动物实验基本操作技术
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
动物实验技术 动物实验的基本操作
5 4
6
2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
第三章 动物实验基本操作技能
第三章动物实验基本操作技能第一节实验动物的种类实验动物（experimental animal）指通过科学方法培育、繁殖和饲养而成并供医学、生物学实验使用的动物。
通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体具有较好的遗传均一性以及对外来刺激的敏感性和实验重复性，这些动物属于高质量的实验动物。
常用实验动物的种类及其特点如下：一、青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
是教学实验中常用的小动物。
青蛙和蟾蜍的心脏具有明显的自律性，即使在离体情况下仍能保持较长时间的、有节奏地搏动，可用于机能学的实验；其坐骨神经-腓肠肌标本常用于观察各种刺激或药物对外周神经、横纹肌或神经-肌接头的作用；蛙舌与肠系膜能作为观察炎症反应和微循环变化的标本；蛙的腹直肌可用于鉴定胆碱能神经药物的作用。
此外，还能用于水肿和肾功能不全实验。
二、小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
是医学、生物学实验中用途最广泛和最常用的动物。
因其生长快，饲养消耗少，繁殖周期短，产仔多，温顺易捉，能复制出多种人类疾病的模型，适用于需大量动物的实验。
如半数致死量或半数有效量的测定、药物的筛选、药物效价比较等。
也适用于避孕药、抗肿瘤药、中枢神经系统、缺氧等方面的研究。
三、大白鼠同属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
牙齿锋利，性情较凶，当受惊、被挑逗或较强的刺激时容易发怒咬人。
雄性大白鼠之间常发生殴斗和咬伤。
大白鼠也具有小白鼠的其他优点。
因为可复制出多种的病理过程和疾病模型，对创伤的耐受性较强以及个体较小白鼠大，所以用途广泛。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠进行研究，如水肿、炎症、休克、胃酸分泌、胃排空、高血压、心功能不全、脏器的缺血-再灌注损伤、黄疸、肾功能不全等。
大白鼠的踝关节还用于观察药物抗炎作用等实验。
四、豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺。
对组胺敏感并易于致敏，故常选用于复制变态反应性疾病的动物模型和研究抗过敏药如平喘药和抗组胺药的实验。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作技术
兔灌胃法
关键词：固定，插入（沿上颚壁），检查
家兔耳缘静脉注射
• 将动物固定于实验台上， 剪去耳缘部位的被毛，用 乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉 即清晰可见。用左手食指 和中指夹住静脉近心端， 拇指和小指夹住耳缘部分， 以左手无名指和小指放在 耳下作垫，待静脉充盈后， 右手持注射器使针头尽量 由静脉远心端刺入，顺血 管方向平行、向心端刺入 约1cm。 • 注射完毕抽出针头，用棉 球压迫注射部位数分钟， 以免出血。
兔灌胃法
操作方法： 2. 插管：将灌胃管由开口器的中央孔插 入，沿上颚壁推进约15cm。 插管过程中可将灌胃管的另一端放于一 杯清水中，若连续有气泡，说明插入 呼吸道，应立即拔出灌胃管，重新操 作；若无气泡，说明没有插入气管， 即可开始注药。
沿上颚壁推进约15cm 检查插入部位
兔灌胃法 • 操作方法： 3.给药：灌注药后可用少量清水将灌胃 管里的药全部冲入胃内，以保证灌入 药的剂量准确。灌胃完毕后，先退出 胃管，后退出开口器。
探针
包括金属探针和玻璃分针；用于对精细部位的分 离和游离等操作。有时，在实施血管插管技术时， 切开血管壁后往往借助于探针先将切口挑起，然 后插入导管。
支架
用于蛙类及哺乳类手术中换能 器及刺激电极等的固定与位置调 节。由底座及支架杆构成，支架 上附有万向节，可在各个方向上 调节。
哺乳类手术器械
气管插管
小鼠的编号方法
• 编号原则：先左后右，从上到下
2、耳缘剪孔法（穿耳孔法）：小型动物
3、挂牌法：耳标签、项圈、腿圈，中、大 型动物 4、烙印法：中、大型动物
二、实验动物的给药方法
1. 注射法给药：家兔耳缘静脉注射 大、小鼠尾静脉注射 2. 摄入法给药： 家兔、大鼠、小鼠灌胃法 3. 涂布法给药
动物实验基本操作技术
第三章动物实验基本操作技术3.1 常用手术器械及使用方法生理学实验常用手术器械与医学外科手术器械大致相同，但也有一些专用器械，下面所列的是几种常规的手术器械（图3.1-1）。
图3.1-1 常用的生理实验手术器械（1）手术刀：用于切开皮肤和脏器。
由刀片和刀柄组成，刀片有圆刃、尖刃和弯刃3种，可根据需要自由拆装和更换（图3.1-2）。
常用的执刀方法有4种（见图3.1-3），其中执弓式是一种常用的执刀方法，动作范围大而灵活，用于腹部、颈部、股部的皮肤切口。
图3.1-2 安装、取下刀片法图3.1-3 执刀方法1．执弓式；2．握持式；3．执笔式；4．反挑式（2）手术剪：手术剪分钝头剪和尖头剪，其尖端有直、弯两型。
用于剪切皮肤、肌肉、血管等软组织。
钝头手术剪的钝头端可插入组织间隙，分离、剪切无大血管的肌肉和结缔组织。
还有一种小型的眼科剪刀，常用于剪神经、血管、包膜等。
正确的执剪姿势是用拇指和环指持剪，示指置于手术剪的上方（图3.1-4）图3.1-4 手术剪的握持方法禁用手术剪刀剪骨头等坚硬组织。
在蛙类实验中，常用粗剪刀（即普通剪刀）剪切蛙的脊柱、骨和皮肤等粗硬组织。
（3）镊子：分有齿和无齿两类，大小长短不一，主要用于夹捏或提起组织。
圆头镊子用于较大或较厚的组织及牵拉皮肤切口，眼科镊子或钟表镊子用于夹捏细软组织。
执镊方法为用拇指对食指和中指（图3.1-5）。
图3.1-5 镊子的握持方法（4）止血钳：有大、小、有齿、无齿、直形、弯形之分。
根据不同操作部位选用不同类型的止血钳。
小号止血钳也叫“蚊式钳”。
持止血钳的方法与手术剪相同。
主要用于夹血管或止血点，以达止血目的，也用于分离组织、牵引缝线等。
正确持钳和持剪方法相同（图3.1-6）。
开放血管钳的方法是利用右手已套入止血钳的拇指与环指相对挤压，继而两指向相反的放向旋开，放开止血钳（图3.1-6）。
图3.1-6 持钳法和松钳法（5）骨钳：先用颅骨钻钻孔，然后用骨钳咬切骨质，扩大骨孔。
动物实验基本操作技术
ｄ．颈静脉
狗、猫、兔
ｅ．心脏
豚鼠、大鼠、小鼠
ｆ．断头
大鼠、小鼠
ｇ．翼下静脉
鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
鸡、鸭、鸽、鹅
第44页/共85页
部 位
动物种类
ａ．股动脉、颈动脉
狗、猴、猫、兔
ｂ．心脏
狗、猴、猫、兔
ｃ．颈静脉
马、牛、山羊、绵羊
ｄ．摘眼球
大鼠、小鼠
第45页/共85页
第34页/共85页
第六节 常规采血方法
第35页/共85页
第36页/共85页
第37页/共85页
第38页/共85页
第39页方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。
ａ．尾静脉
大鼠、小鼠
ｂ．耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉
兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
第43页/共85页
部 位
动物种类
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
ｂ．前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
体重/g
150～210 170～240 210～270 240～320
第18页/共85页
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术1. 什么是动物实验？动物实验，顾名思义，就是用动物来做实验。
这可是个很有争议的话题，有人觉得这是科学进步的必要步骤，有人则认为这样对小动物太不公平。
其实，动物实验在医学、心理学、毒理学等领域都扮演着重要角色，就像是科学界的小伙伴，帮助我们找到很多问题的答案。
它让我们在研发新药、测试产品之前，先看看这些东西对生命的影响。
嘿，谁会愿意拿自己去试验呢，对吧？2. 动物实验的基本操作2.1 准备工作开始实验前，咱们得做好充分的准备工作。
想象一下，你准备去野外露营，得先把帐篷、食物、睡袋全都备齐，动物实验也是一样。
首先，你得了解实验的目的，确保你知道自己要干嘛。
接着，选好实验动物，常见的有小鼠、大鼠、兔子等。
它们可是咱们的实验小明星哦！要确保动物的健康状况良好，毕竟，咱们可不能让小动物们在实验中受苦。
2.2 操作过程好了，准备工作都做好了，咱们就可以开始操作了。
在实验过程中，保持冷静和专注是关键。
比如说，给小动物打针的时候，手一定要稳，不然就像大厨切菜时不小心切到手一样，得不偿失。
此外，注意观察动物的反应，如果它们表现得很不舒服，那可得立即停止实验。
记住，咱们不是要折磨它们，而是要让它们帮助我们获取知识。
3. 实验后的处理3.1 数据记录实验结束后，别急着松一口气，咱们还有一项重要工作——记录数据。
好比你考试后要整理笔记，数据记录能帮助咱们分析实验结果。
确保每一个细节都被记录下来，包括动物的状态、实验条件等等，这些都是今后研究的重要参考。
没有记录，实验就像是没吃过的榴莲，香味全无，完全没办法享受。
3.2 动物的安置最后，咱们得考虑动物的安置问题。
根据实验的性质，有些动物可能需要被安乐死，而有些则可以继续观察一段时间。
无论怎样，处理动物的时候一定要尊重它们。
动物也有生命，它们的价值不仅仅在于实验数据，更在于它们是这个地球上的一部分。
我们得对它们负责，尽量给它们一个体面的归宿。
4. 总结动物实验虽然重要，但这并不意味着我们可以随意对待小动物。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
实验三实验动物基本操作技术
实验三实验动物基本操作技术实验动物基本操作技术是指针对实验动物进行各项操作的技术，包括动物的饲养、标记、采血、给药等各种操作。
掌握这些基本操作技术对于进行科学实验具有重要的意义，可以提高研究者的实验效率和准确性，同时也对动物的福利和健康起到保护作用。
首先是实验动物的饲养技术。
为了确保实验的可靠性和准确性，需要提供良好的饲养环境。
饲养环境应包括适当的温度、湿度、光照条件以及合理的动物密度等。
同时，对饲料和饮水的供给也需要精细控制，以确保实验动物的健康状态。
其次是实验动物的标记技术。
在一些研究中，需要对实验动物进行标记，以便对不同个体进行追踪和区分。
常见的标记方法有耳标、尾标、颈圈等。
标记时需要注意对动物的身体造成的影响要尽量减小，并确保标记牢固不易脱落。
第三是实验动物的采血技术。
从实验动物体内获取血液样本是许多实验研究的重要环节。
常见的采血方法有尾静脉采血、静脉窦采血等。
在采血前需要对动物进行适当的镇静和固定，以减少动物的痛苦和不适。
最后是实验动物的给药技术。
在一些研究中，需要给实验动物注射药物或其他物质。
给药的方法有多种多样，如皮下注射、静脉注射、腹腔注射等。
在给药之前需要准确计量药物剂量，并根据动物的体重和个体差异进行相应的调整。
除了上述基本操作技术外，还需要掌握一些相关的安全操作技巧。
在进行实验动物操作时，需要佩戴适当的个人防护装备，如手套、口罩等，以防止对自身造成伤害或感染风险。
同时，也需要遵守相关的实验动物伦理规范和法律法规，确保实验动物的福利和权益。
总之，掌握实验动物基本操作技术是进行科学实验的基础，能够提高实验研究的效果和准确性。
在实验动物操作过程中，需要注重动物福利和健康，遵循伦理规范和法律法规，以保护动物的权益和福利。
只有持续学习和不断实践，才能熟练掌握这些技术，使其发挥最佳效果。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
动物实验基本操作技术手册
动物实验是一项敏感和复杂的工作，必须在合乎伦理的前提下进行，且需要遵循相关法规和指南。
以下是一个基本的动物实验操作技术手册大纲，但请注意，实施动物实验前，确保已经获得了合适的伦理批准和遵循当地法规。
1. 实验前准备：-获取伦理委员会的批准。
-确保实验室和设备符合标准。
-训练实验人员，确保其了解实验目的和操作流程。
2. 动物选择和养护：-选择适当的实验动物种类。
-确保动物的健康状况和遗传背景。
-提供适当的饲料、水和住房条件。
3. 实验设计：-制定明确的实验计划和协议。
-随机分组和安排实验。
-控制实验变量，确保结果的可靠性。
4. 麻醉和手术技术：-使用适当的麻醉剂和疼痛缓解措施。
-实施外科手术时，保持严格的无菌操作。
-确保手术室环境符合标准。
5. 实验操作和数据收集：-严格遵循实验方案的步骤。
-使用精确的测量工具。
-记录和存储实验数据。
6. 动物监测：-定期监测实验动物的生理指标。
-观察动物行为和外观。
-确保动物福祉和及时干预。
7. 实验结束和处理：-完成实验后，安全地结束动物的参与。
-对实验动物进行适当的处置或重返饲养环境。
-清理和消毒实验设备和环境。
8. 数据分析和报告：-使用统计工具对数据进行分析。
-撰写实验报告，详细描述实验设计、方法和结果。
-提交实验结果给相关的科研机构或期刊。
9. 废弃物处理：-安全处理动物实验产生的废弃物。
-符合相关环境法规，确保废弃物不对环境造成污染。
10. 纪录保存和档案管理：-确保实验记录和数据的安全存储。
-遵循机构和法规的档案保存要求。
11. 反馈和改进：-定期进行实验室审核和评估。
-根据实验结果和经验，改进实验设计和操作流程。
请注意，这只是一个基本的手册大纲，具体的操作流程和技术要求可能根据实验的具体内容和动物种类而有所不同。
在进行任何动物实验之前，请确保阅读并遵循相关法规和伦理指南，以确保实验的合法性和伦理性。
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1.44
4.40
7.70
9.70
13.30 17.20 20.00
1.44
4.40
7.70
9.70
12.10 15.20 17.80
7周
39.90
8周
40.05
34.07 34.80
18.65 20.25
16.10 18.16
21.60 22.40
19.00 20.25
27.96 28.83
23.12 24.16
可采0.2-0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次
取血，可采用摘眼球法。
34
小鼠眼眶后静脉丛取血方法
35
6-血样的采集
（3）股动脉采血：大量取血时常用此法。需手术分 离股动脉。小鼠的一次采血量可达0.5ml，大鼠可达 2.0ml。 （4）断头采血 （5）心脏采血
36
犬股动脉取血方法
37
1.40
3.35
5.50
7.32
11.60 14.75 15.60
1.44
3.50
5.60
6.90
12.57 18.10 20.50
1.40
3.42
5.55
6.40
12.20 16.90 18.40
1.58
4.64
7.96
9.83
19.00 22.58 25.96
1.58
4.64
7.96
9.83
15.75 20.75 21.88
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
17
1 眼皮张开 2 能跳跃 3 能抓东西
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
18
1 自行采食
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
19
1 离乳 2 能独立生活
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
20
品系 昆明 ♂
♀
Bc ALB/ ♂
24
5-分组与编号
5-1、分组
进行动物实验时，通常采用随机分组的方法。
25
5-分组与编号
5-2、编号
5-2-1 颜料标记
颜料标记适应于较大量小动物的编号。常用的颜料有 5%苦味酸溶液 (黄色)、2%硝酸银溶液 (咖啡色)、0.5% 中性品红溶液 (红色)、煤焦油的酒精溶液(黑色)。颜料号 的原则是先左后右，从上而下。
♀
C/657BL ♂
♀
615 ♂
♀
C3H ♂
♀
不同日龄小鼠体重情况（单位：克）
初生 1周 2周
2.01
5.82
8.35
3周
14.80
4周
22.60
5周
33.25
6周
39.25
1.95
5.54
7.90
13.55 21.35 27.90 32.80
1.46
3.50
5.60
7.40
12.45 16.10 17.40
鼠 ：0.3—0.8ml
7-1-1 吸入法
乙醚、氯仿等挥发性麻醉剂用吸入法麻醉，适用于各种实 验动物。大鼠、小鼠可将头部放入蘸有乙醚棉球的广口瓶 或干燥器内，4—6分钟后即处于麻醉状态。如实验过程较 长，可在其鼻部放棉花或纱布，不时滴加乙醚维持，也可 用乙醚先麻醉后再用非挥发性麻醉剂维持麻醉。
在给药过程中，如果发现动物的角膜反射消失，瞳 孔突然放大，应立即停止麻醉。如果呼吸停止，可进 行人工呼吸，并配以咖啡因、可拉明等苏醒剂，待恢 复自主呼吸后再进行实验。因乙醚易引起上呼吸道分 泌物增多，导致窒息，可先注射阿托品预防。
13
1 皮肤变厚 2 黑色绒毛 3 两耳张开 4 能翻身
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
14
1 绒毛 2 下门齿长出 3 能爬动
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
15
1 被毛长全 2 有听觉 3 能站立
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
16
1 开眼 2 门齿长出 3 爬行
大鼠的门齿很长。实验者应戴上棉纱 手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉 ，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮 肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮 肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可 进行操作。
1-3、豚鼠的抓取与固定
豚鼠胆小易惊，性情温和，不咬人，抓取幼小 豚鼠时，只需用双手捧起来，对体型较大或怀孕的 豚鼠，先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方， 以拇指和食指环握颈部，另一只手托住其臀部
或用酒精棉球涂擦鼠尾,使尾部血管充盈,剪去尾尖1— 2mm(小鼠)或3—5mm(大鼠),使血液顺血管壁自由流 入试管或用血红蛋白吸管吸取。采血结束时,伤口消毒 并压迫止血。此法每只鼠一般可采血10次以上，小鼠 每次可取血0.1ml左右，大鼠可取血0.3—0.5ml。
32
大鼠尾静脉取血方法
33
6-血样的采集
7-2 局部麻醉
1%盐酸普鲁卡因，局部注射 2%盐酸可卡因，粘膜表面麻醉
局部麻醉方法很多，有表面麻醉，浸润麻醉和阻断 麻醉等，使用最多的是浸润麻醉。浸润麻醉是将药物 注射于皮内、皮下组织或手术野深部组织，以阻断用 药局部的神经传导，使痛觉消失。常用的浸润麻醉药 是1%盐酸普鲁卡因，此药安全有效、吸收快、显效 快，但失效也快。
27
5-分组与编号
5-2-4 号牌 将不锈钢或铝质号牌固定在狗或猴的链条或颈
圈上。兔号牌则固定在耳朵上。少量动物时也可 将号牌挂在笼具上，但应防止抓取操作后将动物 放错笼具而混淆编号。
28
5-分组与编号
5-2-5 毛色 利用动物的毛色将其编号，用于少量的狗、马
、猫、猴等大动物的编号。 5-2-6 剪毛
26
5-分组与编号
5-2-2 烙印 用号码烙印钳在兔、豚鼠的耳朵烙号，然后在烙印
部位涂上溶在酒精中的黑墨或煤粉。猪等大动物也可 用此法在臀部皮肤烙号标记。也有将实验分组编号烙 在狗脖套的皮带颈圈上。 5-2-3 纹身
用刺数钳在局部皮肤(兔多在耳朵内侧，猴多在前胸 皮肤)刺上号码，再用棉签蘸上墨汁酒精涂沫刺号，多 用于猴、兔的编号。
43
7-麻醉
目的：防止动物挣扎，保持安静 防止意外损伤，便于操作
7-1、全身麻醉
1%硫喷妥钠:15mg/kg，iv/ip 2%戊巴比妥:40mg/kg，iv/ip 盐酸氯胺酮:40mg/kg，sc/im 复方氯胺酮:0.01ml/kg，sc/im
速眠新(846)注射液
每Kg体重: 杂种犬：0.1---0.15ml 纯种犬：0.04—0.08ml 猫、兔：0.2—0.3ml 羊、猴：0.1—0.15ml
小白鼠灌胃方法
大白鼠灌胃方法
8-实验动物的给药途径和方法
（2）兔、犬等： 灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物
固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃 管（常用导尿管代潜）从开口器的小孔插入动物口中 ，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确 实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中， 若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入 气管。
小心细致、大胆敏捷，切忌粗暴。
1-实验动物的抓取与固定
1-1、小鼠
用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面 上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其 双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指 夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
1-实验动物的抓取与固定
1-2、大鼠的抓取与固定
兔灌胃方法
8-实验动物的给药途径和方法
动物种类 小白鼠
灌胃针深度 3cm
大白鼠、豚鼠 5cm
兔
15cm
每次灌胃量 1ml 1-4ml 80-100ml
犬
约20cm
200-250ml
8-实验动物的给药途径和方法
（二）注射给药法
注射给药剂量准确、作用快，是动物实验中常用 的给药方法，给药时应注意针头的选择（鼠类用 4#针头，兔、猫、犬、猪、猴用6—8#针头）。
10
3-年龄的大致判断
年龄的大致判断： 3-1、根据形态：
牙齿、趾爪、被毛、神态等。
3-2、根据体重：
体重与年龄呈现相关。
11
1 皮肤肉红 2 全身无毛 3 不开眼 4 双耳粘连
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
12
1 皮肤红色，颜色变淡 2双耳粘连
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
用剪刀在狗背上剪出号码，此方法简单，字迹 清楚、可靠，便于观察。 5-2-7 打孔
用打孔器在兔耳上打孔或剪口。
29
小鼠和大鼠标号示图
30
6-血样的采集
根据不同的实验要求及不同种类的实验动 物而采取不同的采血方法。如：
心脏、胸主动脉、股动脉、静脉、剪(割、 刺)尾、眼眶、断头
31
6-血样的采集
（1）剪尾采血：需血量较少时常用此法。 先将动物固定，将鼠尾浸在45℃左右温水中几分钟
动物实验基本操作技术
1
主要讲授内容
1 - 抓取固定 2 - 性别鉴定 3 - 年龄判断 4 - 妊娠检查 5 - 分组编号 6 - 常规采血 7 - 麻醉方法 8 - 给药途径 9 - 处死方法
2
1-实验动物的抓取与固定
目的：限制动物的活动，持安静状态 以便正确操作和记录
要求：不损伤实验动物 不影响观察指标 实验者不被动物咬伤 保证实验顺利进行
8-实验动物的给药途径和方法
8-1、灌胃法 是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种
常用给药方法，此法给药剂量准确。但是每天 强制性操作和定时给药会给动物造成一定程度 的机械性损伤和心理上的影响。因此必须充分 掌握灌胃技术。
8-实验动物的给药途径和方法