双酶切连接反应之全攻略

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【原创】双酶切连接反应之全攻略(原创)

双酶切连接反应之全攻略

前一阵子一直在做双酶切质粒重组,失败了很多次,不过很快改善了实验方法,用2周重组了 14个质粒。现就自己的体会,结合战友的宝贵经验,谈一下质粒重组的一些个人经验。

1、回收PCR产物:在进行PCR扩增时候,给引物两端设计好酶切位点,一般说来,限制酶的选择非常重要,尽量选择粘端酶切和那些酶切效率高的限制酶,如BamHI,HindIII,提前看好各公司的双切酶所用公用的BUFFER,以及各酶在公用BUFFER里的效率。选好酶切位点后,在各个酶的两边加上保护碱基,其原则可参照:/upload/2006/08/13/31219184.pdf。双酶切时间及其体系:需要强调的是很多人建议酶切过夜,其实完全没有必要,我一般酶切3个小时,其实1个小时已经足够。应用大体系,如100微升。

纯化问题:纯化PCR产物割胶还是柱式,我推荐柱式,因为割胶手法不准,很容易割下大块的胶,影响纯化效率。现在的柱式纯化号称可以祛除引物,既然如此,酶切掉的几个碱基肯定也会被纯化掉了。所以,PCR产物和双酶切产物的纯化均可应用柱式纯化。我用的是TAKARA的纯化柱试剂盒

酶量的问题:以TAKARA的为例,其对1单位酶的定义如下:在50 μl 反应液中,30℃温度下反应1小时,将1 μg 的λDNA 完全分解的酶量定义为1个活性单位(U)。而该酶浓度约为15单位/微升,在除外酶降解的因素外,该酶可分解15μg的DNA,而一般从1-4ml菌液提出的 DNA约为3μg,而PCR纯化后的产物(50体系)约为3μg,所以即便全部加进去,只要纯化的质量好,酶切完全切得动。

2、酶切、回收后的PCR产物与载体的连接

摩尔比的计算,很多人凭经验也可以。但对于初学者从头认真计算则非常有必要。回收的载体片段:回收的PCR产物片段=1:10 ,一般取前者0.03pmol,后者取0.3pmol。

pmol为单位的DNA转换为为µg单位的DNA:(X pmoles×长度bp×650)/ 1,000,000 (注:长度bp×650是该双链DNA的分子量)所得数值即为µg,也可以直接用这个公式套.1pmol 1000bp DNA=0.66μg,如载体是5380bp,则0.03pmol为

0.03×5.38×0.66=0.106524µg。

测DNA浓度可以在专用机子上测,注意OD值,一般约1.8-2.0.另外,如果嫌麻烦,也可用MARKER进行估测,如MARKER2000,5微升的 MARKER每个条带约50ng。

连接反应:TAKARA的连接酶上的说明写的过夜,而其对连接酶单位的定义为:在20 μl的连接反应体系中,6 μg的λDNA-Hind III的分解物在16℃下反应30分钟时,有90%以上的DNA片段被连接所需要的酶量定义为1个活性单位(U)。而它的浓度为350 U/μl ,所以完全够用。连接酶容易失活,注意低温操作,最好在冰上。时间3个小时足已。

3、转化:

a、全量(10 μl)加入至100 μl JM109感受态细胞中,冰中放置30分钟。

b、42℃加热45秒钟后,再在冰中放置1分钟。

c、加入890 μl AMP阴性培养基,37℃振荡培养60分钟。

取100μl铺板。也可离心后余100μl

几个非常重要的问题

1 做转化的时候,进行酶连接反应时,注意保持低温状态,因为LIGASE酶很容易降解.为保险起见,一般连接3小时,16度.

2 对含有AMP-RESISTENCE的质粒铺板时,注意加AMP时的温度,温度过高,会使克隆株无法筛选出来.我的方法是培基高温消毒后放在烤箱里,烤箱一般温度为55-60度,然后做的时候拿出来,这样好掌握温度。铺板前后注意用吹风机吹干

3对照的设立:

为验证双酶切是否成功,可做如下对照:

A 酶切反应时加各单酶分别切,两管,用同一种BUFFER,跑胶,看单切的两管是否成线性.如两管均成线性可初步判断双酶切成功. 做转化时,也要进行对照.

设4个:

A.即拿双酶切的质粒产物也进行连接反应,这个对照可进一步看双酶切是否成功,如果长出克隆,说明很有可能只进行了单酶切,

如没长出克隆,则证明双酶切成功,当然要保证感受态,培基,连接酶都'正常'的情况下.

B.酶切过的未进行连接反应的双酶切产物,进行转化,这一步可以证明是否有残留的未被任何酶切的原始质粒

C.设原始质粒为对照,意为检测整个操作过程中是否有误.

D.AMP阴性板上用同一批感受态细胞铺板20微升足够,检测感受态状况.

4.所有的试剂切记低温保存.一步一个脚印.不要偷懒,图省事最后却更费事.注意设立对照。

经PCR鉴定,克隆90%-100%的阳性率,所以在后面的挑克隆中,我只挑选4个就足够了。然后双酶切鉴定,测序。。。。。。希望大家不断补充。

就上面的对照简要说一下我的结果。转化后第二天可见14个标本的平皿上长了很多克隆,约100个左右,我用的是直径6cm的板子,所以仍显较多,(我是先挑半个克隆并标记好行PCR鉴定后再对另外的一半进行摇菌抽提质粒),较难挑克隆,所以铺皿时不用离心,直接用100微升的铺皿就可以了,我其中一个是这样做的,长得克隆较大,很好挑选。

下面简要的说一下对照的结果。

A 只长出了3个克隆,以100的基数计算,约为3%。即双酶切反应中质粒只有3%进行了单酶切

B 约有5个克隆,即质粒完全没被切动的约5%

C 长了很多克隆,证明操作系统没有问题。为系统控制指标。

D 长了很多克隆,证明感受态没有问题。

这些对照相辅相成,扬长避短。万一什么都没作出来,也好分析原因。

JM108感受态细胞的制备

刚开始做实验时,是向TAKARA购买的,一支30元,定了10支。后来干脆自己做,感觉质量和TAKARA的质量不相上下,下面谈谈我制作感受态的体会。

前期工作

分子生物耗费时间在于准备过程太多。所以做好前期工作非常重要,所谓‘磨刀不误砍材功’。

注意事项

1.不要用经过多次转接或储于4℃的培养菌,最好从-70℃或-20℃甘油保存的菌种划板(AMP阴性)37度过夜培养,划板时用小TIP头挑少许冰渣即可,轻划S行。同时记得设立对照:A 、在AMP阳性板划菌,排出AMP抗性菌污染。大家都知道,实验室很多材料从师姐传师妹,或许经过很多人的转手。所以从头鉴定所用材料的可靠性非常必要。B、AMP阴性空白培基。系统控制参照,为更准确起见,用TIP头不沾任何东西进行划板。第二天挑克隆。

2. 质粒的质量和浓度:用于转化的质粒DNA应主要是超螺旋态DNA(cccDNA)。转化效率与外源DNA的浓度在一定范围内成正比,但当加入的外源DNA的量过多或体积过大时,转化效率就会降低。1ng的cccDNA即可使50μl 的感受态细胞达到饱和。一般情况下,DNA溶液的体积不应超过感受态细胞体积的5%。不过我一般链接反应后(TAKARA的链接酶,体系25微升)会全量加到200微升的感受态里,约为150ng(载体0.1微克,目的片段约0.05微克)。效果也好。

3. 试剂的质量: 所用的试剂,如CaCl2 等均需是最高纯度的(GR.或AR.),并用超纯水配制,最好分装保存于干燥的冷暗处。国产的当然也可以。我用都是国产的,好像是陇西化学制剂,分析纯。

4. 防止杂菌和杂DNA的污染:整个操作过程均应在无菌条件下进行, 所用器皿, 如离心管, tip头等最好是新的,并经高压灭菌处理,所有的试剂都要灭菌,且注意防止被其它试剂、DNA酶或杂DNA所污染, 否则均会影响转化效率或杂DNA的转入, 为以后的筛选、鉴定带来不必要的麻烦。

培养基的配制

1.配制LB-AMP抗性培养基LB液体培养基:精解蛋白胨10g,酵母抽提物5g,氯化钠l0g,加去离子水800ml充分搅拌溶解,用1mol/LNaOH调pH7.0,补加去离子水至1000毫升,高压灭菌,4度保存。我一般没有用1mol/LNaOH调pH7.0。而是直接精解蛋白胨10g,酵母抽提物5g,氯化钠l0g加去离子水至1000ml。

2.LB固体培养基:LB液体培养基中加1.5%琼脂粉,高压灭菌消毒;

3.Amp母液:用无菌水或生理盐水配制成100mg/ml即100 ug/ul溶液,置-20℃保存;AMP500mg/支,一支用5ml稀释即得。然后分5支分装(浓度100mg/ml即100 ug/ul)。

4.含Amp的LB固体培养基:将配好的LB液体培养基高压灭菌后冷却至60℃左右,加入Amp储存液,使终浓度为100ug/ml摇匀后铺板(30ml/90mm):即多少毫升培养基加多少微升上述的Amp母液多少毫升培基=加多少微升母液,或减半量则最终浓度为

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