实验三愈伤组织的诱导
实验三愈伤组织的诱导
一、实验目的
1．巩固无菌操作技术；掌握愈伤组织的诱导培养方法；了解愈伤组织的形态特征。
2．学习愈伤组织的继代培养方法；巩固无菌操作技术；观察愈伤或培养物的再生情况及其形态特点。
二、实验原理
1．在适宜的离体培养条件下，已经分化的外植体细胞会发生脱分化而恢复其分裂能力，形成无序生长的薄壁细胞团，即愈伤组织。培养基中的激素配比是影响愈伤形成的关键因素。
2．愈伤在生长一段时间后，由于营养、水分减少和代谢物等积累，使其生长减缓甚至变褐衰亡，须转接到新鲜培养基上进行继代培养或分化培养。
三、实验材料、仪器及用品
1、材料：实验2培养的甜瓜无菌苗，每人（2人）1瓶。（或烟草苗）
2、仪器及用品：超净工作台，高压灭菌锅，光照培养箱，酒精灯，小喷壶；灭菌的不锈钢镊子、剪刀、解剖刀、培养皿各33个；灭菌蒸馏水8份；实验1配制的愈伤组织诱导培养基每人1瓶；75%乙醇。
四、实验内容及操作方法
1）用75%酒精喷雾、擦拭超净工作台，并将除无菌苗以外的实验用具用75%乙醇喷雾后放入超净工作台中，然后打开超净工作台风机和紫外灯，照射灭菌20min。2）在自来水管下将手洗净，然后用75%乙醇将手消毒，再进入超净工作台操作。3）点燃酒精灯，打开已灭过菌的剪刀、镊子、解剖刀和培养皿等。
4）将培养无菌苗的三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台，在酒精灯火焰前取下封口膜，用镊子将无菌苗夹取到培养皿中，然后剪取5-6片子叶，剪去叶边缘，并将其剪成3~5mm见方的小片，最后用镊子将其接种于愈伤组织诱导培养基上，每瓶接种8-12片。
5）快速封好瓶口，在瓶壁上标好姓名和接种日期。
6）将接种后的三角瓶置于25℃下暗培养一周，然后在同样温度下进行每天16h 光照和8h黑暗培养，直至愈伤组织形成。
7）将形成愈伤组织的材料进行继代培养。三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台中，在酒精灯火焰前取下封口膜，用镊子将培养物夹取、转接到装有新鲜培养基的三角瓶中。如果愈伤或子叶较大，或分化出根，则用镊子或剪刀将根切除，并将愈伤切割成0.5 cm见方的小块（在培养皿中进行），然后再进行转接。8）封好瓶口，标好姓名和接种日期。
9）将接种后的三角瓶置于25℃、每天16 h光照和8 h黑暗条件下培养。
注意事项：
1）剪切外植体时动作要快，以免造成失水而影响外植体活力。为防止失水，也可在培养皿中滴几滴无菌水进行剪切。
2）操作时双手远离培养皿和三角瓶口，以免污染。
五、观察记载内容与实验报告
1、观察记载内容：每瓶接种数，4人小组接种总数，外植体的变化，愈伤形成的时间、数目及其形态特征，污染情况（3天后开始观察）。
2、每人接种数，4人小组接种总数；外植体/培养物的变化及其形态特征，再生情况；污染情况等。每隔3天观察一次。
2、实验报告：每人一份。
1）实验目的
2）实验原理
3）实验方法：用流程图表示愈伤组织的培养方法。
4）实验结果与分析
A. 描述愈伤的形成过程及其形态特征；
B. 统计愈伤诱导率与污染率，分析引起污染的原因。
C. 描述培养物的变化及其形态特征；
D. 统计再生率与污染率，并对结果进行分析。
再生率=分化绿芽（不定根/小植株/胚状体）的愈伤或外植体数/接种总数×100%。
植物组织培养实验基本步骤。。
植物组织培养实验基本步骤 一、母液的配置 1、MS大量元素母液的配制 将大量元素配制成10倍的母液，使用时再稀释10倍。按照配方表中用量依次分别称取扩大10倍的：NH4NO3 、KNO3 、KH2PO4 、 MgSO4·7H2O 、CaCl2·2H2O ，所有药品称取完毕后用蒸馏水逐个溶解，待全部溶解后，最后定容至500ml，转入500ml细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名称、放大倍数、配制日期、配制人姓名，置于4℃冰箱中保存备用。 2、MS微量元素母液的配制 将微量元素配制成100倍的母液，使用时再稀释100倍。按照配方表中用量分别依次称取：MnSO4· 4H2O 、ZnSO4·7H2O 、 H3BO3 、KI 、CuSO4·5H2O 、CoCl2·6H2O ，用蒸馏水逐个溶解，待全部溶解后，用容量瓶定容至500ml，转入500ml细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名称、放大倍数、配制日期、配制人姓名，置于4℃冰箱中保存备用。 3、MS铁盐母液配制 将铁盐配制成100倍的母液，使用时再稀释100倍。按照配方表中用量分别称取扩大100倍的：称
FeSO4·7H2O 和Na2·EDTA ，把FeSO4·7H2O和Na2·EDTA·2H2O分别置于200ml蒸馏水中，加热并不断搅拌使之溶解（磁力搅拌器，边加热，边搅拌）。保持加热，把FeSO4溶液慢慢倒入Na2·EDTA溶液中并不断搅拌，接近沸腾时停止加热，待溶液冷却后加蒸馏水到最终容积500ml，置于棕色细口瓶中，用力振荡1～2min，贴上标签，注明母液名称、放大倍数、配制日期、配制人姓名。在室温下避光保存一段时间令其充分反应后，再置于4℃冰箱中保存备用。 4、MS有机化合物母液的配制 将有机化合物配制成100倍的母液，使用时再稀释100倍。按照配方表中用量分别称取扩大100倍的：肌醇、维生素B1 、烟酸、甘氨酸、维生素B6 、蔗糖，用蒸馏水依次溶解并定容至500ml后，转入500ml 细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名称、配制日期、配制人姓名，置于4℃冰箱中保存备用。 二、植物激素的配置 常见激素：二氯苯氧乙酸（2，4－D）、萘乙酸（NAA）、吲哚乙酸（IAA）、吲哚－3－丁酸（IBA）、激动素（6-糠氨基嘌呤、 KT）、6－苄氨基嘌呤（6－BA）、赤霉素（GA3）、 1、生长素类： （1）、生长素类在组织培养中的主要作用是：诱导细胞的分裂和根的分化，诱导愈伤组织
愈伤组织诱导及观察
实验二愈伤组织诱导及观察 一.实验目的 通过愈伤组织诱导的操作，使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法，如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率，愈伤组织诱导率的统计与观察。使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用，还使同学们了解无菌培养的无菌操作，清楚植物体的带菌部位等。 二.实验内容 （一）、实验原理 植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。在植物组织培养中，主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。 愈伤组织的形成 从一块外植体形成典型的愈伤组织，大致要经历三个时期：起动期、分裂期和形成期。 起动期是指细胞准备进行分裂的时期。用于接种的外植体的细胞，通常都是成熟细胞，处在静止状态。起动期是通过一些刺激因素(如机械损伤、改变光照
粉蕉愈伤组织的诱导
粉蕉愈伤组织的诱导1 朱军，黄惠琴，方哲，鲍时翔 中国热带农业科学院热带生物技术研究所，海南海口 (571101) E-mail：bsxhhq@https://www.360docs.net/doc/6212759210.html, 摘要：香蕉是一种重要的热带水果。本文就影响粉蕉愈伤组织诱导的因素（外植体来源、生长调节剂种类、浓度等）进行了研究。其诱导的最佳条件是：以未成熟雄花花序或球茎为外植体，MS＋2,4-D 4 mg/L＋IAA 1 mg/L＋NAA 1 mg/L，28℃下暗培养。以球茎所诱导的愈伤组织诱导率可达89.1%。 关键词：香蕉，愈伤组织，诱导 中图分类号：S668 1. 引言 近年来，利用植物生产人类疫苗和其他药用蛋白越来越受到人们的重视。作为世界上重要的热带水果和粮食作物的香蕉（Musa spp.），因其果实营养丰富、生产周期短、可鲜食等特点而成为理想的植物生物反应器，因此香蕉转基因技术研究尤其显得重要。由于利用愈伤组织作为转化受体并诱导胚状体而再生的转基因香蕉可降低嵌合体发生[1]，且胚性愈伤组织可大量增殖、保存时间长，因此愈伤组织作为香蕉转基因受体受到越来越多研究者的重视。但香蕉是一种愈伤诱导率极低的作物，且品种间差异极大[1～5]。这极大的限制了香蕉转基因技术的研究。本文就粉蕉愈伤组织诱导进行了探讨，希望为我国香蕉转基因技术的研究提供参考。 2. 材料与方法 2.1 材料 选取香蕉品种粉蕉(Musa spp., ABB)为试验材料。 2.2 方法 2.2.1 外植体表面消毒 剥去未成熟雄花花序的苞叶，直至4 cm左右；在70%(体积分数)的酒精中浸泡1 min；再用1 g/L升汞(HgCl)浸泡10 min；取出，用无菌水彻底冲洗汞。假茎、球茎、幼叶取自试管苗，故无须消毒。 2.2.2 不同外植体的处理 选取粉蕉未成熟雄花花序、假茎、球茎、幼叶为外植体。分别将香蕉未成熟雄花花序剥去苞叶直至1.5 cm左右，沿轴线纵切成4块，再横切成厚约1 mm的薄片；假茎切成厚约1 mm左右的薄片；球茎切成小块；幼叶切成10 mm×10 mm方块接入愈伤组织诱导培养基中培养。 1本课题得到高等学校博士学科点专项科研基金资助课题(No.20050565004) 的资助。
小麦愈伤组织的诱导
小麦愈伤组织诱导与其再生培养体系的建立 前言：小麦属于禾本科植物，麦粒在植物学上称为颖果，在种子学上则称为种子，通常称为小麦。麦粒皮色有红白之分，红皮的叫红麦，白皮的叫白麦。由于品种和受环境影响不同，红皮小麦又有深红色和红褐色；白皮小麦又有白色、乳白色或黄白色之分。 一：目的及意义 我国小麦目前的状况有以下几点：1 我国是农业大国，小麦面积4亿亩、产量9000万吨左右，分别占世界总量的 12%和18%，均居世界第一位。2 我国春小麦主要分布在东北、西北及华北北部。据中国粮油信息中心的数据显示，预计中国 03/04市场年度（7月至次年6月）春小麦播种面积仅为190万公顷，较上年度减少5％，这是多年来中国春小麦种植面积首次低于200万公顷；预计03/04年度春小麦产量为580万吨，较02/03年度下降7.48%。我国的小麦种植面积不断的减小，总产量也在不断减少。由于我国目前存在的状况，农业大国，主产小麦，但小麦的产量的质量都不是很好，种植面积又在减少，本研究主要是提高小麦的产量和质量。 二：综述国内外对小麦的研究状况 2.1 小麦愈伤组织诱导及原生质体的分离与纯化张小红，闵东红，邵景侠（西北农林科技大学，陕西杨凌712100） 试验方法：以普通小麦的幼穗和幼胚为外植体进行了愈伤组织诱导，及由幼胚愈伤组织进行了原生质体分离和纯化试验，研究了幼穗和幼胚外植体及低温预处理等因素对愈伤组织诱导的影响，在原生质体分离中研究了酶浓度和配比、酶解时间及蔗糖浓度等因素对幼胚愈伤组织原生质体游离和纯化的影响。结果表明：小麦幼穗离体培养时，以1.0~1.5 cm长度的幼穗有利于愈伤组织的诱导；小麦幼穗和幼胚外植体采后低温储藏时不易超过3 天，时间太长会影响愈伤组织诱导；2.0%纤维素酶＋0.5%果胶酶+0.6 M甘露醇分离原生质体较好，最佳酶解时间为 4~6 h，原生质体产量和活力较高。 2.2 小麦愈伤组织诱导及其植株再生研究进展王廷璞，陈荃，崔爱明，刘瑞媛，马伟超 （天水师范学院生命科学与化学学院，甘肃天水741001） 试验方法：小麦组织培养体系的建立与完善是应用植物基因工程改良小麦品质的重要基础和保证，综述了近年来小麦愈伤组织诱导及植株再生的研究情况。研究资料表明：小麦组织培养中，不同来源和不同生理状态的小麦外植体（幼胚、幼穗、花药、成熟胚、叶、根等），在愈伤组织诱导和获得再生植株的能力方面均显示了优点和不足。不足之处是在生产过程中，不断受到生物、非生物等因素的胁迫，严重影响其产量及品质。 2.3小麦愈伤组织诱导及其再生能力影响因素的研究贾海燕, 王洪刚 ( 山东 农业大学农学院, 山东泰安 271018) 试验方法：以农艺性状较好的24 份小麦品种( 系) 为材料, 筛选出了愈伤组织诱导率高且植株再生能力强的基因型材料山农995604 和F281- 10, 在此基础上对影响愈伤组织的分化能力以及较长时间保持分化能力的因素进行了研究。结果表明, 在愈伤组织的继代过程中, 保持较高浓度的2, 4- D, 或对愈伤组织进行交替继代培养有利于较长时间保持其再生能力。最佳取材时间在开花后15d 左右,
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告 Modified by JACK on the afternoon of December 26, 2020
院(系、部) 化学与生物工程学院专业生物技术（师范）年级13级学号 姓名组别第二组课程名称植物细胞工程学实验日期 指导老师实验名称植物组织培养综合实验 一、实验目的 1.熟悉MS培养基的组成，掌握贮备液的配制方法 2.学习、掌握植物组织固体培养基的配制和灭菌方法； 3.掌握超净工作台上的接种方法与注意事项，了解接种室的灭菌方法； 4.了解组织培养的基本程序； 5.掌握接种的方法和材料的培养过程； 6.掌握无菌操作技术，包括外植体除菌和接种技术； 7.观察外植体的生长状况、染菌状况，剔除染菌外植体； 8.了解MS培养基和1/2MS培养基的区别 二、实验原理 1.植物细胞的全能性 一切植物都由细胞构成，细胞是构成植物体的基本结构与功能单位。 植物细胞含有全套遗传信息，具有形成完整植物的潜能。 2.植物细胞表现出全能性的条件 1.离体状态； 2.有一定的营养物质，激素和其他外界条件（无菌、温度、pH）； 3.选择性能优良、细胞全能性表达充分的基因型 3.无菌条件
把植物的组织、器官等，使其在人工控制的无菌条件下，使植物在人工培养基上繁殖。用于进行组织培养的组织、器官和细胞称为外植体。在组培中外植体都死带菌的，在接种前必须进行表面消毒，这时取得培养成功的最基本和重要的前体。组织培养的主要过程都是在无菌条件下进行的，所以所有的器材、植物体、接种室都应是无菌的。 4.脱分化与愈伤组织 已有特定结构与功能的植物组织，在一定条件下，其细胞被诱导改变原来的发育途径，逐步逆转其原有的分化形态，转变为具有分生能力的胚细胞的过程称为脱分化。脱分化所用的化学物质与MS培养基的区别是需要激素诱导。所以脱分化培养需在MS培养基上添加激素进行愈伤组织诱导。 5.培养基 植物组织培养常用的培养基为MS培养基。常用的凝固剂是琼脂,它的主要作用是使液体培养基凝固，琼脂本身并不提供任何营养，它只是一种高分予的碳水物从海藻中提取出来，仅溶解于热水，成为溶胶，冷却后(40℃以下)即凝固为固体状凝胶。琼脂的用量一般在4—10克／升之间。琼脂的凝固能力除与原料、厂家的加工方式等有关外，还与高压灭菌时的温度、时间、pH值等因素有关，长时间的高温会使凝固能力下降，过酸过碱加之高温会使琼脂发生水解而丧失凝固能力，存放时间过久，琼脂变褐，也会逐失去凝固能力。MS培养基属于富盐平衡培养基，特点是：无机盐浓度较高，元素间的比例适当，离子平衡性好，具有较强的缓冲性，因而在培养的过程中可维持较好的稳定性；营养丰富，在一般培养中无须额外加
植物组织培养实验参考答案9
植物组织培养实验复习题 一、名词解释 1、大量元素:指含量占生物总重量万分之一以上的元素，包括C、H、O、N、P、S、K、C、Mg等。 2、微量元素:含量占生物总重量万分之一以下的元素。 3、植物生长调节剂:人工合成的对植物的生长发育有调节作用的化学物质。 4、外植体：把由活植物体上切取下来以进行培养的那部分组织或器官 5、细胞全能性：植物体的每个细胞都含有该植物全部的遗传信息。 6、基础培养基：根据植物营养原理和植物组织离体培养的要求而人工配置的营养基质。 7、愈伤组织:人工培养基上由外植体组织的增生细胞产生的一团不定形的疏松排列的薄壁细胞。 8、褐变:植物组织中多酚氧化酶被激活，使酚类物被氧化成醌类物，可抑制其他酶活性，毒害外植体。 9、茎尖脱毒:茎尖分生区的病毒传播速度很慢，利用茎尖组培获得无病毒苗，来达到脱毒的目的。 10、不定芽：凡从叶、根或芽节间或是离体培养的愈伤组织上等通常不形成芽的部位生出的芽。 11、污染率：污染数除以接种数，再乘以100%。 12、诱导率：愈伤数除以未污染数，再乘以100%。 13、成活率：成活数除以未污染数，再乘以100%。 14、接种：将表面消毒的外植体转接到无菌的培养基上的过程。 15、消毒：消灭材料上的病菌（不损伤植物材料）。 16、灭菌：利用物理或化学的方法，达到组织培养所学的无菌环境。 17、母液：欲配培养液的浓缩液。 18、无病毒苗：指不含该种植物的主要危害病毒，即经检测主要危害病毒在植物内的存在表现为阴性反应的苗木。 19、植物组织培养：在无菌条件下，将离体的植物器官、组织、细胞以及原生质体，培养在无菌培养基上和人工控制的环境中，使其生长、分化、增殖，甚至长出新的植株的过程和技术。 20快速繁殖：采取培养基配制，材料灭菌，无菌培养，幼苗转移到苗床，成苗转至大田栽种五步走的繁殖培养方式 21、继代培养：继代培养是指愈伤组织在培养基上生长一段时间后，营养物枯竭，水分散失，并已经积累了一些代谢产物，此时需要将这些组织转移到新的培养基上的培养方式。 22、生根培养：将长到一定长度的微枝（>10mm）转移到生根培养基上培养。 23、玻璃化现象：试管苗的茎叶变成透明水渍状，生长畸形，增殖系数明显下降，难以诱导生根，即使诱导生根，其根系质量极差，移栽成活率极低。 24、暗培养： 25、液体培养：将所需培养物的悬浮液在液体培养基中培养的方法。 26、脱分化：一个成熟细胞回复到分生状态或胚性细胞状态的现象。 27、分化：由于细胞的分工而导致的细胞结构和功能的改变或发育方式改变的过程。 28、热处理脱毒：利用高温下使植物组织中的病毒部分钝化或完全失去活性的方法。 1 / 6 29、微尖嫁接技术：把极小（<0.2mm）的茎尖作为接穗嫁接到实生砧木上（无菌种子培养获无菌
愈伤组织的诱导和培养
班级：植物092 姓名：徐炜佳学号：0901080223 愈伤组织的诱导和培养 一、实验目的及意义 植物愈伤组织的诱导和培养在植物科学的基础研究和应用研究中都有重要的意义。通过本次实验，可以初步掌握植物外植体材料消毒、接种的无菌操作技术，愈伤组织的诱导方法和愈伤组织继代培养的方法。 二、实验原理 植物组织与细胞培养是应用无菌操作的方法培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择适当的消毒剂对植物外植体进行表面消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得植物组织培养，成功的基本前提和重要保证。由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织（callus）。植物生长调节剂如2,4-二氯苯氧乙酸（2,4-D）等是诱导外植体形成遇上组织的重要因素。 三、实验仪器与药品 超净工作台，酒精灯，镊子，剪刀，解剖刀，75%乙醇，酒精消毒棉 材料：烟草无菌苗，甘薯无菌苗 四、实验步骤 1.按下表分别配制培养基
将配置的四种培养基分别分装入20个培养瓶，高温灭菌后水平放置凝固 2.接种前，将实验所需器具放入超净工作台，打开紫外灯灭菌20~30min，关闭紫外灯，开启通风开关。洗手后用酒精喷洒消毒手、手臂、实验材料及培养基外部等进入超净工作台的部分。进入超净工作台，用酒精棉擦拭台面（手勿伸出工作台），台面完全风干后点燃酒精灯。 3.接种开始时，将镊子及手术刀在酒精中浸泡，并在酒精灯外焰上烧炽片刻，充分冷却。取幼嫩的烟草（甘薯）叶片，用手术刀切割成小片，再用镊子将其接种至相应的培养基上，每瓶接种3~5片，封口后取出超净工作台，标注姓名、日期、培养基和接种材料。 4.将上述培养材料常温暗培养，每隔7天观察一次，并记录培养情况 五、实验结果
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验 报告 This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020
水稻愈伤组织的诱导 一、实验目的 1、掌握外植体的消毒方法和接种技术； 2、了解愈伤组织诱导的过程。 二、实验原理 以植物器官、组织、细胞等作外植体进行离体培养时，在一定的诱导培养条件下都能诱导形成愈伤组织。愈伤再经分化培养，通过器官发生途径或体细胞胚胎发生途径可再生成植株。 外植体源自自然环境均为带菌状态，在接种前都必须进行消毒。对于难消毒的材料，有时要几种消毒剂配合使用；对于多茸毛表面粗糙不平的材料，要加展着剂（吐温20）以增强消毒效果。 三、实验材料与用具 1、材料：水稻成熟种子（用于诱导愈伤组织）； 2、试剂：75%酒精，2% NaCLO，无菌水(每组1瓶400mL)； 3、培养基：诱导培养基：NB+2,4-D 2mg/L+蔗糖30g/L+琼脂8g/L（）； 4、仪器设备：培养室、超净工作台、培养皿（￠9cm）2个、枪形镊、量筒（100mL）2个、三角瓶（50mL、无菌）2个、废液缸、保鲜膜、标签纸。 四、实验步骤
1、接种室、培养基及用具表面消毒 用75%酒精棉球试擦超净工作台、镊子，将培养基及用具放工作台，打开紫外灯，照射20分钟以表面消毒。之后关紫外灯，打开工作台风机，通风30分钟后可进行无菌操作。 2、种子去壳 选取饱满、无霉变、成熟的水稻种子，手工脱去谷壳（注意保持胚完整），每人准备30粒去壳种子，并按照分组放到三角瓶中。 3、操作者双手的清洗与消毒 在进入无菌室之前，各操作者先用自来水清洗干净双手并晾干，然后进入无菌室，坐在超净台前位子上后，用含75%酒精的酒精喷壶喷洒双手对双手进行消毒，在超净台风口待双手酒精风干后进入超净工作台。（注意：酒精喷壶喷洒双手时切记不要把酒精喷到超净台的有机玻璃板上！） 4、超净台面的表面消毒（以下工作在超净工作台内进行） 用枪形镊子从含75%酒精棉球的容器中取一团棉球，仔细把整个超净台面擦试一遍，尽量降低超净台面的带菌量，并将废棉球丢到废液缸中，然后点亮超净台里面放置的酒精灯。 5、外植体消毒（分组操作，每组由一位代表操作完成外植体的消毒工作） 将脱谷壳米粒转到一50mL无菌三角瓶→加适量无菌水洗一次（以没过种子为准，下同）→弃水，倒入75%酒精适量，摇动搅拌，放置30秒（过程中适当轻摇动混匀）→弃酒精→加适量无菌水洗一次→弃水→倒入适量2% NaCLO，不时摇动搅拌，共处理30分
植物组织培养实验报告
如对你有帮助，请购买下载打赏，谢谢！ 院(系、部) 化学与生物工程学院专业生物技术（师范）年级13级学号姓名组别第二组课程名称植物细胞工程学实验日期2016.3-6 指导老师实验名称植物组织培养综合实验 一、实验目的 1.熟悉MS培养基的组成，掌握贮备液的配制方法 2.学习、掌握植物组织固体培养基的配制和灭菌方法； 3.掌握超净工作台上的接种方法与注意事项，了解接种室的灭菌方法； 4.了解组织培养的基本程序； 5.掌握接种的方法和材料的培养过程； 6.掌握无菌操作技术，包括外植体除菌和接种技术； 7.观察外植体的生长状况、染菌状况，剔除染菌外植体； 8.了解MS培养基和1/2MS培养基的区别 二、实验原理 1.植物细胞的全能性 一切植物都由细胞构成，细胞是构成植物体的基本结构与功能单位。植物细胞含有全套遗传信息，具有形成完整植物的潜能。 2.植物细胞表现出全能性的条件 1.离体状态； 2.有一定的营养物质，激素和其他外界条件（无菌、温度、pH）； 3.选择性能优良、细胞全能性表达充分的基因型 3.无菌条件 把植物的组织、器官等，使其在人工控制的无菌条件下，使植物在人工培养基上繁殖。用于进行组织培养的组织、器官和细胞称为外植体。在组培中外植体都死带菌的，在接种前必须进行表面消毒，这时取得培养成功的最基本和重要的前体。组织培养的主要过程都是在无菌条件下进行的，所以所有的器材、植物体、接种室都应是无菌的。 4.脱分化与愈伤组织 已有特定结构与功能的植物组织，在一定条件下，其细胞被诱导改变原来的发育途径，逐步逆转其原有的分化形态，转变为具有分生能力的胚细胞的过程称为脱分化。脱分化所用的化学物质与MS培养基的区别是需要激素诱导。所以脱分化培养需在MS培养基上添加激素进行愈伤组织诱导。 5.培养基 植物组织培养常用的培养基为MS培养基。常用的凝固剂是琼脂,它的主要作用是使液体培养基凝固，琼脂本身并不提供任何营养，它只是一种高分予的碳水物从海藻中提取出来，仅溶解于热水，成为溶胶，冷却后(40℃以下)即凝固为固体状凝胶。琼脂的用量一般在4—10克／升之间。琼脂的凝固能力除与原料、厂家的加工方式等有关外，还与高压灭菌时的温度、时间、pH值等因素有关，长时间的高温会使凝固能力下降，过酸过碱加之高温会使琼脂发生水解而丧失凝固能力，存放时间过久，琼脂变褐，也会逐失去凝固能力。MS培养基属于富盐平衡培养基，特点是：无机盐浓度较高，元素间的比例适当，离子平衡性好，具有较强的缓冲性，因而在培养的过程中可维持较好的稳定性；营养丰富，在一般培养中无须额外加入复杂的有机成分；微量元素种类全，浓度高。这类培养基是目前使用最广泛的培养基。 6.生长调节物质 包括天然植物激素额人工激素类似物。植物激素是一类植物自身合成、同时对其生长发育具有重要调节作用的有机化合物。生长调节物质对于离题培养中的细胞分裂分
胡萝卜愈伤组织诱导培养实验
云南大学生命科学学院本科教学实验教学中心 细胞工程实验实验报告 胡萝卜愈伤组织诱导培养实验 摘要：以胡萝卜为实验材料，利用直根形成层为外植体诱导出愈伤组织，探讨了不同激素比例对胡萝卜愈伤组织诱导的影响，然后在诱导后的愈伤组织多次继代培养获得生长旺盛的分化组织，接着进行再分化，在胡萝卜培养过程中掌握诱导培养技术还有细胞培养所要求的无菌技术。 关键字：胡萝卜；愈伤组织；继代培养；再分化；组织培养 胡萝卜(Daucus carota L)为伞形科两年生草本植物，因其营养丰富、又具药用价值，且耐运输、易栽培、病虫害少和耐贮藏，而成为人们常食蔬菜。同时又作为生物技术研究的理想材料，因此建立一个高效的、实用的组织培养快速繁殖体系则是研究植物遗传转化的基础。本文对胡萝卜愈伤组织诱导的最佳培养基进行探讨，研究了激素对胡萝卜愈伤组织诱导的影响，为其高效生产次生代谢产物α-胡萝卜素、β-胡萝卜素以及将来组织培养的工厂化和分子生物学研究打下基础【1】。 1.材料和方法 1.1材料来源：胡萝卜根，长10~20cm，直径1cm以上。 1.2方法： 1.2.1愈伤组织的诱导培养 （1）培养基的配制：MS +2，4-D 2mg/L + KT 0.5mg/L+3%（30g/L）白砂糖+0.95%（9.5g/L）琼脂，pH5.8 （2）胡萝卜的选材、修剪和清洗：选择新鲜较粗的萝卜，先用自来水冲洗，再2％洗涤剂浸泡20分钟，清水冲洗（注意材料损伤） （3）对材料进行灭菌：在超净工作台上用75％乙醇30-60s；0.1%升汞8-10分钟; 无菌水冲洗3-5次； （4）无菌修剪：用解剖刀进一步去除两端1cm，将中断切成0.5cm厚的薄圆片，然后再切去外壁2—3mm厚的皮，选取中间的部分移至无菌的部分，用刀通过形成层切成1cm2的小块； （5）接种：无菌操作将处理好的材料接种于培养基上，2-3个材料/瓶 （6）培养及观察记录：25 ℃，光照培养，定期观察污染情况，生长状况 1.2.2继代培养 从培养瓶中取出愈伤组织，置于无菌培养皿内，用解剖刀将愈伤组织坏死部分剔除并将愈伤组织切成黄豆大小颗粒，放在无激素的新鲜培养基表面，用镊子轻轻压实，每个培养瓶接种2~3个切块。用记号笔标注操作者、组别和日期。（3~4周后在相同培养基上继代培养1次）1.2.3愈伤组织再分化的诱导 （1）培养基： MS+2，4-D 0.5mg/L+KT 0.2mg/L （2）从培养瓶中取出愈伤组织，置于无菌培养皿内，用解剖刀将愈伤组织坏死部分剔除并将愈伤组织切成黄豆大小颗粒，放在培养基表面，用镊子轻轻压实，每个培养瓶接种2~3
绿豆芽愈伤组织诱导培养实验报告
生物工程中游技术实验 --植物组织、器官培养的研究 学校： 学院： 班级： 姓名： 学号：
绿豆芽愈伤组织诱导培养实验 【摘要】本实验以MS＋2,4-D为基本培养基,添加NAA或6-BA,对绿豆芽材料进行体外培养,诱导形成愈伤组织。结果表明,在一定浓度范围内,NAA和6-BA对绿豆芽的诱导有促进作用。不同激素组合培养下，绿豆芽外植体形成愈伤组织的类型不同,其色泽、细胞的形态结构显著不同。其中，细胞分裂素和生长素的组合诱导芽及芽的增殖效果最好，MS+6-BA(6mg/L)+NAA(0.4mg/L)培养基最适。 【关键词】绿豆芽；组织培养；愈伤组织；6-BA；2,4-D；NAA;全能性 一、前言 细胞工程(Cell engineering) 是指应用现代细胞生物学、发育生物学、遗传学和分子生物学的理论与方法，按照人们的需要和设计，在细胞水平上的遗传操作，重组细胞的结构和内含物，以改变生物的结构和功能，即通过细胞融合、核质移植、染色体或基因移植以及组织和细胞培养等方法，快速繁殖和培养出人们所需要的新物种的生物工程技术。其常用技术手段有植物组织培养，植物体细胞杂交、动物细胞培养、动物细胞融合、单克隆抗体、胚胎移植、核移植等。根据细胞类型的不同，可以把细胞工程分为植物细胞工程和动物细胞工程两大类。本文主要综述细胞工程中植物细胞工程的植物组织培养这一技术手段。植物组织培养技术的应用范围包括快速繁殖、培育无病毒植物，通过大规模的植物细胞培养来生产药物、食品添加剂、香料、色素和杀虫剂等。 植物组织培养，诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。在植物组织培养中，由于植物细胞具有全能性,即植物的体细胞具有母体植株全部遗传信息并会发育成为完整的个体。因而,每一个植物细胞可以像胚胎细胞一样,经离体培养再生成植株。随着细胞工程技术的不断发展,植物细胞和组织培养这一细胞工程技术也无例外地得到发展,目前已在许多植物上,特别是在农林生产实践中得到了广泛应用。尤其在林木优良品种和无性系的快速繁殖方面进展较快。统计资料显示,目前全世界已有6000多种植物细胞和组织培养成株。实验证实,植物叶肉细胞、茎尖、根尖、花粉、胚、胚乳等细胞或组织均可以再生成植株。 本试验旨在利用NAA和6-BA的组合调控来诱导绿豆芽的愈伤组织，加深对植物外植体消毒、接种的无菌操作技术，学习外植体愈伤组织诱导的方法。 6-BA为细胞分裂素，主要作用是促进芽的形成,也可以诱导愈伤组织发生。如果超过0.1毫克就会抑制发根，超过0.5毫克则完全不发根。NAA是广谱型植物生长调节剂，能促进细胞分裂与扩大，诱导形成不定根。2,4-D是一种人工合成的植物生长激素。
试验四植物组织
实验四植物组织 一、目的与要求 掌握各类植物组织的形态结构特点，学会在植物的器官中识别各种组织。 二、材料与用具 新鲜材料：蚕豆、天竺葵、向日葵、八宝、紫竹梅等植物叶，柑橘果皮、芹菜叶柄、梨果实和秋海棠的叶，马铃薯块茎、南瓜茎和蓖麻茎皮的组织离析材料。 永久制片：玉米或洋葱根尖纵切，茎尖顶芽纵切，小麦、玉米叶的表皮，接骨木幼茎和老茎的横切，小麦、玉米种子的纵切，水稻、黑藻、眼子菜的茎横切，南瓜茎横切及纵切，松茎三切面，多年生椴树茎横切。 用具：显微镜、放大镜、剪刀、镊子、刀片、载玻片、盖玻片、培养皿、I2-KI染液。 三、内容与方法 （一）分生组织 1．根尖分生组织观察 取玉米或洋葱根尖纵切永久制片观察，先用低倍镜找出细胞最小、染色最深，核大、细胞质浓厚、没有明显的液泡的区域为分生区，即为根端生长锥，细胞没有任何的分化，有着强烈持久的分裂能力，称原分生组织。在其前端有一帽状的根冠，注意观察有无正在分裂的细胞，如果有是处于哪一个分裂期？根尖的后一部分的细胞已有初步的分化，其最外一层细胞为原表皮，在其与原表皮之间的区域为基本分生组织，中央染色较深的部位为原形成层（图4-1）。 图4-1 洋葱根尖 2．茎尖分生组织观察 取黑藻茎尖纵切永久制片观察（图4-2），在切片中有很多幼叶，幼叶之中包藏着顶端分生组织，即茎的生长锥。它比根尖分生区复杂，因为在生长锥周围有叶原基和腋芽原基的发生和形成。注意识别叶原基突起仅有两层细胞厚，而腋芽原基有多层细胞的半圆形突起。
图4-2 黑藻茎尖 1.生长锥 2.腋芽原基 3.叶原基 4.幼叶 观察丁香等陆生植物茎尖纵切永久制片，寻找茎尖分生组织所在的部位，可见茎尖生长锥上叶原基和腋芽原基的发生均靠近前端，结构复杂，但它们的原形成层分化明显，为纵向伸长的、着色较深的维管组织的前身，胞质浓厚。 3．居间分生组织观察 取玉米茎尖没有拔节时的嫩茎节间基部的居间分生组织纵切片观察，可见大部分染色浅的细胞，相当于基本分生组织，薄壁的细胞多呈横向伸长的扁平状态，除纵向分裂者外，横向分裂极为明显，而且出现了程度不同的液泡化。而局部相当于原形成层束的细胞纵列呈索状，细胞呈等直径形或细长形，胞核密集、染色很深，并常见有原生木质部贯穿于其中的原始维管束。 （二）保护组织 1．取新鲜的植物叶（豌豆、天竺葵、向日葵等），撕取下表皮一小块，制成临时装片观察。可以见到表皮细胞形状不规则，表皮细胞之间有气孔器分布。每一气孔器有一对肾形的保卫细胞，内含一细胞核和较多的叶绿体，保卫细胞之间的缝隙即为气孔（图4-3）。可用I2-KI 溶液染色，使含淀粉的叶绿体变成紫黑色，而细胞核呈暗黄色来区分叶绿体和细胞核。 图4-3 豌豆叶下表皮 1.气孔 2.保卫细胞 3.表皮细胞 2．取一些具有表皮毛的植物如天竺葵的叶，撕其表皮制成临时装片，观察不同形态的表皮毛。 3．取小麦或玉米叶的下表皮装片观察。其表皮主要由排列紧密的长方形的表皮细胞组成，在长细胞之间夹有成对的短细胞、表皮毛和气孔器。气孔器的两个保卫细胞呈哑铃形，它的两端壁薄，膨大成球状，其胀缩变化直接影响气孔的启闭，中部狭窄，壁较厚，在哑铃
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告 一实验目的 让植物组织经过脱分化作用，形成愈伤组织，经过再分化作用，愈伤组织又能重新分化为有结构的组织和器官，最终形成完整的植株。 二实验原理 植物组织培养是把植物的器官，组织以至单个细胞，应用无菌操作使其在人工条件下，能够继续生长，甚至分化发育成一完整植株的过程。植物的组织在培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，又能重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织。这一过程称为“脱分化作用”，已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称“再分化作用”。植物激素在此过程中起着重要的作用，吲哚乙酸（IAA ）和 6 –苄基氨基腺嘌呤（6 – BA ）的比例，决定了根和芽的分化。 三实验器材 （一）试剂 乙醇、IAA 或 2 ，4 – D 、HgCl 2 （或次氯酸钠）、6- 苄基氨基腺嘌呤（6-BA ） MS 培养基 （二）仪器设备 培养室，高压灭菌锅，水浴锅，解剖刀，三角烧瓶（100mL ），烧杯，量筒，培养皿，超净工作台，分析天平，长镊子，剪刀，橡皮筋等 三实验步骤 1. 配制培养基 （1 ）愈伤组织诱导培养基：MS 培养基（蔗糖含量为10 g/L ，2,4 – D 含量为 2 mg/L ，琼脂10 g/L ）。 （2 ）试验培养基：在MS 培养基中按表33 – 1 加入IAA 和6–BA 。 吲哚乙酸先用少量0.1 mol/L NaOH 溶解，6- 苄基氨基腺嘌呤先用少量0.1 mol/L HCl 溶解，然后用蒸馏水稀释，再加入培养基中。 2. 培养基灭菌 将配好的培养基加入琼脂加热溶解，调至pH 5.8 ，趁热分装于100 mL 三角烧瓶中，每瓶约20 mL 。待培养基冷却凝固后，用两层称量纸包扎瓶口，并用橡皮筋扎牢，然后在高压灭菌锅中121 ℃（ 1 kg/cm 2 ）下灭菌20 min 。取出三角烧瓶放在台子上，
实验1 愈伤组织的诱导
实验1 愈伤组织的诱导 1、实验目的 （1）学习植物材料表面灭菌的常规方法； （2）了解接种的无菌操作技术； （3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。 2、实验原理 植物组织培养是应用无菌操作的方法，培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。 由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上，可以通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织。 3、实验仪器和试剂 仪器：超净工作台、光照培养箱、酒精灯、打火机、记号笔、脱脂棉、75%酒精及棉球。 无菌器材：无菌吸水纸（定性滤纸）、灭菌培养皿、无菌水、镊子、解剖刀。 植物材料：直根胡萝卜、烟草叶片。 试剂：95%乙醇、0.1%氯化汞。 培养基：MS+1mg/L 2,4-D+30g/L蔗糖+10g/L琼脂,pH5.8 4、实验步骤 （1）接种前，用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面，打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯，照射约30 min，然后关闭紫外灯，通风20 min后，打开日光灯即可进行无菌操作。 （2）外植体预处理：将胡萝卜根用流动的自来水冲洗干净，用小刀削去其表皮1-2mm，切成大约15-20mm厚的块段。 （3）以75%乙醇棉将手擦试一遍。以下操作全部在无菌条件下进行。
（4）外植体消毒：用0.1%的升汞消毒1min-3min（烟草叶片消毒10秒钟左右）,然后用无菌水中漂洗3次，每次2分钟。 （5）将胡萝卜片放入垫有无菌滤纸的培养皿中，一手用消毒好的镊子固定胡萝卜，一手用灭菌后的解剖刀切除胡萝卜块段截面的表面部分，余下部分切成包含形成层的长、宽约5mm，厚约5mm的小块。在完成切割后，将解剖刀和镊子放入95%乙醇中浸蘸一下，在酒精灯焰上灼烧灭菌之后，放回原处，待冷却后即可使用。注意：在每一次使用镊子、解剖刀后，都要对其消毒一次。 （6）接种：在酒精灯焰附近处，用无菌镊子夹取胡萝卜薄片并迅速半插入琼脂培养基上，每皿放4-5片，注意将近根尖的一面接触培养基。将培养皿口在酒精灯焰上小心地轻转灼燎数秒，立即用封口膜封好瓶口。 （7）培养：将接种后的三角瓶放到光照培养箱中，在25℃下的黑暗中培养3-4周。 5、结果记录与分析 （1）接种1周-10天后，调查、计算污染率： 污染率(%)=污染的材料数/接种材料数×100% （2）每周观察并记录胡萝卜外植体产生愈伤组织的情况，包括出现愈伤组织前培养物的形态，愈伤组织出现的时间以及愈伤组织的形态特征（愈伤组织的颜色、质地等），4周后调查、计算愈伤组织诱导率： 诱导率（%）=形成愈伤组织的材料数/接种材料数×100% 6、思考题 （1）分析影响愈伤组织诱导的主要因素。 （2）以胡萝卜为材料为什么要强调要切取含有形成层部分，胡萝卜其它部分（如茎、叶、花）能否诱导出愈伤组织？ 实验二真菌菌丝DNA提取 1实验目的 学习利用CTAB法少量提取真菌菌丝体DNA，同时掌握在DNA提取中各
植物组织培养试验
《植物组织培养技术》实验指导 实验一组培室设备参观及器皿的洗涤和灭菌 一、目的要求： 1．通过参观，了解组织培养室的几个主要组成部分和各部分应有的基本设备以及有关仪器的用途与功能。 2．通过实际操作，学会洗涤剂的配制和各种器皿的清洗和灭菌方法。 二、材料用具： 高压灭菌锅、烘箱、超净工作台、双筒解剖镜、酸度测定仪、空调机、控温仪、百分之一与万分之一天平、电炉、玻璃器皿（试管、三角瓶、移液管、漏斗、烧杯、容量瓶、试剂瓶、量筒酒精灯），以及镊子、解剖刀、解剖针、手术剪，肥皂、洗衣粉、重铬酸钾、浓硫酸等。三、说明： 在进行各类具体的组培实验前，首先了解组培室的结构及主要设备的用途和性能是十分必要的，总体上的了解有利于以后各实验的进行以及正确的使用各种仪器和设备。 植物组织培养是一项十分细致的工作，为了保证植物外植体不受污染，第一关就是要对各种器皿进行清洗和消毒，使它们保持无菌状态，
做这些工作同样有一套科学的方法和需要熟练的技巧，因此每个学生必须学好这套基本功。 四、方法和步骤： 首先在老师带领下参观组培室，并听取讲解，然后配制洗液，称取工业用重铬酸钾40克，溶解在500ml在水中，然后徐徐加入450ml 粗制浓硫酸（或废硫酸）配好的溶液呈红色，铬酸洗液是一种强氧化剂，去污能力强，但玻璃器皿上沾有油脂、凡士林、石蜡等则用此液无效，铬酸洗液可反复使用，直到溶液呈青褐色为止。此溶液腐蚀性强，洗涤时需注意。 每人清洗部分玻璃器皿，方法：清水洗净→泡入洗衣粉水溶液中进行洗刷→清水反复冲洗→蒸馏水淋一遍→烘干备用。 然后清洗部分较脏的玻璃器皿，方法：采用先碱后酸，即用洗衣粉洗刷后冲洗干净→晾干→侵入酪酸洗液，浸泡时间视器皿的肮脏程度而定→清水反复冲洗干净→蒸馏水淋洗一遍→烘干备用。 带有石蜡或胶布的器皿：先将其除去，再用常规洗涤，石蜡用水煮沸数次即可去掉，胶布粘着物则需用洗衣粉液煮沸数小时，再用水冲洗，凉干后浸入洗液，以后的步骤同前。 对器皿和用具进行高压灭菌，即用手提式高压灭菌锅，在1.1个大气压下保持15~20分钟。解剖刀、手术剪、解剖针、镊子等用具在接
愈伤组织诱导及观察
一.实验目的 通过愈伤组织诱导的操作，使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法，如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率，愈伤组织诱导率的统计与观察。使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用，还使同学们了解无菌培养的无菌操作，清楚植物体的带菌部位等。 二.实验内容 （一）、实验原理 植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。在植物组织培养中，主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。 愈伤组织的形成 从一块外植体形成典型的愈伤组织，大致要经历三个时期：起动期、分裂期和形成期。 起动期是指细胞准备进行分裂的时期。用于接种的外植体的细胞，通常都是成熟细胞，处在静止状态。起动期是通过一些刺激因素(如机械损伤、改变光照强度、增加氧等)和激素的诱导作用，使外植体细胞的合成代谢活动加强，迅速进行蛋白质和核酸的合成。机械损伤能诱导植物体细胞开始分裂，如伤口上会出
植物愈伤组织诱导培养基的配制
中 国 海 洋 大 学 实 验 报 告 姓名： 马宁 专业年级： 生命基地班2009级 学号： 040212009020 课程： 植物生理学实验 题目： 植物愈伤组织诱导培养基的配制 一 .实验目的 1、掌握植物组织培养基母液配制的原则。 2、掌握植物MS 培养基的配制方法。 3、学会使用高压灭菌锅。学会植物组织含水量、自由水和束缚水含量的测定 二 .实验原理 概念： 1.植物组织培养： 将植物的器官组织以至单个细胞，应用无菌操作方法，使其在人工条件下，能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。 2.愈伤组织及脱分化、再分化： 植物的组织在人工培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，可以重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这一过程称为“脱分化作用”。而已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称为“再分化作用”。植物激素在“再分化”过程中起着重要作用，生长素和细胞分裂素的比例，决定了根和芽的分化。 培养基配置见下表 化合物 含量 mg/L 母 液 吸取母 液量 ml/L 编号 浓度 mg/ml 称量 mg 配制量 ml NH 4NO 3 1650 1 33 16500 500 25 KNO 3 1900 38 19000 KH 2PO 4 170 3.4 1700 MgSO 4.7H 2O 370 7.4 3700 CaCl 2.2H 2O 440 2 8.8 4400 500 25
三 .主要仪器试剂 三蒸水、蔗糖、琼脂、用分析纯试剂：NH4NO3、KNO3、KH2PO4、MgSO4?7H2O 、CaCl2?2H2O 、 ZnSO4?7H2O 、MnSO4?4H2O 、H3BO3预先配制好的不同组分的培养基母液、2-4D 溶液、烧杯、移液管、铁缸子、玻璃棒、手套、加热器等。 四.实验操作步骤 1、母液的配制（教师配好） 1）配制母液的好处和原则 （1）好处 a.可减少每次配制称量药品的麻烦. b.减少极微量药品在每次称量时造成的误差。 母液配成10~100倍，2－4℃冰箱中保存，用时按比例稀释。 （2）原则：按照药品的种类和性质（相似）分别配制，避免形成沉淀。 2）实验中用到的各母液 ZnSO 4.7H 2O 8.6 3 0.86 430 500 5 MnSO 4.4H 2O 22.3 2.23 1115 H 3BO 3 6.2 0.62 310 NaMoO 4.2H 2O 0.25 4 0.25 125 500 0.5 CuSO 4.5H 2O 0.025 0.025 12.5 CoCl 2.6H 2O 0.025 0.025 12.5 KI 0.83 5 0.083 41.5 500 5 Na-EDTA 37.3 6 7.46 3730 500 2.5 FeSO 4.7H 2O 27.8 5.56 2780 盐酸硫胺素 0.1 7 1 25 25 0.05 盐酸吡多醇 0.5 8 1 25 25 0.25 肌醇 100 9 20 1000 50 2.5 甘氨酸 2 10 1 50 50 1 烟酸 0.5 11 1 25 25 0.25