后作用迅 速，一般最常 用，肌松不够 完全。 约半小时。
戊巴比妥钠 （1～4％）
30～40（ip） 45～50（ip） 40～50（ip） 40～50（ip） 20～25（iv）
硫喷妥钠 （2～4％）
30～40（iv）
实验动物的麻醉方法
三、实验动物血液的采集方法
实验动物血液的采集方法
1、大鼠、小鼠的采血方法
剪尾采血 眼眶后静脉丛采血 颈(股)静脉或颈(股)动脉采血 摘眼球采血 断头采血 心脏采血
尾部采血
心脏采血
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
动物实验基本方法
动物实验基本方法动物实验是指在动物身上进行科学研究和测试的一种方法。
在科学研究和医学领域，动物实验被广泛应用于了解生物学、发展新药和治疗方法等。
本文将会介绍一些动物实验的基本方法。
一、动物选择：科学家选择合适的动物作为实验对象是非常重要的。
一般而言，实验动物应当具备相似的生理机制、解剖结构和基因组，以便能够从实验结果中推断出类似的人类反应。
常见的实验动物种类包括：1. 小鼠（Mus musculus）：小鼠作为最常见的实验动物之一，由于其生命周期短、繁殖力强和容易培养等特点而受到了广泛的关注。
并且，小鼠的基因组序列已经被完全测序，对于基因研究尤其有用。
2. 大鼠（Rattus norvegicus）：大鼠在细胞和生理学研究方面是非常有用的动物模型。
其体型较大，便于手术操作，可以进行较复杂的实验。
3. 斑马鱼（Danio rerio）：斑马鱼是一种常见的实验室鱼类，其胚胎发育透明且发育迅速，非常适合于观察胚胎发育和研究神经生物学等方面的实验。
4. 猴子（Macaca mulatta）：猴子是一种具备较高级别智力和更接近人类的物种。
由于其生理和行为特征与人类较为相似，因此在神经科学和行为研究中常被使用。
二、实验设计：实验设计是动物实验中的关键步骤之一、良好的实验设计有助于减少误差，并使实验结果更加准确可靠。
常见的实验设计方法包括：1.随机化：实验对象应按照随机分组的方式进行分配，从而降低结果的偏差。
2.对照组：对照组是指接受安慰剂或不进行实验处理的动物。
通过与对照组对比，可以分析出实验处理的效果。
3.单盲和双盲实验：单盲实验是指实验操作人员知道实验组和对照组的信息，而动物不知道；双盲实验指既实验操作人员也不知道实验组和对照组的信息。
三、实验操作：1.麻醉和麻醉恢复：在进行一些手术或实验操作时，需要使用麻醉剂将动物麻醉。
麻醉剂的选择应根据实验的需要和动物的种类来决定。
在实验结束后，需要观察动物是否完全恢复麻醉，并提供必要的恢复护理。
动物实验基本操作 图文
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
01.02.2020
实验动物中心 23
2．固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗棉绳活结绑住， 拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹 固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
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实验动物中心 15
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观 察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固 定动物的方法依实验内容和动物种类而定。抓取固定动物 前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既 要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓 取固定动物的目的。
编号的原则是：先左后右， 从上到下。一般把涂在左前 腿上的计为1号，左侧腹部计 为2号，左后腿为3号，头顶 部计为4号，腰背部为5号， 尾基部为6号，右前腿为7号， 右侧腰部为8号，右后腿计 为9号。
01.02.2020
实验动物中心 31
若动物编号超过10或更大数字时， 可使用上述两种不同颜色的溶液， 即把一种颜色作为个倍数，另一 种颜色作为十位数，这种交互使 用可编到99号，假使把红的记为 十位数，黄色记为个位数，那么 右后腿黄斑，头顶红斑，则表示 是49号鼠，其余类推。
01.02.2020
实验动物中心
4
动物实验的方法很多，如有生理学的动物实验方法；病 理生理学的动物实验方法；药理学的动物实验方法；病 理解剖学、组织学的动物实验方法；微生物学和免疫学 的动物实验方法等等。下面举一些动物实验的常用方法：
01.02.2020
实验动物中心
动物实验基本操作技术
2. 家兔
• 一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部 或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。
兔手术固定台
实验动物的编号方法
1.ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ染色法 2. 耳缘剪孔法 3. 挂牌法 4. 烙印法
1、染色法：浅色动物
➢3～5％苦味酸溶液（黄色） ➢0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） ➢2％硝酸银溶液（咖啡色，涂后光照10分钟） ➢煤焦油乙醇溶液（黑色） ➢甲紫（龙胆紫）溶液（紫色）
给药方法：耳缘静脉注射
麻醉具体操作：
前1/2快速推入，使动物能顺利、快速地渡 过兴奋期；后1/2速度宜慢，且边注射边注 意观察动物的生命体征变化，当确定已达到 麻醉效果时，即停止给药，不必急于将剩余 的麻醉药物全部推入。
麻醉成功标志
呼吸变深变慢 角膜反射迟钝 或消失 肢体肌肉松弛
疼痛反射消失
机能实验学常用手术方法
兔灌胃法
器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头
部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
插管技术的基本步骤
1. 动物称重、麻醉、固定。 2. 插管部位皮肤去毛、备皮。 3. 皮肤切开。 4. 皮下组织结构的分离。 5. 目标器官或组织结构的游离。 6. 导管的插入或固定。
家兔颈部神经和血管的解剖位置
迷走神经
交感神经
减 压 神 经
气管插管术
1、麻醉固定、颈部 皮肤去毛、备皮
动物实验基本操作技术
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loose skin behind the ears by the thumb and
forefinger
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4
Push the mouse into the restrainer
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5
Leave the tail of the mouse outside the cover of the restrainer
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16
Sexing Rat- the distance between the anal and
genital orifices is greater in the male (left)
compared to the female (right)
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17
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18
A female rabbit
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A male rabbit 19
三.动物的编号、标记及去毛方法
动物的编号与标记： ✓ 常用的标记液：
①3%~5%苦味酸溶液（黄色） ②0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） ③2%硝酸银溶液（咖啡色，涂后需光照10分钟） ④煤焦油酒精溶液（黑色）
标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、 脚上 实验动物：犬、猴
烙印法
剪毛法
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22
•实验动物被毛的去除方法
1. 剪毛法 2. 拔毛法 3. 剃毛法 4. 脱毛法 常用的化学药品：硫化钡（BaS）、硫化钠 （NaS）、硫化钙（CaS）
四. 动物的麻醉方法
✓ 常用的麻醉剂 1. 挥发性麻醉剂:乙醚、氯仿等 2. 非挥发性麻醉剂：苯巴比妥钠、戊巴比 妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，盐 酸氯胺酮、水合氯醛等 3.中药麻醉剂：洋金花、东莨菪碱等
④注意保持动物的呼吸道的通畅.
五.动物的给药途径和方法
实验动物的给药方法主要分为注射法 和投入法两种，注射法又分为：皮下注射、 肌肉注射、腹腔注射、脑膜下注射、脑内注 射、胸腔内注射、腰椎内注射、静脉注射、 关节腔注射和心内注射等方法，投入法可分 为：鼻腔内投入、胃腔内投入、肠管内投入、 气管内投入以及经口腔投入。
家兔 30
40
狗
30
IV
25
IP
50
IV
20
IP
40
IV
20
IP
55
IV
20
IP
IV
25
I.V.
22-44 IM
IP
IV
22-44 IM
IP
IV
22-44 IM
IP
IV
22-44
IV
400 IP -
-
300 IP 0.75 IP
200- IP 1.5
IP
300
1.0
IV
IP
125
IV 1.0
IV
猪
<45k 30-20 IV
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6
Let the rat relaxes on the top of the lid.
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7
Stretch the body of the rat by pulling up it’s
tail and then cover the rat with a towel by
your left hand
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8
Fold the skirts of towel under the rat from all
directions
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9
Grasp up the left hindlimb of the rat to expose the abdomen
✓ 编号原则：
先左后右，从前到后。
左前肢记为1号，左侧腹部为2号，左后 肢3号，头顶部为4号，腰背部5号， 尾基部6号，右前肢7号，右侧腹部8 号，右后肢9号。编号超过10时，可使 用两种不同颜色的溶液，把一种颜色 作为个位数，另一种为十位数。
穿耳孔法 用专用耳空器在动物耳朵不同部位
打一小孔或缺口表示一定号码的方法，原 则是：左耳代表十位，右耳代表个位。实 验动物：兔、犬、猪
10-9
IV
10-15 IM
g>45 15
IV
5
IV
10-15 IM
kg
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26
✓ 麻醉注意事项: ①静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、
角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显 减弱或消失时，停止注射。
②麻醉时要注意保温。保温方法有：实验桌内 装灯，电褥，台灯照射等
③作慢性实验时，在寒冷季节，麻醉剂在注射 前应加热至动物体温水平。
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10
•豚鼠的抓取与固定
✓ 抓取方法 ✓ 固定方法
徒手固定 固定板固定
抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 否则易造成肝破裂而引起死亡
•家兔的抓取与固定
✓ 抓取方法 ✓ 固定方法
徒手固定;盒式固定;台式固定
•犬的抓取与固定
✓ 抓取方法 ✓ 固定方法
慢性试验中犬的固定方法 急性试验中犬的固定方法:头部的固定;四肢
第九章 动物实验的基本操作技术
遵循动物保护、保证动物福利的原则 不造成动物的应激反应和伤害 不造成动物实验人员自身的伤害
确保实验结果的准确可靠
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2
一. 实验动物的抓取和固定
大、小鼠的抓取和固定 ✓ 抓取方法 ✓ 固定方法:
徒手固定;固定板固定;固定架固定;简易固定
Placing a mouse on a cage lid and grasping the
Slight pressure is applied to the external genitalia to expose the vulva of a female bunny
Slight pressure is applied to the external genitalia to expose the penis of a male bunny
固定
二、性别鉴定
一般情况下，哺乳类动物性别依据动物的 肛门与外生殖器之间的距离加以区分。雄 性要比雌性的距离更长。
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ห้องสมุดไป่ตู้
15
Sexing mice - The distance between the anal and genital orifices is greater in the male (left) compared to the female (right).
✓ 动物的麻醉方法 1．全身麻醉
①吸入法: ②腹腔和静脉给药麻醉法 2.局部麻醉:盐酸普鲁卡因、盐酸可卡因
常用麻醉药的剂量及注射途径
种 类
戊巴比妥
硫贲妥钠
mg/kg 途径 mg/kg
途径
盐酸氯胺酮
mg/kg 途径
水合氯醛
乌拉坦
mg/k 途径 mg/k
g
g
小鼠 35
50
大鼠 25
50
豚鼠 30
40