植物愈伤组织诱导培养实验指导

合集下载

愈伤组织的诱导和培养

愈伤组织的诱导和培养

班级:植物092 姓名:徐炜佳学号:0901080223愈伤组织的诱导和培养一、实验目的及意义植物愈伤组织的诱导和培养在植物科学的基础研究和应用研究中都有重要的意义。

通过本次实验,可以初步掌握植物外植体材料消毒、接种的无菌操作技术,愈伤组织的诱导方法和愈伤组织继代培养的方法。

二、实验原理植物组织与细胞培养是应用无菌操作的方法培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。

如果组织培养使用的植物材料是带菌的,在接种前就必须选择适当的消毒剂对植物外植体进行表面消毒,获得无菌材料进行组织培养,这是取得植物组织培养,成功的基本前提和重要保证。

由于植物细胞具有全能性,外植体在合适的培养基上通过脱分化,形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织(callus)。

植物生长调节剂如2,4-二氯苯氧乙酸(2,4-D)等是诱导外植体形成遇上组织的重要因素。

三、实验仪器与药品超净工作台,酒精灯,镊子,剪刀,解剖刀,75%乙醇,酒精消毒棉材料:烟草无菌苗,甘薯无菌苗四、实验步骤1.按下表分别配制培养基将配置的四种培养基分别分装入20个培养瓶,高温灭菌后水平放置凝固2.接种前,将实验所需器具放入超净工作台,打开紫外灯灭菌20~30min,关闭紫外灯,开启通风开关。

洗手后用酒精喷洒消毒手、手臂、实验材料及培养基外部等进入超净工作台的部分。

进入超净工作台,用酒精棉擦拭台面(手勿伸出工作台),台面完全风干后点燃酒精灯。

3.接种开始时,将镊子及手术刀在酒精中浸泡,并在酒精灯外焰上烧炽片刻,充分冷却。

取幼嫩的烟草(甘薯)叶片,用手术刀切割成小片,再用镊子将其接种至相应的培养基上,每瓶接种3~5片,封口后取出超净工作台,标注姓名、日期、培养基和接种材料。

4.将上述培养材料常温暗培养,每隔7天观察一次,并记录培养情况五、实验结果组织长芽,而当生长素含量大于细胞分裂素含量时,二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定根,也可形成愈伤组织,细胞色素沉淀情况严重;NAA为植物生长素,6-BA为细胞分裂素,促进扦插生根,而当细胞分裂素含量大于生长素含量时,二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定芽,此次实验由于温度非形成愈伤组织的最适温度,所以未形成完整的愈伤组织细胞团。

实验4和5 苜蓿愈伤组织诱导

实验4和5 苜蓿愈伤组织诱导

四、苜蓿无菌苗的培养实验四、实验实验实验五五、苜蓿愈伤组织诱导【目的要求】:1、学会种子的消毒方法;2、学习接种操作技术规范。

【实验内容】:1、种子的挑选;2、种子的消毒;3、接种技术;4、离体培养;5、学会辨别下胚轴的方法并了解组织培养外植体的选择;6、利用离体培养技术建立了多种植物的无性繁殖体系。

【实验用具】:超净工作台、酒精灯、平皿、三角瓶、枪形镊、标签纸、记号笔、pH试纸等。

【实验药品】:各种盐类以及有机物质按照MS培养基配方准备,0.1%氯化汞,蔗糖,琼脂。

【实验方法】:1、种子的挑选原则:挑选饱满有光泽的成熟种子2、种子的消毒:(1)清水冲洗3遍;以下在无菌工作台进行(2)75%酒精浸泡30秒,将酒精倒入废液缸;(3)0.1%的氯化汞浸泡12分钟,将废液倒入废液缸;(4)再用无菌水清洗3边,废水倒入废液缸;(5)将消毒好的种子平分到带滤纸的培养皿中。

3、接种(无菌工作台)(1)取装有MS培养基的培养瓶,用酒精棉球将瓶外擦拭消毒,同时将手及台面擦拭消毒;(2)将种子均匀整齐接入培养瓶,包好封口纸;4、培养:将接种好的培养瓶送入培养间25±2℃光照培养3-7天。

5、愈伤组织的诱导:将苜蓿幼芽从培养瓶取出放入带有滤纸的培养皿中,用手术刀截取下胚轴;再将下胚轴截成3-5mm小段,均匀整齐接入盛有MS附加激素2,4-D和6-BA的培养瓶。

6、愈伤组织的培养:将接好的培养瓶送入培养间25±2℃暗培养3周继代。

思考题:1、愈伤组织诱导污染调查:观察污染情况,填入下表:观察日期接种数污染数污染率主要污染菌种污染率(%)=(污染的外植体数/总接种外植体数)×100%2、外植体用消毒剂消毒后,为什么要用无菌水漂洗?3、在接种过程中,通过哪些措施来防止细菌对接种工具,接种材料的污染?4、对外植体表面消毒时为什么常用“两次消毒法”?5、观察接种的外植体在接种1周后产生愈伤组织的颜色和质地,计算愈伤组织诱导率。

水稻愈伤组织的诱导实验报告

水稻愈伤组织的诱导实验报告

水稻愈伤组织的诱导实验报告实验目的:本实验旨在探究水稻愈伤组织的诱导方法,为将来的水稻遗传改造研究提供参考。

实验材料和仪器:1. 材料:水稻种子、MS培养基、植物生长调节剂2,4-D、生长调节剂TDZ、无菌器具、琼脂、无菌操作室。

2. 仪器:无菌操作台、显微镜、实验室平衡器等。

实验步骤:1. 生物材料准备:选取幼苗期生长良好、品种鲜明的水稻种子作为材料。

将水稻种子进行表面消毒,处理方法为分别用70%的酒精和5%的次氯酸钠(1:1)混合消毒3-5分钟,然后充分清洗。

2. 建立组织培养体系:将消毒后的水稻种子在无菌操作台上进行分离培养。

将种子取出后,从胚乳中取出胚轴,用剪刀消毒后放入含有MS培养基的无菌培养瓶中,置于无菌操作室中进行培养。

在35-37°C下连续培养3-5天。

3. 筛选愈伤组织:将培养2-3天的胚轴等植物试管苗等组织放置在含有不同浓度的2,4-D和TDZ的培养基中,培养10-15天。

筛选出生长具有愈伤能力的组织,采用显微镜等方法进行观察,并进行相应的分离和培养。

4. 愈伤组织的维持和复壮:将筛选出的愈伤组织维持在含有2,4-D和TDZ的培养基中,定期进行转移或分离。

当愈伤组织增生至一定程度后,将其转移到不含激素的培养基中,进行复壮。

实验结果:在实验过程中,我们选择了4个不同浓度的2,4-D和TDZ进行培养,筛选出了愈伤组织,并进行了维持、修复工作。

经过5次转移和增殖培养,我们成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。

结论:本实验采用的方法可行,成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。

本研究为今后的水稻遗传改造和抗性育种提供了良好的基础。

草莓茎尖愈伤组织的诱导与增殖培养实验报告册

草莓茎尖愈伤组织的诱导与增殖培养实验报告册

草莓茎尖愈伤组织的诱导与增殖培养实验报告册1、培养程序和培养基5--6月于晴天的下午在健壮、无病的草莓刚抽出的匍匐茎上取茎尖,大小为0.3--0.4mm,作为组织培养的外植体。

用于草莓茎尖培养诱导芽分化的基本培养基为MS,附加6-BA 0.5mg/L,NAA 0.2mg/L,蔗糖30g/L,琼脂粉6.5g/L,pH 值调至5.8--6.0。

在草莓茎尖的扩大繁殖阶段,采用MS 培养基附加6-BA 0.5mg/L 、NAA0.01mg/L。

扩大繁殖主要是将丛生苗分块即每5--7株切成一块,转入继代培养基。

在转苗过程中,去掉原生叶片有利于新苗分化,在扩大繁殖中随时清除愈伤组织,有利于新苗增殖和生长。

诱导生根培养基用1/2MS 附加。

经查文献得知0.1mg/L浓度的IBA处理的生根率最高,为100%,平均根条数为2.4条。

不加TBA及IBA浓度超过0.2mg/L,多数苗都是先于苗基切口处产生愈伤组织,随后在愈伤组织上分化生根,致使成活率大大降低。

2、操作技术要点及培养条件⑴)灭菌与接种预处理―为了灭菌彻底,常把接种材料先进行湿润处理,采用的是75%的酒精,湿润的时间为半分钟至1分钟。

灭菌处理在草莓组织培养中常用灭菌剂的种类很多。

我们曾用过次氯酸钠10%水溶液(含有效氯0.4--0.5%),浸泡接种材料10--15分钟;次氯酸钙(漂白粉),用其饱和上清液,浸泡接种材料15--30分钟;过氧化氢10--12%水溶液浸泡10--20 分钟;新洁尔灭5--10%水溶液,浸泡10--15分钟;升汞0. 1%水溶液,浸泡8--10分钟。

其中前4种灭菌剂对接种材料比较安全,但因灭菌时间较长,常常使接种材料的外层氧化变褐,以致影响培养效果。

升汞有很强的杀菌能力,但浸泡时间稍长会造成接种材料中毒。

因此,在草莓组织培养中,如把握好时间,升汞是应用较多的灭菌剂。

灭菌后的接种材料,要用无菌水充分清洗,通常要换水 3--5次。

接种以培养无病毒苗为主要目的的草莓组织培养,所接种的茎尖材料很小,在接种时首先要求准确熟练地剥取茎尖生长点,并使用固体培养基比较适宜,接种时应注意不能将整个茎尖埋入培养基中。

胡萝卜肉质根愈伤组织的诱导及继代增值培养实验报告

胡萝卜肉质根愈伤组织的诱导及继代增值培养实验报告

综合性实验报告胡萝卜肉质根愈伤组织诱导及继代增殖培养一、实验原理及目的(一)实验目的1、通过MS培养基母液的配制和保存,掌握配制于保存培养基母液的基本技能。

2、通过MS固体培养基的配制,掌握培养基的制备基本技能。

3、学会和掌握诱导愈伤组织的基本技术。

4、初步掌握组织培养的无菌操作技术。

5、初步掌握外植体的消毒技术。

6、掌握组培室常用的化学试剂。

7、学会和掌握愈伤组织继代培养的基本操作技术。

(二)实验原理1、配制培养基时,为了使用方便和用量准确,通常采用母液法进行配制,即将所选培养基配方中各试剂的用量,扩大若干倍后再准确称量,分别先配制成一系列母液置于冰箱中保存,使用时按比例吸取母液进行稀释配制即可。

2、在自然情况下,根主要为植物吸收和固定的重要器官,同时,有些植物的根亦具有繁殖的功能。

植物根生长快、代谢能力强、变异小,使得其在研究根的营养吸收、生长和代谢的变化规律、器官分化、形态建成规律等方面具有重大的理论与实践意义。

依据细胞全能性原理,即指任何具有完整细胞核的细胞(动物、植物等),都拥有形成一个完整个体所必需的全部遗传信息(DNA)。

就胡萝卜根来说,其肉质根细胞同样具有形成完整再生植株的能力。

这种由单个根衍生而来并经继代培养而保存的,在遗传上具有一致的根的培养物,称为离体根无性系。

利用这些离体根的无性系可以进行器官再生体系、苗木无性系快速繁殖和其他方面的实验研究。

3、愈伤组织(callus)原指植物体的局部受到创伤刺激后,在伤口表面新生的组织。

它由活的薄壁细胞组成,可起源于植物体任何器官内各种组织的活细胞。

在植物体的创伤部分,愈伤组织可帮助伤口愈合;在嫁接中,可促使砧木于接穗愈合,并由新生的维管组织使砧木与接穗沟通。

在植物器官、组织、细胞离体培养时,条件适宜也可以长出愈伤组织。

其发生过程是:外植体的活细胞经诱导,恢复其潜在的全能性,转变为分生细胞,继而其衍生的细胞分化为薄壁细胞组织而形成愈伤组织。

愈伤组织诱导培养

愈伤组织诱导培养

五、实验步骤
芦荟 1、将准备好的芦荟幼苗在无菌中冲洗数次。 2、取茎尖部分,再冲洗1-2次,淋干,紫外灭菌30分钟 3、在超净台上,用75%的乙醇将茎尖浸泡30-60s 4、再用升汞(0.01%)浸5-l0min,最后用无菌水冲洗数 次。无菌纱布吸干水份 5、用解剖刀取出茎尖生长点的组织切块,接种到愈伤组 织诱导培养基上。 MS+(1一6mg/ L)BA+(0.1一0.5mg/L)NAA 苄基嘌呤(BA);萘乙酸(NAA) 6、培养条件:光照 10-12h,光照度为 1000一2000Lx, 温度(25士)2℃。
实验一植物愈伤组织诱导培养
一、实验名称
植物愈伤组织诱导培养
二、实验目的
1、掌握MS培养基的配制方法 2、初步掌握植物外植体无菌操作的基本步骤
三、实验材料
1、芦荟 2、月季
四、主要实验器材
1、剪刀 2、解剖刀 3、长角镊子 4、超净工作台 5、9cm培养皿 6、封口膜 7、烧杯 8、吸管 9、废液缸 10、橡皮筋
月季
1、枝条切去叶,再剥去附在茎上的叶柄及皮刺。 2、清水清洗、擦干 3、2~3厘米一段,每段至少一个侧芽。 4、装入消毒过的培养皿,紫外灯灭菌30分钟。 5、用饱和漂白粉上清液作表面灭菌25~30分钟 (也可使用乙醇;升汞) 6、无菌水涮洗数次,无菌纱布吸干水分 7、接种到培养基上: MS+(0.3一10mg/ L)BA 8、培养条件:光照 10-12h,光照度为 800一 1200Lx,温度21-25℃。

植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料

植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料

植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料植物愈伤组织诱导培养实验实验目的:1.掌握植物愈伤组织的诱导和培养技术;2.了解植物生长素和植物生长调节因子的作用;3.实践动手能力,培养分析问题、解决实际问题的能力。

实验步骤:1.实验材料种子:芸苔、小麦、玉米等试剂:琼脂、SD综合培养基、激素溶液、酒精灯、移液管等2.种子的表面消毒取适量的芸苔种子,用70%的酒精灯烧消毒。

将种子放入无菌蒸馏水中浸泡20分钟,再用三次含酸性消毒液(NaClO)洗涤。

洗涤后,用无菌蒸馏水洗三次,并将水倒掉。

将种子放在干净、无菌的滤纸上晾干。

3.愈伤组织诱导3.1 试剂配制将SD综合培养基和激素溶液按体积比例配制成诱导培养基。

激素溶液的配方参考如下:IAA:千叶素:6-BA的比例为 10:1:1,浓度为0.108 mg/L;3.2 培养陈列室准备工作实验室必须具有无菌灯、搅拌器、制冷箱或培养箱等基本的实验设备。

实验前清洗设备,使用高压蒸汽或酒精灯等方式灭菌。

在无菌条件下制备琼脂、移液管、培养瓶等。

在实验操作台上,用70%的酒精清洗双手,并用无菌纸巾擦拭干净。

3.3 培养基的制作制好的培养基分装到15ml的培养瓶中。

琼脂用70%酒精擦拭干净,均匀铺在实验平台上,用于接种组织。

3.4 组织接种将种子放在培养基上,用无菌铁丝按一定距离排列成一排。

取出种子,切成0.5-1cm的暴露在外的子叶或幼芽,然后在接种组织区域按照一定距离进行均匀排列。

将培养瓶密封,并放在指定的温度下生长。

4.实验结果的处理和分析4.1 愈伤组织的诱导情况观察家哈的发育情况,如出现愈伤组织的形成,记录其在构型,大小等。

4.2 理化指标的测定在诱导完成后的期间,测定愈伤组织中的蛋白质含量,葡萄糖含量,游离氨基酸含量等指标。

注意事项:1.实验过程中要注意操作技巧,避免污染;2.在培养过程中,要注意温度和光照的控制;3.进行实验时,要做好实验记录和实验数据分析工作;4.实验后,要注意实验设备的清洁和归档。

植物愈伤组织诱导实验

植物愈伤组织诱导实验

实验一植物愈伤组织诱导实验一、实验目的1、掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。

2、培养基的配制,灭菌等基本实验操作技术。

二、实验原理植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞,应用无菌操作方法,使其在人工条件下,能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。

植物的组织在人工培养条件下,原来已经分化停止生长的细胞,可以重新分裂,形成没有组织结构的细胞团,即愈伤组织,这一过程称为“脱分化作用”。

而已经“脱分化”的愈伤组织,在一定条件下,又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官,这一过程称为“再分化作用”。

植物激素在“再分化”过程中起着重要作用,生长素和细胞分裂素的比例,决定了根和芽的分化。

超净工作台原理:本工作台是一种水平单向流型局部空气净化设备室内空气→预过滤器(初滤) →小型离心风机压入静压箱→高效空气过滤器(精滤) →出风面吹出洁净气流(具有一定的、均匀的断面风速)→不断排除工作区原来的空气→形成高洁净的工作环境三、仪器试剂培养皿及培养架、光照培养箱、超净工作台、高压灭菌锅、解剖刀、弯头镊子、剪子、100ml烧杯、培养皿(或不锈钢浅盘)、封口膜、棉线、橡皮筋、次氯酸钠(或HgCl2)、MS 培养基全部试剂、植物激素及生长调节物质、无水乙醇、工业酒精、胡萝卜四、实验步骤(1)用70~75%的酒精棉擦拭双手和操作台面,进行常规的无菌操作准备。

(2)将植物体用自来水冲洗后,用酒精棉擦拭欲取材部位表面, 或于70%酒精中浸沾数秒钟。

(3)将材料放入已灭菌的100ml烧杯(或试剂瓶)中,加入10%的次氯酸钠溶液,浸泡5分钟。

(4)弃次氯酸钠浸泡液,再加入10%的次氯酸钠溶液,浸泡10分钟。

(5)弃次氯酸钠浸泡液,用无菌水浸泡漂洗3~4次,每次1~2分钟,用无菌镊子搅动。

(6)将已灭菌的植物材料置于灼烧后冷却的金属盘中,按无菌操作要求剥去外皮,用解剖刀切成5mm厚的薄片,弃去两头的两片,取中间部分的薄片,用镊子将其接种在愈伤组织诱导培养基上,注意圆片的切口朝向培养基,每瓶4~6片,均匀分散,以绿豆为材料时,将绿豆纵切或横切,去皮后分别接种。

愈伤组织实验报告

愈伤组织实验报告

一、实验目的1. 掌握植物组织培养技术的基本操作流程。

2. 熟悉愈伤组织的诱导方法及再分化过程。

3. 学习植物激素在愈伤组织形成与再分化中的作用。

4. 了解植物细胞的全能性及组织培养技术在植物育种中的应用。

二、实验原理植物组织培养技术是将植物器官、组织或细胞在人工条件下进行无菌培养,使其在适宜的培养环境中生长、分化,最终形成完整植株的过程。

愈伤组织是植物组织培养过程中的一个重要阶段,它是由已经分化的细胞脱分化形成的无定形细胞团。

通过诱导愈伤组织,可以进一步分化为根、茎、叶等器官,实现植物繁殖和育种。

三、实验材料与试剂1. 实验材料:水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段。

2. 试剂:无菌水、无菌滤纸、70%乙醇、5%次氯酸钠、琼脂、蔗糖、硝酸钙、硝酸钾、硝酸铵、磷酸二氢钾、生长素、细胞分裂素、琼脂酶、滤纸等。

四、实验步骤1. 材料预处理(1)将水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段分别用70%乙醇消毒30秒,再用5%次氯酸钠消毒5分钟,最后用无菌水清洗3次。

(2)将消毒后的材料用无菌滤纸吸干水分。

2. 愈伤组织诱导(1)将预处理后的材料切成约1cm×1cm的小块,放入含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。

(2)将培养皿放入培养箱中,在适宜的温度和光照条件下培养。

3. 愈伤组织再分化(1)将愈伤组织转移到含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。

(2)在适宜的温度和光照条件下培养,观察愈伤组织分化为根、茎、叶等器官的情况。

4. 数据记录与分析(1)观察并记录愈伤组织的生长情况,包括生长速度、愈伤组织颜色、形态等。

(2)观察并记录愈伤组织再分化为根、茎、叶等器官的情况,包括器官形态、生长速度等。

(3)分析不同植物激素浓度对愈伤组织形成与再分化的影响。

五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导实验结果表明,水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段在含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中均能诱导出愈伤组织。

植物愈伤组织诱导培养实验指导

植物愈伤组织诱导培养实验指导

植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的;通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练,使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术,初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。

二、实验原理:根据植物细胞全能性原理,培养植物材料。

即在无菌条件下,将植物的器官或组织(如芽、茎尖、根尖或花药)放在人工培养基上进行培养,通过细胞分裂,形成一团薄壁细胞,即愈伤组织。

愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化,重新产生出植物的各种器官和组织,进而发育成完整的植株。

三、实验容实验包括以下3部分容:实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1 植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法,为培养基的配制做准备。

2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质,是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境,主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。

在配制培养基前,为了使用方便和用量准确,常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液,然后在配制培养基时,再根据所需浓度,按比例稀释。

本实验以MS培养基为例,学习培养基母液的配制。

MS培养基母液可分为:MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。

另外,还要配制生长激素母液,在不同类型的培养基中使用。

3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计(或pH试纸)、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯(50ml、100ml、200ml)、容量瓶(100ml、500ml、1000ml)、磨口试剂瓶(100mL、200mL、500ml、1000ml)、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。

3.2试剂(1)95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。

水稻愈伤组织的诱导实验报告

水稻愈伤组织的诱导实验报告

水稻愈伤组织的诱导实验报告
实验目的:
通过诱导方法获取水稻愈伤组织,为后续的基因转化等实验打下基础。

实验材料和设备:
水稻种子、MS培养基、2,4-D溶液、NaClO溶液、无菌操作
器材、显微镜等。

实验步骤:
1.种子消毒:将水稻种子放入1% NaClO溶液中浸泡10分钟,再用去离子水洗净后,放进无菌操作室中。

2.种子发芽:将消毒后的种子放进含有营养的MS培养基中,
在25℃下进行光照培育。

3.愈伤组织诱导:将发芽后的幼苗从培养基中取出,用无菌水
清洗。

将茎部和叶片等不同部位的组织嫁接在含有2,4-D溶液
的MS培养基上,培养在25℃下、光照下,观察诱导组织的
生长情况。

4.分离愈伤组织:当组织生长到一定大小后,用无菌操作器材
将组织用无菌剪刀分离下来。

5.愈伤组织培养:将分离出的愈伤组织放入含有NAA、BA、MS培养基中进行培养。

结果分析:
在诱导的茎部和叶片等不同部位,均出现了白色愈伤组织的诱导生长。

经过分离和培养,得到了纯化的愈伤组织。

通过显微镜观察发现,愈伤组织的细胞间隙变窄,胞间质增多,中心细胞数量增多,细胞核增大,一些细胞内的小器官也出现转化现象。

结论:
通过2,4-D溶液的诱导方法,可以在水稻幼苗的不同部位诱导出白色愈伤组织,愈伤组织的分离和培养也取得了成功。

实验结果为后续的基因转化、基因工程等实验提供了基础。

愈伤组织诱导及观察

愈伤组织诱导及观察

实验二愈伤组织诱导及观察一.实验目的通过愈伤组织诱导的操作,使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法,如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率,愈伤组织诱导率的统计与观察。

使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用,还使同学们了解无菌培养的无菌操作,清楚植物体的带菌部位等。

二.实验内容(一)、实验原理植物组织培养是指在无菌条件下,对离体植物组织(器官或细胞)分离并在培养基中培养,使其能够继续生长,甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。

组织培养的理论依据是植物细胞的全能性,即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组,因此具有发育成完整植株的潜在能力。

植物组织当中原本已经分化的细胞,一旦脱离原有的机体环境,成为离体状态,在适宜的营养和外界条件下,就会表现出全能性,从已经分化定型的细胞,脱分化,成为恢复分裂能力的细胞,并能重新生长发育成完整的植株。

愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞,通过脱分化不断分裂、增生子细胞,这些细胞分裂快,结构疏松,颜色浅而透明,逐渐形成了无序结构的一团细胞。

在植物组织培养中,主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生,使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞,通过脱分化形成愈伤组织,并由愈伤组织再分化形成植物体。

愈伤组织的形成从一块外植体形成典型的愈伤组织,大致要经历三个时期:起动期、分裂期和形成期。

起动期是指细胞准备进行分裂的时期。

用于接种的外植体的细胞,通常都是成熟细胞,处在静止状态。

起动期是通过一些刺激因素(如机械损伤、改变光照强度、增加氧等)和激素的诱导作用,使外植体细胞的合成代谢活动加强,迅速进行蛋白质和核酸的合成。

机械损伤能诱导植物体细胞开始分裂,如伤口上会出现愈伤组织。

在植物组织培养中沿用了愈伤组织这一名词,但是植物组织培养中诱导外植体细胞分裂形成的愈伤组织,大都不是损伤的结果。

胡萝卜愈伤组织诱导实验报告

胡萝卜愈伤组织诱导实验报告

南昌大学实验报告胡萝卜愈伤组织诱导姓名:学院:专业:班级:学号:胡萝卜愈伤组织诱导实验一母液的配制与保存一、实验目的1.学习母夜的配制方法和母液的保存方式。

2.熟悉掌握制备母液的操作。

二、实验原理培养基中提供植物生长所需的营养成分,才能满足植物正常的生长发育的需求。

主要包括水分、有机物质、盐类,而配制母液时将其分为大量、微量、钙盐、镁盐、铁盐、有机和肌醇分别配制。

配臵培养基时,为了使用方便和用量准确,通常采用母液法进行配臵,即按培养基配方中各试剂的用量,扩大若干倍后再准确称量分别先配制成一系列的母液臵于冰箱中保存,使用时按比例吸取母液进行稀释配臵即可。

三、实验材料、试剂和仪器设备1.试剂NH4NO3,KNO3,KH2PO4,CaCl2〃2H2O,MgSO4〃7H2O,FeSO4〃7H2O Na2-EDTA, MnSO4〃4H2O,ZnSO4〃7H2O,H3BO3,KI,Na2MoO4〃2H2OCuSO4〃5H2O,CoCl2〃6H2O,肌醇,甘氨酸,盐酸硫胺素,盐酸吡哆醇,烟酸,蒸馏水。

2.仪器设备电子天平,烧杯(50ml、100ml、500ml)量筒(1000ml、100ml、25ml),容量瓶(1000ml、500ml、100ml),移液管(10ml,5ml,1ml)试剂瓶,玻璃棒数支,药芍,称量纸等。

四、实验步骤 1 、计算:计算各化学成分所需要的量。

大量、微量和盐类按扩大50倍,定容500ml的配制计算。

有机和肌醇按扩大100倍,定容200ml的配制计算。

计算后制成配方表。

2、制定标签:裁取7张适当大小的牛皮纸,用铅笔写上MS,种类,并标明此类母液所含物质,质量,定容体积,扩大倍数吸取量,制备人,制备日期。

3、大量元素母液的配制:先用量筒量取300ml蒸馏水放入500ml 烧杯中,按照配方表中用量依次分别称取:NH4NO3 ,KNO3 , KH2PO4 , 待第一种化合物完全溶解后再加入第二种化合物,溶解过程用玻璃棒搅拌,当最后一种化合物完全溶解后,将溶液转移至500ml 容量瓶中,并用蒸馏水将烧杯和玻璃棒洗涤3次,每次约50ml,而后用蒸馏水定容至500ml,然后转移至细口试剂瓶中,贴上标签,并臵于冰箱中低温保存备用。

水稻愈伤组织的诱导实验报告

水稻愈伤组织的诱导实验报告
3、操作者双手的清洗与消毒
在进入无菌室之前,各操作者先用自来水清洗干净双手并晾干,然后进入无菌室,坐在超净台前位子上后,用含75%酒精的酒精喷壶喷洒双手对双手进行消毒,在超净台风口待双手酒精风干后进入超净工作台。(注意:酒精喷壶喷洒双手时切记不要把酒精喷到超净台的有机玻璃板上!)
4、超净台面的表面消毒(以下工作在超净工作台内进行)
三、实验材料与用具
1、材料:水稻成熟种子(用于诱导愈伤组织);
2、试剂:75%酒精,2% NaCLO,无菌水(每组1瓶400mL);
3、培养基:诱导培养基:NB+2,4-D 2mg/L+蔗糖30g/L+琼脂8g/L(pH5.8);
4、仪器设备:培养室、超净工作台、培养皿(¢9cm)2个、枪形镊、量筒(100mL)2个、三角瓶(50mL、无菌)2个、废液缸、保鲜膜、标签纸。
水稻愈伤组织的诱导
一、实验目的
1、掌握外植体的消毒方法和接种技术;
2、了解愈伤组织诱导的过程。
二、实验原理
以植物器官、组织、细胞等作外植体进行离体培养时,在一定的诱导培养条件下都能诱导形成愈伤组织。愈伤再经分化培养,通过器官发生途径或体细胞胚胎发生途径可再生成植株。
外植体源自自然环境均为带菌状态,在接种前都必须进行消毒。对于难消毒的材料,有时要几种消毒剂配合使用;对于多茸毛表面粗糙不平的材料,要加展着剂(吐温20)以增强消毒效果。
用枪形镊子从含75%酒精棉球的容器中取一团棉球,仔细把整个超净台面擦试一遍,尽量降低超净台面的带菌量,并将废棉球丢到废液缸中,然后点亮超净台里面放置的酒精灯。
5、外植体消毒(分组操作,每组由一位代表操作完成外植体的消毒工作)
将脱谷壳米粒转到一50mL无菌三角瓶→加适量无菌水洗一次(以没过种子为准,下同)→弃水,倒入75%酒精适量,摇动搅拌,放置30秒(过程中适当轻摇动混匀)→弃酒精→加适量无菌水洗一次→弃水→倒入适量2% NaCLO,不时摇动搅拌,共处理30分钟→弃NaCLO→用无菌水洗3次,每次停留1分钟→倒去无菌水,将种子从三角瓶转到带无菌滤纸的无菌培养皿中吸干。

植物愈伤组织和不定芽诱导

植物愈伤组织和不定芽诱导
取材和材料的灭菌70酒精30秒无菌水取材和材料的灭菌70酒精安替福命5几滴洗洁净10分钟无菌水3次以上
实验四:植物愈伤组织和不定芽诱导
一:实验目的
1. 要求掌握组织培养的取材和外植体消毒
的方法. 2. 掌握无菌操作技术. 3. 观察愈伤组织和芽的形成过程.
二: 实验材料和用具
材料: 芥菜 用具: 无菌操作工作台 、解剖刀、 镊子 、70%酒精 、 工业酒精、无菌滤纸 、无菌培养皿、无菌水、 消毒剂等。
6. 将子叶切下,子叶带叶柄或不带,下 表皮接触培养基;下胚轴切成0.5cm左 右平放在培养基上。
7. 接种
每人共接4瓶,2瓶为芽的诱导,2瓶为 愈伤组织的诱导
8. 写上姓名和日期
9. 观察和记录
三: 实验说明
ห้องสมุดไป่ตู้ 四:实验步骤
1.操菌工作台的消毒 实验开始前20分钟,打开紫外灯和无菌风过滤开关.
2.取材和材料的灭菌(70%酒精30秒----无菌水-----安替福命5%+几滴洗洁净 10分钟---无菌水3次以上).
3. 洗干净双手,并用70%酒精消毒双手和台面. 4. 消毒解剖刀和镊子等工具. 5. 取出材料放在无菌培养皿,根据实验要求将外植体的大小 进行调整.

实验1 愈伤组织的诱导

实验1   愈伤组织的诱导

实验1 愈伤组织的诱导1、实验目的(1)学习植物材料表面灭菌的常规方法;(2)了解接种的无菌操作技术;(3)学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。

2、实验原理植物组织培养是应用无菌操作的方法,培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。

如果组织培养使用的植物材料是带菌的,在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒,获得无菌材料进行组织培养,这是取得组织培养成功的前提和重要保证。

由于植物细胞具有全能性,外植体在合适的培养基上,可以通过脱分化,形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织。

3、实验仪器和试剂仪器:超净工作台、光照培养箱、酒精灯、打火机、记号笔、脱脂棉、75%酒精及棉球。

无菌器材:无菌吸水纸(定性滤纸)、灭菌培养皿、无菌水、镊子、解剖刀。

植物材料:直根胡萝卜、烟草叶片。

试剂:95%乙醇、0.1%氯化汞。

培养基:MS+1mg/L 2,4-D+30g/L蔗糖+10g/L琼脂,pH5.84、实验步骤(1)接种前,用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面,将培养基及接种用具放入超净工作台台面,打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯,照射约30 min,然后关闭紫外灯,通风20 min后,打开日光灯即可进行无菌操作。

(2)外植体预处理:将胡萝卜根用流动的自来水冲洗干净,用小刀削去其表皮1-2mm,切成大约15-20mm厚的块段。

(3)以75%乙醇棉将手擦试一遍。

以下操作全部在无菌条件下进行。

(4)外植体消毒:用0.1%的升汞消毒1min-3min(烟草叶片消毒10秒钟左右),然后用无菌水中漂洗3次,每次2分钟。

(5)将胡萝卜片放入垫有无菌滤纸的培养皿中,一手用消毒好的镊子固定胡萝卜,一手用灭菌后的解剖刀切除胡萝卜块段截面的表面部分,余下部分切成包含形成层的长、宽约5mm,厚约5mm的小块。

在完成切割后,将解剖刀和镊子放入95%乙醇中浸蘸一下,在酒精灯焰上灼烧灭菌之后,放回原处,待冷却后即可使用。

植物愈伤组织诱导培养基的配制

植物愈伤组织诱导培养基的配制

实验一植物愈伤组织诱导培养基的配制一、实验目的1、掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。

2、培养基的配制,灭菌等基本实验操作技术。

二、实验原理植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞,应用无菌操作方法,使其在人工条件下,能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。

植物的组织在人工培养条件下,原来已经分化停止生长的细胞,可以重新分裂,形成没有组织结构的细胞团,即愈伤组织,这一过程称为“脱分化作用”。

而已经“脱分化”的愈伤组织,在一定条件下,又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官,这一过程称为“再分化作用”。

植物激素在“再分化”过程中起着重要作用,生长素和细胞分裂素的比例,决定了根和芽的分化。

三、仪器试剂培养皿及培养架、光照培养箱、超净工作台、高压灭菌锅、解剖刀、弯头镊子、剪子、100ml烧杯、培养皿(或不锈钢浅盘)、封口膜、棉线、橡皮筋、次氯酸钠(或HgCb)、MS 培养基全部试剂、植物激素及生长调节物质、无水乙醇、工业酒精、胡萝卜四、实验步骤1、培养基的制备①用于配制培养基的水最好是三蒸水。

②所用的各种化学药品:分析纯级别的试剂,避免药品的交叉污染和混杂。

③配制培养基最方便的方法是预先配制好不同组分的培养基母液,存放在2〜4C冰箱内,使用时按比例稀释配用即可。

①按照配方配制培养基时,先将储存母液按顺序摆放好,根据欲配制的总体积,量取各种不同体积的母液,加入2,4-D(2mg/L),先加三蒸水至大约400ml。

②称取加入蔗糖(浓度3%),调节pH至。

③加入琼脂(8-9g/L )加热搅拌溶解,沸腾后立即端离火源(第一个大气泡从缸底上升顶破泡沫层),分装在100ml的三角培养瓶中(一般以容器的1/3〜1/4体积为宜),拧紧瓶盖。

(培养基的pH值直接影响培养物对离子的吸收,过酸或过碱不仅影响到培养材料的生长,而且还影响到琼脂的凝固。

经高压高温灭菌后,由于某些成分的降解或氧化,酸度会增加(pH值一般可降低),因此调整pH值时应加以考虑。

实验三愈伤组织的诱导

实验三愈伤组织的诱导

实验三愈伤组织的诱导一、实验目的1.巩固无菌操作技术;掌握愈伤组织的诱导培养方法;了解愈伤组织的形态特征。

2.学习愈伤组织的继代培养方法;巩固无菌操作技术;观察愈伤或培养物的再生情况及其形态特点。

二、实验原理1.在适宜的离体培养条件下,已经分化的外植体细胞会发生脱分化而恢复其分裂能力,形成无序生长的薄壁细胞团,即愈伤组织。

培养基中的激素配比是影响愈伤形成的关键因素。

2.愈伤在生长一段时间后,由于营养、水分减少和代谢物等积累,使其生长减缓甚至变褐衰亡,须转接到新鲜培养基上进行继代培养或分化培养。

三、实验材料、仪器及用品1、材料:实验2培养的甜瓜无菌苗,每人(2人)1瓶。

(或烟草苗)2、仪器及用品:超净工作台,高压灭菌锅,光照培养箱,酒精灯,小喷壶;灭菌的不锈钢镊子、剪刀、解剖刀、培养皿各33个;灭菌蒸馏水8份;实验1配制的愈伤组织诱导培养基每人1瓶;75%乙醇。

四、实验内容及操作方法1)用75%酒精喷雾、擦拭超净工作台,并将除无菌苗以外的实验用具用75%乙醇喷雾后放入超净工作台中,然后打开超净工作台风机和紫外灯,照射灭菌20min。

2)在自来水管下将手洗净,然后用75%乙醇将手消毒,再进入超净工作台操作。

3)点燃酒精灯,打开已灭过菌的剪刀、镊子、解剖刀和培养皿等。

4)将培养无菌苗的三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台,在酒精灯火焰前取下封口膜,用镊子将无菌苗夹取到培养皿中,然后剪取5-6片子叶,剪去叶边缘,并将其剪成3~5mm见方的小片,最后用镊子将其接种于愈伤组织诱导培养基上,每瓶接种8-12片。

5)快速封好瓶口,在瓶壁上标好姓名和接种日期。

6)将接种后的三角瓶置于25℃下暗培养一周,然后在同样温度下进行每天16h 光照和8h黑暗培养,直至愈伤组织形成。

7)将形成愈伤组织的材料进行继代培养。

三角瓶用75%酒精喷雾后放入超净工作台中,在酒精灯火焰前取下封口膜,用镊子将培养物夹取、转接到装有新鲜培养基的三角瓶中。

组织培养与愈伤组织诱导

组织培养与愈伤组织诱导

实验二组织培养与愈伤组织诱导一、实验目的:明确培养基的配制原理;学习诱导茶树外植体形成愈伤组织的方法。

二、实验原理茶树组织培养的理论依据是茶树细胞具有全能性,所谓细胞全能性是指植物体任何一个细胞都携带着一套发育成完整植株的全部遗传信息,在离体培养情况下,这些信息可以表达,产生出完整植株。

要使细胞所具有的全能性表达出来,除了生长以外,还要经过脱分化和再分化等过程。

分化了的茶树根、茎、叶细胞,通过脱分化培养可以产生愈伤组织。

愈伤组织是一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团。

愈伤增殖经过进一步的分化培养,提供不同的营养和激素成分,又可再生出完整的小植株。

茶树组织培养技术,不仅具有重大的理论意义,而且在茶叶生产实践中已显示了广泛的应用前景。

三、实验材料与用具用具:超净工作台、培养箱或培养室、剪刀、镊子、手术刀、小烧杯、试剂瓶、培养瓶、酒精灯等。

试剂:酒精、次氯酸钠、无菌水。

四、方法步骤1.配制培养基:见实验一。

2.外植体消毒1)将茶树外植体在自来水下冲洗干净,修剪去不需要的部分,剪成适当长度(3~4cm)茎段,然后用棉球沾洗洁剂(洗洁精)擦洗枝条外表,置于含少量洗洁精洗涤30 min,期间用玻璃棒搅拌。

用大量水冲洗后置于流水下冲洗30min。

2)用75%的酒精溶液浸泡30s。

3)在超净工作台内,放入5%的次氯酸钠浸泡30min,期间用玻璃棒搅拌(玻璃吸管),后用无菌水冲洗3次以上。

4)对难以消毒的外植体,可再放入0.1%的升汞浸泡5min,期间用玻璃棒搅拌(玻璃吸管),后用无菌水冲洗3次以上。

5)在超净工作台内,放入70%的酒精浸泡20s,快速取出,用无菌水冲洗3次以上。

6)在超净工作台内,用灭菌的镊子夹取外植体放入垫有干无菌滤纸的培养皿中,以吸去多余水分,外植体两端各切去0.2~0.3 cm(切去破裂部分),备用。

7)有必要的话可以用沾有75%的酒精的棉球把培养瓶表面擦一下,按培养基处理整齐排列在接种台左侧,然后用75%酒精擦洗接种台表面。

S4实验四 植物叶片愈伤组织的诱导培养(理论)

S4实验四    植物叶片愈伤组织的诱导培养(理论)

实验四植物叶片愈伤组织的诱导培养(理论)一、概念愈伤组织(callus)◆自然状况下指植物在受伤后于伤口表面形成的一团薄壁细胞。

◆植物组织培养中,指在人工培养基上由外植体组织增生细胞产生的一团不定形的疏松排列的薄壁细胞。

二、植物愈伤组织及形成过程外植体形成愈伤组织,标志着植物组织培养的开始。

1、形态结构◆形状不规则,结构疏松◆有大量的分生中心◆细胞排列毫无次序◆内有大量的细胞间隙◆颜色不一致优良的愈伤组织所具备的特性:A、高度的胚性或再分化能力,以便从愈伤组织得到再生植株B、易散碎,可建立优良的悬浮体系,并可分离出全能性的原生质体C、旺盛的自我增殖能力,可建立大规模的愈伤组织无性系D、经过长期继代保存而不丧失胚性,可进行各种遗传操作2、愈伤组织形成过程A、诱导期◆细胞准备分裂◆合成代谢活动加强◆细胞大小基本不变诱导期时间长短因植物种类、外植体生理状况及外部因素而异B、分裂期◆一分为二,不断增殖◆形态结构与生理生化发生变化主要表现:◆数目迅速增加◆细胞平均鲜重下降◆细胞体积小◆核与核仁增至最大◆ RNA减少,DNA保持不变◆组织总干重、蛋白质与核酸含量增加◆新细胞壁合成极快C、形成期细胞经诱导、分裂形成无序结构愈伤组织的时期。

细胞特点:◆大而不规则、高度液泡化◆无次生细胞壁与胞间连丝◆整个组织松散◆表面以下约5~10个细胞生长中心本时期的愈伤组织是最适合获得单细胞或原生质体的,是建立悬浮体系的最好时期。

D、分化期停止分裂的细胞发生生理代谢变化,导致形成由不同形态和功能的细胞组成的愈伤组织。

本期愈伤组织特点:◆细胞分裂部位由表层转变到深层◆分裂方向由单周分裂变为深层局部分化◆分化组织瘤状结构形成◆维管组织形成瘤状结构的出现使愈伤组织逐渐形成具有维管组织,呈分散的节状结构形成,出现各类组织细胞。

细胞分裂素对促进维管化组织有重要作用3、愈伤组织的继代培养◆长期保存愈伤组织的一种方法◆直径到2~3cm时与外植体分离,单独培养◆选取其生长迅速的部位作继代培养◆分化与再生植株时,应选生长较慢的愈伤组织◆每一继代培养时间取决于其生长速度◆一般可在3~6周继代一次三、植物愈伤组织的遗传变异1、引起异质性的原因A、外植体染色体倍数性与遗传组成不同的细胞经诱导后的分裂B、培养条件引起的不规则性它们常同时发挥作用2、初生愈伤组织接种到培养基上后,细胞核内的变化:A、正常有丝分裂B、先核内复制,后有丝分裂C、先核碎裂,后有丝分裂◆初生愈伤组织的异质细胞群体性反映了外植体中的染色体状况反映了愈伤组织诱导期间核变异的结果◆在诱导中,会出现二倍体、多倍体、单倍体、非整倍体与染色体结构变异体等3、建成愈伤组织◆选择作用的结果◆只有一种主要核型占优势◆培养基成分和培养类型的影响◆异质群体中细胞间的竞争与互作的影响四、影响因子及培养条件1、培养基2、组织原有的倍数性3、培养环境的条件五、愈伤组织的发生方式发生方式:1、器官发生指细胞或愈伤组织通过形成不定芽再生成植株的过程。

  1. 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性,平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
  2. 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
  3. 3、如文档侵犯您的权益,请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间:9:00-18:30)。

植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的;通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练,使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术,初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。

二、实验原理:根据植物细胞全能性原理,培养植物材料。

即在无菌条件下,将植物的器官或组织(如芽、茎尖、根尖或花药)放在人工培养基上进行培养,通过细胞分裂,形成一团薄壁细胞,即愈伤组织。

愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化,重新产生出植物的各种器官和组织,进而发育成完整的植株。

三、实验容实验包括以下3部分容:实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1 植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法,为培养基的配制做准备。

2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质,是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境,主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。

在配制培养基前,为了使用方便和用量准确,常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液,然后在配制培养基时,再根据所需浓度,按比例稀释。

本实验以MS培养基为例,学习培养基母液的配制。

MS培养基母液可分为:MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。

另外,还要配制生长激素母液,在不同类型的培养基中使用。

3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计(或pH试纸)、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯(50ml、100ml、200ml)、容量瓶(100ml、500ml、1000ml)、磨口试剂瓶(100mL、200mL、500ml、1000ml)、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。

3.2试剂(1)95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。

(2)MS培养基成分:①大量元素(母液Ⅰ):NH4NO3、KNO3、CaCl2.2H2O、MgSO4.7H2O、KH2PO4;②微量元素(母液Ⅱ):KI、H3BO3、MnSO4.4H2O、ZnSO4.7H2O、Na2MoO4.2H2O、CuSO4.5H2O、CoCl2.6H2O;③铁盐(母液Ⅲ):FeSO4.7H2O、Na2.EDTA.2H2O;④有机成分(母液,维生素和氨基酸):肌醇、盐酸吡哆醇(维生素B6)、烟酸(V)、盐酸硫胺素(维生素B1)、甘氨酸;pp(3)植物生长调节物质:2,4-二氯苯氧乙酸(2,4-D)。

4、操作步骤(1)MS大量元素母液的配制按照培养基配方的用量,把各种化合物扩大10倍,按照表1中的次序分别准确称量后,分别用50ml 烧杯,加入蒸馏水30 ml溶解(可以加热至60℃~70℃,促其溶解)。

溶解后,按顺序倒入一大烧杯中(烧杯中事先加入约50ml的蒸馏水,目的避免由于盐浓度过高使钙离子与磷酸根离子、硫酸根离子形成不溶于水的沉淀),注意最后加入氯化钙溶液,混匀,用250mL容量瓶定容。

将配制好的母液倒入试剂瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。

表1 MS培养基大量元素母液(10倍)的配制剂量(2)微量元素母液的配制按照培养基配方的用量,将微量元素各种化合物(除去铁盐)扩大100倍(表2),用万分之一天平分别准确称取,可以混合溶解,最后定容。

将配制好的母液倒入试剂瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。

表2 MS培养基微量元素母液(100倍)的配制剂量*、**:因天平均存在误差,为减少误差带来的影响,建议称取0.25g,溶解并定容至10ml容量瓶中,然后移取10ml,加入混合液中。

(3)铁盐母液的配制常用的铁盐是FeSO4·7H2O和Na2-EDTA的螯合物,必须单独配成母液。

配制时,按照扩大后的用量(表3),分别称取FeSO4·7H2O和Na2-EDTA,分别溶解后,将FeSO4溶液缓缓倒入Na2-EDTA溶液(需加热溶解),搅拌均匀使其充分螯合,定容后贮放于棕色玻璃瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。

表3 MS培养基铁盐母液(100倍)的配制剂量(4)有机物母液的配制按照表4 中各成分浓度扩大后的用量,用感量0.0001g天平分别称量各有机物。

可以分别溶解定容,分别装入试剂瓶中,也可以混合溶解定容,装入同一试剂瓶中,写好标签,放入冰箱中保存。

一般有机物都溶于水,但叶酸(VBc)先用少量稀氨水或1mol/L NaOH溶液溶解;VH(生物素)先用1mol/L NaOH溶液溶解;VA、VD3、VB12应先用95%乙醇溶解,然后再用蒸馏水定容。

将配制好的母液倒入试剂瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。

表4 MS培养基有机物母液(100倍)的配制剂量(5)激素母液的配制激素母液必须分别配制,浓度根据培养基配方的需要量灵活确定,一般是0.1~2mg/ml,根据需要确定配制的浓度。

称量激素要用感量为万分之一天平。

本实验选用激素2,4-二氯苯氧乙酸(2,4-D)。

2,4-D母液的配制方法为:准确称取10mg 2,4-D,称量后先用少量(1-3ml)95%乙醇完全溶解后,加蒸馏水定容至100ml,即得到0.1mg/ml的2,4-D贮备液,转入细口试剂瓶中,贴上标签,注明母液名称、浓度、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。

(6)在配制母液时注意事项:①培养基各试剂应使用分析纯。

②在称量时应防止药品间的污染,药匙、称量纸不能混用,每种试剂使用一把药匙,多出的试剂原则上不能再倒回原试剂瓶。

③母液配制好后,贴上标签,写清母液名称、试剂浓度或扩大倍数、配制日期,并存放在4℃冰箱中。

使用前,要进行检查,若发现试剂中有絮状沉淀、或长菌、或铁盐母液的颜色变为棕褐色,都不应再使用。

5、结果记录与分析(1)记录本小组配制的培养基母液种类、扩大倍数、母液配制体积、母液中各成分的称取量。

(2)仔细观察在配制母液过程中的现象与遇到的问题,如是否产生浑浊或沉淀,并分析出现混浊的原因。

6、思考题(1)配置大量元素母液、铁盐母液时,应注意些什么?(2)配置激素母液时,应注意些什么?实验1-2 植物组织培养基MS的配制与灭菌1、目的要求学习植物组织固体培养基的配制,学习高压灭菌器的使用,为外植体的接种与初代培养做准备。

2、基本原理在植物组织培养中,固体培养基是最常用的一种培养基类型。

由于培养基中含有植物细胞生长所必需的各类营养物质,主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节物质,因此,培养基也是微生物繁殖的极好场所。

所以,必需对培养基进行灭菌处理,以确保无菌操作的顺利进行。

本实验以可用于胡萝卜等植物初代培养的培养基MS+1mg/L2-4D+3%蔗糖+1%琼脂,pH5.8。

配制1L为例,学习培养基的配制方法。

3、实验仪器和试剂(1)仪器、用具高压灭菌锅,超净工作台、分析天平(0.0001g)、pH计(或pH试纸)、微波炉、手术剪刀、解剖刀、镊子、药匙、玻棒、称量纸、洗瓶、记号笔、烧杯(1000ml )、量杯、量筒(1000ml ,100ml ,50ml)、耐热皮筋(或棉绳)、100 ml 三角瓶(每人按3-4瓶准备)、培养皿(每2人按1套准备)、封口膜、定性滤纸等。

(2)试剂① 95%乙醇、1mol/L NaOH 、1mol/L HCl 。

② MS 培养基各母液、2-4D 母液、蔗糖、琼脂。

4、操作步骤(1)器皿准备 清洗三角瓶、烧杯、量筒、量杯、镊子、手术刀、培养皿、打孔器等,烘干或自然晾干备用。

(2)计算母液使用量 根据下面公式量取母液:激素母液用量(mL )=———————————————————— 配制1000ml 培养基需要加入各母液的量分别为:大量元素母液:100ml 微量元素母液:10ml 铁盐母液:10ml有机物母液:10ml 激素母液:10ml(3)配制母液取用量(mL )=配制的培养基体积(mL ) 母液的扩大倍数 培养基配制量(L )*激素使用浓度(mg/L )激素母液浓度(mg/ml )称取适量的琼脂(常用量10g/L)置于1000ml大烧杯中,加蒸馏水500ml 左右,在微波炉中加热使之溶解,待琼脂完全溶化后,加入蔗糖(常用量30g/L),溶后,加入上述各种母液,最后,加蒸馏水定容到需配培养基的终体积。

每组配制MS固体培养基1000ml,培养基组成为:MS+1mg/L 2,4-D+3%蔗糖+1%琼脂(pH5.8)。

(4)pH值调节充分混合,待温度降至50℃~60℃时,用1mol/L NaOH溶液或1mol/L HCl溶液调pH值到5.8,注意用玻璃棒不断搅动。

(5)分装搅匀培养基并迅速分装在100mL的三角瓶中(温度低于40℃以下琼脂就会凝固),每瓶25mL-30 mL左右,1000mL培养基可以分装至30~40瓶,迅速盖上封口膜,用封口材料包上瓶口,扎口后,写上标记,注明配制者和配制日期,准备灭菌。

注意:分装时不要把培养基弄到管壁上,以免日后污染。

(6)灭菌培养基含有丰富的营养物质,有利于细菌和真菌繁殖,所以培养基配好后要及时灭菌,同时将接种用具,如镊子、解剖刀、蒸馏水、培养皿(装有滤纸)等进行灭菌。

使用高压锅灭菌要注意以下几点:①检查灭菌锅外层锅水位,水量过少时应加蒸馏水。

把分装好的培养基放入灭菌锅的消毒桶。

盖上锅盖,上好螺栓后接通电源加热。

②排放冷空气,关闭放气阀,当灭菌锅盖上的压力表指针移至0.1Mpa(121℃),控制压力表稳定在该压力下15分钟,即达到灭菌目的。

③灭菌后,先切断电源,让灭菌锅温度自然下降,待灭菌锅压力表指针降到0时,打开排气阀,旋松螺栓,开启锅盖,取出已灭菌的培养基,置于水平台子上,在室温下冷却,同时取出灭菌水、培养皿、镊子、解剖刀、滤纸等。

④灭菌后的培养基应在室温下放置2—3天,观察有无微生物生长,以确定培养基是否灭菌彻底。

经检查没有杂菌生长时方可使用。

要求:每人准备培养基3-4瓶。

5、结果记录与分析(1)仔细记录培养基制备中,各种母液、试剂称量的量。

(2)观察在配制培养基过程中的现象与遇到的问题,并加以解释。

6、思考题(1)培养基表达式:MS+1mg/L2-4D+2.5%蔗糖+1%琼脂,pH5.8,表达的含义是什么?实验1-3 胡萝卜愈伤组织的诱导1、实验目的(1)学习植物材料表面灭菌的常规方法;(2)了解接种的无菌操作技术;(3)学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。

相关文档
最新文档