动物实验的常用技术1

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3.耳孔法 专用打孔机,兔耳打一小孔. 用滑石 粉抹在打孔局部防止孔口愈合。
(三)犬 将号码打在金属牌上,固定在犬颈的链条上。也 可在犬右前背部的皮毛上剪出号码。此法编号清 楚、可靠,便于观察。
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第三节
实验动物被毛的去除方法
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有些操作需要去除动物局部的被毛.去除的方法 有机械法、化学法和拔毛法。机械法又分剪毛法 和剃毛法, 前者需用弯头手术剪,后者需剃毛刀或 电动剃刀。化学法需预先准备好脱毛剂。
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第二节
实验动物随机分组、编号及标记
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在实验中为了观察各个动物的情况,实验前必 须对实验动物进行随机分组并编号、标记,使实验 者能识别每一只动物。
一、随机分组方法 实验设计的基本原则：随机、对照、重复等, 主要是统计学设计问题，将在开设的“实验药 理学”课程中讲述, 这里只简要介绍随机分组 和对照的基本概念。
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1.盐酸普鲁卡因 盐酸普鲁卡因(procaine),安 全,显效快,但失效也快。注射后1~3min 内产生 麻醉,可维持30~45 min。其副作用是在大量药 物被吸收后, 表现出中枢神经系统先兴奋后抑制。 此种副作用可用巴比妥类药物预防。
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2. 丁卡因 丁卡因（dicain）局部麻醉效力比普 鲁卡因强10倍, 吸收的毒性作用也相应增强, 能穿 透粘膜, 作用迅速, 1~3 min发生作用, 持续60~90 min。
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麻醉
局部麻醉 全身麻醉
气体吸入 注射麻醉
麻醉方式、麻醉剂及麻醉剂量的选用,依 实验目的、动物种类、年龄和动物健康状 况不同而异(表3-1)。
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一、全身麻醉
(一)气体吸入法 多选用乙醚，其优点是安全范围大，肌肉能 完全松驰，对肝和肾毒性小，麻醉的诱导期和苏 醒期较长，但副作用是对呼吸道黏膜刺激性强， 胃肠道反应发生率较高。
操作时应注意动物的反应, 插灌胃针勿太猛。
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二、注射给药法
动物注射给药方法有： 皮内注射、皮下注射、肌内注射、静脉注射、 腹腔注射等。
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(一)皮内注射 皮内注射（intradermal injection，id）是将 药液注入表皮与真皮之间。操作时, 先剪净局部 被毛, 消毒, 用左手的拇指和示指把皮肤捏成皱襞 。
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操作较为简易, 一般用背部、腋下、侧腹或 后腿的皮下. 操作时先消毒注射部位, 提起皮肤, 注射针头与皮肤呈钝角角度刺入皮下。
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(三)肌内注射 肌内注射(intramuscular injection, im) 肌 肉注射,应选择肌肉发达、血管丰富的部位, 固定 动物—剪去局部位被毛—皮肤消毒—注射器与肌 肉成60º角—一次刺入肌肉内。回抽针栓, 如无回 血则可注药. 注射完毕要用手指轻轻按摩注射部位 , 帮助药液吸收。
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豚鼠另一种抓取方法：把左手的食指和中指 放在颈背部的两侧, 拇指和无名指放在肋部, 分 别用手指夹住左右前肢抓起来。反转左手, 用右 手的拇指和食指夹住左右后肢,使鼠体伸直成一 条直线。其他方法可参考大鼠的操作。
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四、家兔的抓取与固定
家兔体小力弱, 胆小怕惊, 易于驯服, 一般不 会咬人, 但脚爪较锐利。
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其他动物可参照此法进行 家兔的腹腔注射部位在下腹部近腹白线两侧 约1cm处； 豚鼠、猫的腹腔注射部位与鼠类相同； 狗在腹白线侧边1~2cm。
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(五)静脉注射 静脉注射（intravenous injection, iv）选择 注射的血管部位。只限于液体。 1.尾静脉注射 主要用于大鼠和小鼠。鼠尾有 3条静脉(上、左、右),其中左、右两侧的静脉较 易固定，常被选用。
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兔和猫乙醚麻醉箱
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(二)腹腔或静脉给药麻醉 多选用戊巴比妥钠,操作简单,常用。 ※腹腔给药麻醉多用于小鼠、大鼠、豚鼠、沙 鼠。大鼠用戊巴比妥钠, 45mg/kg，ip ※静脉给药麻醉多用于家兔、狗较大的动物。 表3-1列出吸入非、浸润麻醉和阻断麻 醉等，使用最多的是浸润麻醉。即将麻醉药注 射于皮内、皮下组织或手术野深部组织,以阻断 局部的神经传导，使痛觉消失。常用的局部麻 醉剂有以下几种：
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另一种标记法:
左前腿 1 左腰部 2 左后腿 3 头 部4 背 部5 尾根部 6 右前腿 7 右腰部 8 右后腿 9
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若动物编号超过10或更大数字时, 可使用 两种不同颜色的染料,如把红色定为十位数,黄 色定为个位数。
例如在左前腿上标记红色和黄色斑点，表 示为11; 头顶红色斑点，右后腿黄色斑点，则 表示49号，依次类推。
对照的形式：空白对照、实验对照、配对对照、 标准对照等。
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二、实验动物的编号及标记
(一)小鼠及大鼠 一般用染料涂抹被毛进行标记，常用的涂染药品 有： 红色:0.5%中性红或品红溶液。 黄色:3%~5%苦味酸溶液或80%~90%苦味酸酒 精饱和液。 咖啡色：2%硝酸银溶液。 黑 色：煤焦油的酒精溶液; 蓝黑墨水。
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大鼠
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小鼠
昆明小鼠
ICR小鼠
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家兔
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(日本)大耳白兔
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豚鼠
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比格犬(Beagle 犬)
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第一节
实验动物的抓取与固定
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抓取与固定动物的目的:使动物安静状态便于进 行各项实验。抓取与固定动物原则: 保证实验人员 安全,防止动物意外损伤,禁止采取粗暴的动作。 稳、准、牢, 但不狠。
抓取固定的方法依动物种类而定,抓取固定前, 须对所用动物的习性有所了解,操作时既要小心仔 细, 又要大胆敏捷。
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(一)剪毛法 为最常用的方法。 固定动物—用水湿润剪毛部位—用手指绷紧 局部皮肤—用弯头手术剪紧贴动物皮肤,按序 将被毛剪去。 注意不能用手提着皮剪毛,否则易剪破皮肤。
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(二)剃毛法 在大动物常采用 温肥皂水浸润局部被毛—用剃刀顺被毛方 向—剃毛。 用电动剃刀,则逆被毛方向剃毛。 (三)拔毛法 兔耳缘静脉注射或采血时常用。 固定动物—用手指拔去局部被毛。
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（四）脱毛法 此种方法常用于局部皮肤刺激实验、观察局部
血循环或其他各种病理变化时。 常用脱毛剂有：
碱类：硫化钠、硫化钙、硫化锶、硫化钡、三硫化二 砷。目前市场上一些脱毛化妆品, 对动物也有较好的脱 毛效果, 如四肢净肤露、脱毛霜、特效脱毛露等。
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第四节
实验动物的麻醉方法
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为了使动物保持安静，便于顺利完成操作， 同时也由于伦理学的原因，在进行动物实验时, 常对动物进行必要的麻醉。
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一、小鼠的抓取与固定
小鼠属于小型啮齿类动物, 性情比较温顺, 易于抓捕,一般不主动咬人。不论采用什么方法 抓取时都要注意,如过分用力,会使小鼠窒息或 颈椎脱臼; 但用力太小, 小鼠头部能反转过来咬 人。
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当进行解剖和手术等操作时,必须固定小鼠. 首 先仰卧位(必要时先麻醉)—四肢和两上门齿固 定在小鼠固定板上。如不麻醉,可将小鼠放入固 定架里,固定好架的封口。
3. 利多卡因 利多卡因（lidocain）起效快, 作用 强而持久, 穿透力也较强. 常用于表面、浸润、传导 麻醉和硬脊膜外腔麻醉, 通常用0.5%~1%的浓度。
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第五节
实验动物的给药途径与方法
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最常用的给药方法： 经口法给药 注射法给药 其他给药方法
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一、经口给药法
经口给药分自动口服给药和灌胃给药两种方式： 1.自动口服给药（per os，po）混入饲料或饮水 ,自动摄取。 2.灌胃给药（by gavage）用灌胃器。准确、给 药时间药量,但有机械性损伤和心理影响,要求熟练 掌握灌胃技术。
抓取家兔—颈背部的皮—左手托住臀部, 使重 量集中在左手上。
避免用手抓兔耳提起, 因兔挣扎, 容易抓不稳脱 手而摔伤动物。
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家兔的固定分为盒式及台式两种： 盒式固定器:注射、采血用 台式固定器:作呼吸、血压测定和手术时用 经口给药时,可用手固定方法是：
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五、犬的抓取与固定
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针头与皮肤呈30º角, 沿皮肤表浅层刺入皮肤 内。注意使针头的横断面朝上; 进针要浅, 避免 进入皮下。
注射成功则在注射处出现白色小皮丘, 同时 因注射部位局部缺血, 皮肤上的毛孔极为明显。 注射完毕不要马上拔针, 以免药液从针孔漏出。
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(二)皮下注射 皮下注射(subcutaneous injection, sc) 是将药物注入真皮之下。
犬性情凶恶、咬人,但通人性.抓取前最好先进 行驯服.驯服的犬更容易抓取。
抓取时, 首先抚摸犬颈背部皮肤,然后
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在进行静脉注射和采血时, 可将犬放在操 作台上。
头部—头固定器。四肢固定法与家兔相同。
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六、猕猴的抓取与固定
在小笼内者用短柄网罩捕 在室内或大笼内捕捉时,用长柄网罩。 最好一次罩住,受惊吓后第二次捕捉更为困难。
如进行小鼠尾静脉注射或采血时,将小鼠装入 小鼠固定盒内或扣在烧杯内,使其尾巴外露进行 操作。
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二、大鼠的抓取与固定
大鼠牙齿尖利,性情较凶猛,一旦被咬损伤较大, 故抓取时须小心,可戴棉线手套。
抓取方法同小鼠。
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用左手？ 用右手？
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当进行心脏采血、解剖和手术等操作时,必须固 定大鼠。
麻醉→仰卧位→用线绳将四肢及上门齿→固定在 固定板上。
第三章
动物实验的常用技术
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随着科学技术的发展, 动物实验已成为医药学 研究的重要手段。不同学科使用实验动物的目的 可能不同,但动物实验中一些基本操作技术具有共 性。
动物实验的操作技术已成为科研和教学中的重 要手段,操作正确与否,直接影响实验结果。因此, 掌握动物实验的常用技术十分必要。
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本章主要介绍使用小鼠、大鼠、家兔、豚鼠、 猫、狗等进行实验的一些常用操作技术。
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(四)腹腔注射（ip） 是小鼠、大鼠常用的注射方法，腹膜面积大 ，药液进入腹腔后容易扩散、被吸收。 小鼠腹腔注射—手固定动物—腹部朝上, 右手 持针, 在下腹部腹白线稍向左的位置, 从下腹部 朝头的方向平行刺入皮肤。针尖穿过腹肌进入腹 腔后抵抗感消失。回抽针栓, 如无血液或异常液 体, 可缓慢注入药液。
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操作前, 先大致测从口腔至胃的长度,估计灌胃 针头插入的深度。成年动物灌胃针插入食道的深 度一般是：
小鼠——3cm 大鼠或豚鼠—5cm 家兔——15cm 犬——20cm
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操作时用手固定头部—动物保持垂直体位—强 迫张口—灌胃针的前端放进口腔—压舌根—顺上 腭插入咽部—沿咽后壁—插入食道。
如不麻醉,可将大鼠置于固定架里,固定好架的封口。 如需进行尾静脉采血或注射时,可将大鼠置于固定 器内,使鼠尾留在外面进行操作。
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三、豚鼠的抓取与固定
豚鼠性情温和，一般不伤人，但胆小易惊， 抓取时必须稳、准和迅速。
成年豚鼠用左手迅速抓住鼠背肩胛上方,以拇 指和食指形成的环握住颈部,用另一只手托住臀 部即可。
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1.随机分组的原则 统计学要求若干实验组 的条件都应完全相同,但事实上不可能完全做 到。
减少差异的办法：实行严格随机分组原则,而 不受主观意愿因素的影响。
随机分组的具体方法：抽签、摸球、掷硬币 等, 最好使用随机数字表。
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2.对照的作用 减少和抵消非处理因素的干 扰, 以便分析处理因素的作用。
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小鼠还可用耳打孔或剪耳缘法来标记号 码。
也可以用足指切断法来标记号码。
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(二)家兔及豚鼠 1.烙印法 用号码烙印钳, 烙印在兔、豚鼠 的耳朵上。烙印前消毒耳朵, 烙印后涂抹溶于酒 精的黑墨或煤烟。 2. 染色法 染色剂同小鼠、大鼠的染色法。 另一方法是用2%硝酸银溶液，在动物右侧背部 涂写上号码。涂写后在日光下暴露10min左右, 可见清晰的咖啡色号码。
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最常使用苦味酸酒精饱和溶液 涂抹方法：毛根部 对在同一笼内的鼠, 采用从前到后, 先左后右的 编号原则。 一般一个鼠笼内饲养5、6只鼠时, 即可标记为
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左前腿 1 右前腿 2 左后腿 3 右后腿 4 头5 尾 部6
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鼠数量再多时, 也可使用背部及左、右腰 部等处。
不同的组别使用不同的颜色加以区分。当 组别多时, 再配合其他颜色，重复使用上述 的标记, 以此类推。
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在麻醉大小鼠、家兔和猫时，可将动物放入 一透明密闭的玻璃容器内，底部置浸过乙醚的脱 脂棉。经过1~2 min左右,从后肢开始麻痹, 逐渐 进入麻醉状态。约4~ 6 min后,动物倒下即进入 深麻醉期。此时立即取出动物,动物肌肉松弛， 角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失,可以进行实验操 作。
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乙醚补充麻醉