动物试验基本知识和操作技术

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动物实验的基本知识和操作技术

动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。

常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。

由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。

（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。

（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。

2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。

易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。

3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。

⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。

此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。

⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。

4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。

对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。

对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。

此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。

实验动物基本知识及基本操作实验方法

实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。

以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。

一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。

其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。

2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。

饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。

3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。

同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。

二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。

测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。

2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。

手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。

手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。

3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。

采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。

采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。

1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。

例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。

2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。

例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。

第八篇动物实验技术

于6例，计数资料每组不少于20例。
2、按统计学方法测算的样本数
（1）配对试验动物数目的确定：
可用配对试验的t检验法，推倒试验所需动物数目，欲达到显著水平α=0.05时，则样本的含量可用下式确定：
n=[(t0.05sd)2]/d2 sd为前人试验或经验所得各组间差异的方差
d为要求达到所预期的差异显著时的均数差值
4、实验方法的选定
实验方法按学科可分为生理学方法、生物化学方法、生物物理方法、免疫学方法等等；按性质可分为形态学方法、机能学方法；按范围可分为整体综合方法和局部分析方法；按水平可分为整体水平、器官水平、细胞水平、分子水平、量子水平等等。无论选择何种实验方法，均应保证以下几点： 1、可靠性，即切实可行，稳定可靠，是受大家公认的方法，也称经典方法； 2、优越性，即指实验方法既具有先进的一面，又便于与其它实验方法相互配合，故也称先进性和协同性； 3、创造性，即实验方法的创新或改良。
（二）配对设计（paired design）
是将动物按某些特征或一定条件配成对，再将每对中两个动物随机分配到两个不同处理组中。配对的因素是影响试验效应的主要非处理因素，如动物性别、体重，两组动物取得均衡进行实验，
以减少误差及动物间的个体差异。
（三）随机区组设计
是配对设计的扩大。将全部动物按体重、性别及其他条件等分为若干组，每组中动物数目与拟划分的组数相等，体质条件相似，再将每个区组中的每一只动物进行编号，利用随机数字法将

一、动物实验设计的基本原则
实验研究主要是通过对样本的研究而得出结论。
要将样本的结论外推到总体，必须尽量使样本能够
真实的代表总体。然而，实验动物的种系和个体差
异、实验环境差异、仪器的稳定性、药品的纯度、

实验动物上岗证培训的培训内容

实验动物上岗证培训的培训内容
实验动物上岗证培训的培训内容通常包括以下几个方面：
1. 实验动物的基本知识：包括常用实验动物的种类、特点、生理指标等基本知识，以及实验动物的基本饲养、繁殖和管理技术。

2. 动物福利和伦理：强调对实验动物的尊重和关爱，包括如何提供适宜的饲养环境、充足的食物和水源、合适的体温控制等，确保动物的健康和福利。

3. 实验操作技术：包括实验动物的标记、采样、注射、手术等操作技术的培训，要求培训人员熟练掌握操作技术，减少对动物的伤害和痛苦。

4. 动物相关法律法规：介绍与实验动物使用相关的法律法规，包括实验动物使用的伦理审查和许可、动物福利法等，培训人员需要了解并遵守相关法律法规。

5. 动物疾病防控：介绍实验动物的常见疾病和传染病，以及预防和控制疾病的方法和措施，包括定期的健康检查和疫苗接种等。

6. 实验动物的科学使用：强调实验动物的科学价值和使用原则，讲解实验设计和数据采集的方法，培养培训人员对实验动物使用的科学认知和责任感。

以上是一般实验动物上岗证培训的基本内容，具体培训内容可能会根据不同的实验动物种类和使用需求有所差异。

药理学动物实验的基本知识和技术

科技资讯2016 NO.23SCIENCE & TECHNOLOGY INFORMATION科技教育81科技资讯 SCIENCE & TECHNOLOGY INFORMATION 实验是药理学教学的一个重要组成部分。

通过动物实验不仅可以验证理论知识,而且可以训练学生客观地观察、比较、分析、综合和解决实际问题的能力,培养学生严谨的科学态度、严密的工作方法和实事求是的工作作风。

1 实验动物的选择和用途1.1 实验动物的选择青蛙、蟾蜍、小鼠、大鼠、豚鼠、家兔、狗等为药理实验常用动物。

动物对药物反应具有种属差异性,应根据实验目的和要求选用不同的实验动物。

实验动物可分为4个级别,药理教学实验可选用一级普通动物,科研实验必须用二级以上实验动物,分别为二级清洁动物、三级无特定病原体的动物和四级无菌动物。

1.2 实验动物的用途在离体情况下,青蛙和蟾蜍心脏节律性搏动保持时间较长,可观察药物对心脏的作用,药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头作用的观察可选用坐骨神经腓肠肌标本。

小鼠易大量繁殖,是最常用实验动物,适用于需要大量动物的实验。

大鼠用途与小鼠基本相同,主要用于一些用小鼠不便进行的实验。

大鼠对炎症反应较为灵敏,其踝关节炎模型常用于观察药物的抗炎作用。

豚鼠对组胺特别敏感,是筛选平喘药和抗组胺药最理想的动物。

家兔性情温顺易饲养,常用于观察药物对心脏、血压、呼吸的影响。

狗易于通过驯养与人合作,适于慢性实验。

2 实验动物的捉持方法2.1 青蛙和蟾蜍用左手的食指和中指夹住左前肢,大拇指压住右前肢,下肢用右手拉直并在无名指和小指之间予以固定。

毁脑和脊髓时,左手食指和中指夹持头部,右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔,左右摆动探针捣毁脑组织。

如需破坏脊髓,毁脑后退回探针刺入椎管即可。

2.2 鼠类可双手配合或只用左手捉持小鼠。

用右手将鼠尾提起并放在笼子或粗糙面上,将鼠尾向后轻拉,迅速将小鼠头颈部皮肤用左手拇指和食指捏住,并以左手小指、无名指在手掌尺侧将其尾部压住。

动物实验基本操作

Replacement(代替)
Reduction (减少)
Refinement (优化)
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三、常用手术器械
1、手术刀
执弓式
握持式
用于切割各种软组织，也可用于切割软骨
执笔式
反挑式
执刀方法
南华大学医学院机能学实验中心
弯手术剪用于给动物剪毛
2、手术剪
直手术用于剪皮肤、脂肪、肌肉以及血管、神经等组织
执镊方式类似于执毛笔，以拇指对食指和中指
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5、动脉夹
用于夹闭动脉阻断血流，以便插动脉导管
6、玻璃分针
玻璃分针用于钝性分离的周围组织，暴露血管和神经干
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四、动物实验的基本操作技术
1、实验动物的捉拿与固定家兔
小白鼠
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2、实验动物的编号
染色法
挂牌法ห้องสมุดไป่ตู้
烙印法
3、实验动物的给药方法摄入法、注射法、涂布法和吸入法
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4、实验动物的麻醉
（1）麻醉的概念
用药物使整个实验动物或其手术部位处于无知觉状态，并使其基本生命活动不受影响
（2）麻醉方法
全身麻醉
局部麻醉
静脉注射
吸入麻醉注射麻醉
腹腔注射
肌肉注射
实验善待实验动物，不做野蛮手术，实验结束后将兔急性放血处死神经应避免牵拉，防止放电颈总动脉插管时一定要弄清楚步骤，动脉夹一定要夹闭近心端
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【复习思考题】
1、麻醉效果如何观察？
2、简述颈总动脉插管术的基本操作流程

实验动物基本操作技术

实验动物基本操作技术动物饲养是实验动物基本操作技术的核心之一、在实验动物饲养过程中，需要关注以下几个方面的内容：1.饲料和水的供给：不同动物种类对饲料和水的需求有所差异，必须根据种类的需要提供合适的饮食。

同时，要保持饲料和水的干净卫生，定期更换。

2.温度和湿度的管理：动物对温度和湿度的适应能力有限，要提供适宜的环境温度和湿度，确保动物的舒适和安全。

3.条件和设备的维护：保持动物舍内的垃圾清理和消毒工作，保持动物舍的通风良好，还需定期检查设备的功能和安全性，确保工作的顺利进行。

4.动物健康监测：对饲养的动物进行定期体检，观察动物的行为和身体状况，及时发现问题并采取相应的处理措施。

标记是实验动物基本操作技术中另一个重要的环节。

通过给动物进行标记，可以对动物进行个体识别，以便进行个体差异的研究和实验的后续分析。

常用的标记方法包括：1.耳标和足环：适用于鸟类和其他较小的动物。

2.皮下植入芯片：适用于小鼠、大鼠等较大的实验动物，可以在动物身体中植入微型芯片，通过读卡器来读取个体信息。

3.颈环和颈圈：适用于大型鸟类和大型哺乳动物。

取材是实验动物基本操作技术中的重要环节，包括活体取材和死体解剖两种情况：1.活体取材：一些实验需要从活体动物中获得血液、组织、器官等样品，一般采用静脉采血或者穿刺取材的方式。

在实施这些操作时，需要注意动物的安全和舒适，确保操作程序正确。

2.死体解剖：一些实验需要对动物进行死体解剖，获得更加精确的样本。

在进行解剖时，需要注意解剖操作的规范化，防止交叉污染。

检查和观察是实验动物基本操作技术中必不可少的环节。

通过对实验动物进行检查和观察，可以了解动物的健康状况、行为和生理变化等信息，为后续实验数据的解释提供依据。

常用的观察方法包括：1.行为观察：观察动物的一般活动情况，包括精神状态、进食、排便和休息等行为。

2.体征观察：观察动物的体表情况，包括毛发的质量和数量、皮肤的颜色和温度变化等。

总之，实验动物基本操作技术是进行动物实验的基础，包括动物饲养、标记、取材、检查和观察等操作。

动物实验基本操作技术

动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。

为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。

下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。

首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。

这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。

此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。

其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。

例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。

在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。

因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。

此外，动物实验中还常使用动物注射技术。

注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。

研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。

在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。

另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。

例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。

采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。

采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。

此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。

研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。

此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。

在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。

最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。

研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。

动物实验操作的基本知识

动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。

取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。

（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。

若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。

需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。

（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。

一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。

（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。

在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。

实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。

（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。

作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。

作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。

固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。

（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。

药物毒理学动物实验基本知识与技术

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Department of Health Toxicology School of Public Health, CSU
1.对照性原则
对照组：在实验过程中不施加处理因素(实验因素)的组别。目的： 1.消除或减少非实验因素的影响。 2.监控实验条件。方式：自体对照、组间对照。类型：阴性对照、阳性对照、溶剂对照
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PartⅡ .动物试验的基本操作技术
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一、动物实验的目的、要求、局限性
实验动物(Laboratory animals)是专门培育供实验用的动物，主要指作为医学、药学、生物学、兽医学等的科研、教学、医疗、鉴定、诊断、生物制品制造等需要为目的而驯养、繁殖、育成的动物。
豚鼠
新西兰家兔
ICR小鼠
Wistar 大鼠
Beagle犬
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使痛苦与不适感减少到最低限度
避免不必要的使用动物
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动物实验替代法的3R原则
1959年英国动物学家William和微生物学家Rex在《人性动物实验技术原则》一书中提出：“正确的科学实验设计应考虑到动物的权益，尽可能减少动物用量，优化完善实验程序或使用其他手段和材料替代动物实验的3R原则”。

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。

以下是动物实验中常见的操作技术。

一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。

常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。

镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。

二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。

常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。

三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。

常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。

四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。

常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。

五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。

常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。

六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。

常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。

七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。

常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。

八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。

常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。

九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。

常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。

以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。

实验动物基本知识及基本操作

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2.耳中央动脉采血
将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。
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标记方法：
用棉签或毛笔沾一种颜料溶液，涂于动物体表不同部位标记，顺序是：先左后右，从上到下，从前到后。左前腿记为1号，左侧腹部记为2号，左后腿记为3号；头部记为4号，腰部记为5号，尾基部记为6号；右前腿记为7号，右侧腹部记为8号，右下腿记为9号。空白处则记为10号。
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（四）常用给药方法经消化道给药法
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3.心脏取血
将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。
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4.后肢胫部皮下静脉取血
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3. 肌肉注射小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌肉，注入药物。
4. 腹腔注射左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进3～5mm，然后使针头与皮肤呈45度角方向穿入腹腔。针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻推药物。

实验动物基本知识基本操作实验方法

实验动物基本知识基本操作实验方法实验动物是用于科学研究和药物安全性评估的动物，其主要作用是代表人类进行实验，以便了解和解决人类的健康问题。

在科学研究中，实验动物的使用是不可或缺的。

下面将介绍实验动物的基本知识、基本操作和实验方法。

一、实验动物的基本知识1.实验动物的种类：常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、猴子等。

根据不同的实验目的和要求，选择适合的实验动物进行研究。

2.实验动物的特点：实验动物一般具有较短的生命周期、较快的繁殖速度、易于获取和饲养，并且在生理和生化方面与人类有较高的相似性。

3.实验动物的饲养条件：实验动物的饲养需要满足特定的环境要求，包括温度、湿度、光照、气流等。

此外，饲养动物还需要提供适宜的饮食、洁净的饮水和舒适的生活空间。

二、实验动物的基本操作1.动物的标识：为了对实验动物进行个体管理，在实验动物身上进行标记是必要的。

标记方式可以是耳标、尾标、皮肤刺纹等。

2.动物的饲养和管理：根据不同的实验需要，合理饲养和管理动物是确保实验结果准确性的重要环节。

饲养和管理包括动物饲料的配制、日常照料、观察动物行为以及健康状况等。

3.动物的采集：在进行实验前或实验过程中，需要采集动物的组织、细胞或体液样本。

采集方式可以是手术切除、穿刺、皮下或腹腔注射等。

三、实验动物的实验方法1.动物的体外实验：将动物的组织或细胞体外培养，通过加入试剂、观察细胞变化、测定生物活性等方式来研究其中一种生物学过程或药效。

2.动物的体内实验：将试验物质注射或服用给动物，观察动物的生理、生化或行为变化。

可以通过动物模型来模拟人类的疾病和药物反应。

3.动物实验设计：根据实验目的和要求，合理设计动物实验方案。

包括选择合适的实验动物、确定实验过程和方式，制定实验流程和时间表等。

总结：实验动物在科学研究和药物试验中起着重要的作用。

了解实验动物的基本知识、基本操作和实验方法，对开展科学研究、提高实验数据的可靠性具有重要意义。

动物实验的基本技术操作方法幻灯片PPT

一、动物实验的常用方法
6．移植法
一般是将动物的器官、组织或细胞进展相互移植的一种方法。如骨髓移植时，将小鼠A〔供体〕的骨髓注入到小鼠B的血液中〔受体〕，很快可见脾结节化〔脾造血〕。脾结节的数量反响了造血干细胞的多少，由此可以观察干细胞的变化。动物各种组织、器官的移植也是实验研究中常用的方法。
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目
归组
B
B
A
B
A
A
B
A
B
B
A
A
A
A
四、实验动物的随机分组方法
结果列入A组的动物有8只，列入B组的动物有6只。如要使两组相等，须将A组减少一只，划入B组。应把哪一只小鼠划入B组，仍可用随机数字表，在上述抄录的14个数后面再抄录一个数字为78，此数以8除之，因为归入A 组的小鼠有8只，故以8除，得余数6。于是把第6个A〔即编写为第12号的小鼠〕划给B组。
一、动物实验的常用方法
动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些根本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套根本方法，因此，动物实验根本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项根本功。
经过这样调整，两组小鼠的分配如下：
A组 3 5 6 8 11 13 14 B组 1 2 4 12 7 9 10

动物实验的常规操作

动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。

因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。

一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。

常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。

此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。

操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。

（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。

取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。

如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。

（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。

家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。

从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。

家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。

做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。

动物实验的基本技术方法

2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、家兔的
抓取与固定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。

兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)，每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响

血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表不同部位涂上斑点，以示不同号码。

四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验结果的观察，因此实验中通常去除或剪短动物的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、剃毛和脱毛。 1、剪毛法一般将动物固定后，用弯头手术剪紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪，不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手术台周围，避免注射器等夹毛。

现代基础医学概论(基础实验技术篇)

实验三免疫沉淀类试验
一、单向免疫扩散试验: 单向免疫扩散试验二、对流免疫电泳: 对流免疫电泳
实验四刺激强度与反应的关系
实验五生理因素及药物对兔呼吸运动的影响
实验六影响低氧术篇
实验一动物实验的基本知识和操作技术
一、实验毒物的编号、捉拿与固定实验毒物的编号、二、实验动物的给药途径三、实验动物的取血与处死方法四、剪毛五、切口与止血六、气管插管术七、动脉插管术八、神经和血管分离术
实验二凝集试验
直接凝集试验: 第一节直接凝集试验间接凝集试验: 第二节间接凝集试验