植物愈伤组织诱导培养实验指导
愈伤组织的诱导和培养

班级:植物092 姓名:徐炜佳学号:0901080223愈伤组织的诱导和培养一、实验目的及意义植物愈伤组织的诱导和培养在植物科学的基础研究和应用研究中都有重要的意义。
通过本次实验,可以初步掌握植物外植体材料消毒、接种的无菌操作技术,愈伤组织的诱导方法和愈伤组织继代培养的方法。
二、实验原理植物组织与细胞培养是应用无菌操作的方法培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的,在接种前就必须选择适当的消毒剂对植物外植体进行表面消毒,获得无菌材料进行组织培养,这是取得植物组织培养,成功的基本前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性,外植体在合适的培养基上通过脱分化,形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织(callus)。
植物生长调节剂如2,4-二氯苯氧乙酸(2,4-D)等是诱导外植体形成遇上组织的重要因素。
三、实验仪器与药品超净工作台,酒精灯,镊子,剪刀,解剖刀,75%乙醇,酒精消毒棉材料:烟草无菌苗,甘薯无菌苗四、实验步骤1.按下表分别配制培养基将配置的四种培养基分别分装入20个培养瓶,高温灭菌后水平放置凝固2.接种前,将实验所需器具放入超净工作台,打开紫外灯灭菌20~30min,关闭紫外灯,开启通风开关。
洗手后用酒精喷洒消毒手、手臂、实验材料及培养基外部等进入超净工作台的部分。
进入超净工作台,用酒精棉擦拭台面(手勿伸出工作台),台面完全风干后点燃酒精灯。
3.接种开始时,将镊子及手术刀在酒精中浸泡,并在酒精灯外焰上烧炽片刻,充分冷却。
取幼嫩的烟草(甘薯)叶片,用手术刀切割成小片,再用镊子将其接种至相应的培养基上,每瓶接种3~5片,封口后取出超净工作台,标注姓名、日期、培养基和接种材料。
4.将上述培养材料常温暗培养,每隔7天观察一次,并记录培养情况五、实验结果组织长芽,而当生长素含量大于细胞分裂素含量时,二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定根,也可形成愈伤组织,细胞色素沉淀情况严重;NAA为植物生长素,6-BA为细胞分裂素,促进扦插生根,而当细胞分裂素含量大于生长素含量时,二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定芽,此次实验由于温度非形成愈伤组织的最适温度,所以未形成完整的愈伤组织细胞团。
实验4和5 苜蓿愈伤组织诱导

四、苜蓿无菌苗的培养实验四、实验实验实验五五、苜蓿愈伤组织诱导【目的要求】:1、学会种子的消毒方法;2、学习接种操作技术规范。
【实验内容】:1、种子的挑选;2、种子的消毒;3、接种技术;4、离体培养;5、学会辨别下胚轴的方法并了解组织培养外植体的选择;6、利用离体培养技术建立了多种植物的无性繁殖体系。
【实验用具】:超净工作台、酒精灯、平皿、三角瓶、枪形镊、标签纸、记号笔、pH试纸等。
【实验药品】:各种盐类以及有机物质按照MS培养基配方准备,0.1%氯化汞,蔗糖,琼脂。
【实验方法】:1、种子的挑选原则:挑选饱满有光泽的成熟种子2、种子的消毒:(1)清水冲洗3遍;以下在无菌工作台进行(2)75%酒精浸泡30秒,将酒精倒入废液缸;(3)0.1%的氯化汞浸泡12分钟,将废液倒入废液缸;(4)再用无菌水清洗3边,废水倒入废液缸;(5)将消毒好的种子平分到带滤纸的培养皿中。
3、接种(无菌工作台)(1)取装有MS培养基的培养瓶,用酒精棉球将瓶外擦拭消毒,同时将手及台面擦拭消毒;(2)将种子均匀整齐接入培养瓶,包好封口纸;4、培养:将接种好的培养瓶送入培养间25±2℃光照培养3-7天。
5、愈伤组织的诱导:将苜蓿幼芽从培养瓶取出放入带有滤纸的培养皿中,用手术刀截取下胚轴;再将下胚轴截成3-5mm小段,均匀整齐接入盛有MS附加激素2,4-D和6-BA的培养瓶。
6、愈伤组织的培养:将接好的培养瓶送入培养间25±2℃暗培养3周继代。
思考题:1、愈伤组织诱导污染调查:观察污染情况,填入下表:观察日期接种数污染数污染率主要污染菌种污染率(%)=(污染的外植体数/总接种外植体数)×100%2、外植体用消毒剂消毒后,为什么要用无菌水漂洗?3、在接种过程中,通过哪些措施来防止细菌对接种工具,接种材料的污染?4、对外植体表面消毒时为什么常用“两次消毒法”?5、观察接种的外植体在接种1周后产生愈伤组织的颜色和质地,计算愈伤组织诱导率。
水稻愈伤组织的诱导实验报告

水稻愈伤组织的诱导实验报告实验目的:本实验旨在探究水稻愈伤组织的诱导方法,为将来的水稻遗传改造研究提供参考。
实验材料和仪器:1. 材料:水稻种子、MS培养基、植物生长调节剂2,4-D、生长调节剂TDZ、无菌器具、琼脂、无菌操作室。
2. 仪器:无菌操作台、显微镜、实验室平衡器等。
实验步骤:1. 生物材料准备:选取幼苗期生长良好、品种鲜明的水稻种子作为材料。
将水稻种子进行表面消毒,处理方法为分别用70%的酒精和5%的次氯酸钠(1:1)混合消毒3-5分钟,然后充分清洗。
2. 建立组织培养体系:将消毒后的水稻种子在无菌操作台上进行分离培养。
将种子取出后,从胚乳中取出胚轴,用剪刀消毒后放入含有MS培养基的无菌培养瓶中,置于无菌操作室中进行培养。
在35-37°C下连续培养3-5天。
3. 筛选愈伤组织:将培养2-3天的胚轴等植物试管苗等组织放置在含有不同浓度的2,4-D和TDZ的培养基中,培养10-15天。
筛选出生长具有愈伤能力的组织,采用显微镜等方法进行观察,并进行相应的分离和培养。
4. 愈伤组织的维持和复壮:将筛选出的愈伤组织维持在含有2,4-D和TDZ的培养基中,定期进行转移或分离。
当愈伤组织增生至一定程度后,将其转移到不含激素的培养基中,进行复壮。
实验结果:在实验过程中,我们选择了4个不同浓度的2,4-D和TDZ进行培养,筛选出了愈伤组织,并进行了维持、修复工作。
经过5次转移和增殖培养,我们成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
结论:本实验采用的方法可行,成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
本研究为今后的水稻遗传改造和抗性育种提供了良好的基础。
草莓茎尖愈伤组织的诱导与增殖培养实验报告册

草莓茎尖愈伤组织的诱导与增殖培养实验报告册1、培养程序和培养基5--6月于晴天的下午在健壮、无病的草莓刚抽出的匍匐茎上取茎尖,大小为0.3--0.4mm,作为组织培养的外植体。
用于草莓茎尖培养诱导芽分化的基本培养基为MS,附加6-BA 0.5mg/L,NAA 0.2mg/L,蔗糖30g/L,琼脂粉6.5g/L,pH 值调至5.8--6.0。
在草莓茎尖的扩大繁殖阶段,采用MS 培养基附加6-BA 0.5mg/L 、NAA0.01mg/L。
扩大繁殖主要是将丛生苗分块即每5--7株切成一块,转入继代培养基。
在转苗过程中,去掉原生叶片有利于新苗分化,在扩大繁殖中随时清除愈伤组织,有利于新苗增殖和生长。
诱导生根培养基用1/2MS 附加。
经查文献得知0.1mg/L浓度的IBA处理的生根率最高,为100%,平均根条数为2.4条。
不加TBA及IBA浓度超过0.2mg/L,多数苗都是先于苗基切口处产生愈伤组织,随后在愈伤组织上分化生根,致使成活率大大降低。
2、操作技术要点及培养条件⑴)灭菌与接种预处理―为了灭菌彻底,常把接种材料先进行湿润处理,采用的是75%的酒精,湿润的时间为半分钟至1分钟。
灭菌处理在草莓组织培养中常用灭菌剂的种类很多。
我们曾用过次氯酸钠10%水溶液(含有效氯0.4--0.5%),浸泡接种材料10--15分钟;次氯酸钙(漂白粉),用其饱和上清液,浸泡接种材料15--30分钟;过氧化氢10--12%水溶液浸泡10--20 分钟;新洁尔灭5--10%水溶液,浸泡10--15分钟;升汞0. 1%水溶液,浸泡8--10分钟。
其中前4种灭菌剂对接种材料比较安全,但因灭菌时间较长,常常使接种材料的外层氧化变褐,以致影响培养效果。
升汞有很强的杀菌能力,但浸泡时间稍长会造成接种材料中毒。
因此,在草莓组织培养中,如把握好时间,升汞是应用较多的灭菌剂。
灭菌后的接种材料,要用无菌水充分清洗,通常要换水 3--5次。
接种以培养无病毒苗为主要目的的草莓组织培养,所接种的茎尖材料很小,在接种时首先要求准确熟练地剥取茎尖生长点,并使用固体培养基比较适宜,接种时应注意不能将整个茎尖埋入培养基中。
胡萝卜肉质根愈伤组织的诱导及继代增值培养实验报告

综合性实验报告胡萝卜肉质根愈伤组织诱导及继代增殖培养一、实验原理及目的(一)实验目的1、通过MS培养基母液的配制和保存,掌握配制于保存培养基母液的基本技能。
2、通过MS固体培养基的配制,掌握培养基的制备基本技能。
3、学会和掌握诱导愈伤组织的基本技术。
4、初步掌握组织培养的无菌操作技术。
5、初步掌握外植体的消毒技术。
6、掌握组培室常用的化学试剂。
7、学会和掌握愈伤组织继代培养的基本操作技术。
(二)实验原理1、配制培养基时,为了使用方便和用量准确,通常采用母液法进行配制,即将所选培养基配方中各试剂的用量,扩大若干倍后再准确称量,分别先配制成一系列母液置于冰箱中保存,使用时按比例吸取母液进行稀释配制即可。
2、在自然情况下,根主要为植物吸收和固定的重要器官,同时,有些植物的根亦具有繁殖的功能。
植物根生长快、代谢能力强、变异小,使得其在研究根的营养吸收、生长和代谢的变化规律、器官分化、形态建成规律等方面具有重大的理论与实践意义。
依据细胞全能性原理,即指任何具有完整细胞核的细胞(动物、植物等),都拥有形成一个完整个体所必需的全部遗传信息(DNA)。
就胡萝卜根来说,其肉质根细胞同样具有形成完整再生植株的能力。
这种由单个根衍生而来并经继代培养而保存的,在遗传上具有一致的根的培养物,称为离体根无性系。
利用这些离体根的无性系可以进行器官再生体系、苗木无性系快速繁殖和其他方面的实验研究。
3、愈伤组织(callus)原指植物体的局部受到创伤刺激后,在伤口表面新生的组织。
它由活的薄壁细胞组成,可起源于植物体任何器官内各种组织的活细胞。
在植物体的创伤部分,愈伤组织可帮助伤口愈合;在嫁接中,可促使砧木于接穗愈合,并由新生的维管组织使砧木与接穗沟通。
在植物器官、组织、细胞离体培养时,条件适宜也可以长出愈伤组织。
其发生过程是:外植体的活细胞经诱导,恢复其潜在的全能性,转变为分生细胞,继而其衍生的细胞分化为薄壁细胞组织而形成愈伤组织。
愈伤组织诱导培养

五、实验步骤
芦荟 1、将准备好的芦荟幼苗在无菌中冲洗数次。 2、取茎尖部分,再冲洗1-2次,淋干,紫外灭菌30分钟 3、在超净台上,用75%的乙醇将茎尖浸泡30-60s 4、再用升汞(0.01%)浸5-l0min,最后用无菌水冲洗数 次。无菌纱布吸干水份 5、用解剖刀取出茎尖生长点的组织切块,接种到愈伤组 织诱导培养基上。 MS+(1一6mg/ L)BA+(0.1一0.5mg/L)NAA 苄基嘌呤(BA);萘乙酸(NAA) 6、培养条件:光照 10-12h,光照度为 1000一2000Lx, 温度(25士)2℃。
实验一植物愈伤组织诱导培养
一、实验名称
植物愈伤组织诱导培养
二、实验目的
1、掌握MS培养基的配制方法 2、初步掌握植物外植体无菌操作的基本步骤
三、实验材料
1、芦荟 2、月季
四、主要实验器材
1、剪刀 2、解剖刀 3、长角镊子 4、超净工作台 5、9cm培养皿 6、封口膜 7、烧杯 8、吸管 9、废液缸 10、橡皮筋
月季
1、枝条切去叶,再剥去附在茎上的叶柄及皮刺。 2、清水清洗、擦干 3、2~3厘米一段,每段至少一个侧芽。 4、装入消毒过的培养皿,紫外灯灭菌30分钟。 5、用饱和漂白粉上清液作表面灭菌25~30分钟 (也可使用乙醇;升汞) 6、无菌水涮洗数次,无菌纱布吸干水分 7、接种到培养基上: MS+(0.3一10mg/ L)BA 8、培养条件:光照 10-12h,光照度为 800一 1200Lx,温度21-25℃。
植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料

植物愈伤组织诱导培养实验指导--李老师资料植物愈伤组织诱导培养实验实验目的:1.掌握植物愈伤组织的诱导和培养技术;2.了解植物生长素和植物生长调节因子的作用;3.实践动手能力,培养分析问题、解决实际问题的能力。
实验步骤:1.实验材料种子:芸苔、小麦、玉米等试剂:琼脂、SD综合培养基、激素溶液、酒精灯、移液管等2.种子的表面消毒取适量的芸苔种子,用70%的酒精灯烧消毒。
将种子放入无菌蒸馏水中浸泡20分钟,再用三次含酸性消毒液(NaClO)洗涤。
洗涤后,用无菌蒸馏水洗三次,并将水倒掉。
将种子放在干净、无菌的滤纸上晾干。
3.愈伤组织诱导3.1 试剂配制将SD综合培养基和激素溶液按体积比例配制成诱导培养基。
激素溶液的配方参考如下:IAA:千叶素:6-BA的比例为 10:1:1,浓度为0.108 mg/L;3.2 培养陈列室准备工作实验室必须具有无菌灯、搅拌器、制冷箱或培养箱等基本的实验设备。
实验前清洗设备,使用高压蒸汽或酒精灯等方式灭菌。
在无菌条件下制备琼脂、移液管、培养瓶等。
在实验操作台上,用70%的酒精清洗双手,并用无菌纸巾擦拭干净。
3.3 培养基的制作制好的培养基分装到15ml的培养瓶中。
琼脂用70%酒精擦拭干净,均匀铺在实验平台上,用于接种组织。
3.4 组织接种将种子放在培养基上,用无菌铁丝按一定距离排列成一排。
取出种子,切成0.5-1cm的暴露在外的子叶或幼芽,然后在接种组织区域按照一定距离进行均匀排列。
将培养瓶密封,并放在指定的温度下生长。
4.实验结果的处理和分析4.1 愈伤组织的诱导情况观察家哈的发育情况,如出现愈伤组织的形成,记录其在构型,大小等。
4.2 理化指标的测定在诱导完成后的期间,测定愈伤组织中的蛋白质含量,葡萄糖含量,游离氨基酸含量等指标。
注意事项:1.实验过程中要注意操作技巧,避免污染;2.在培养过程中,要注意温度和光照的控制;3.进行实验时,要做好实验记录和实验数据分析工作;4.实验后,要注意实验设备的清洁和归档。
植物愈伤组织诱导实验

实验一植物愈伤组织诱导实验一、实验目的1、掌握植物愈伤组织诱导、继代、器官分化的原理。
2、培养基的配制,灭菌等基本实验操作技术。
二、实验原理植物组织培养是将植物的器官组织以至单个细胞,应用无菌操作方法,使其在人工条件下,能够分裂、增殖、分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在人工培养条件下,原来已经分化停止生长的细胞,可以重新分裂,形成没有组织结构的细胞团,即愈伤组织,这一过程称为“脱分化作用”。
而已经“脱分化”的愈伤组织,在一定条件下,又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官,这一过程称为“再分化作用”。
植物激素在“再分化”过程中起着重要作用,生长素和细胞分裂素的比例,决定了根和芽的分化。
超净工作台原理:本工作台是一种水平单向流型局部空气净化设备室内空气→预过滤器(初滤) →小型离心风机压入静压箱→高效空气过滤器(精滤) →出风面吹出洁净气流(具有一定的、均匀的断面风速)→不断排除工作区原来的空气→形成高洁净的工作环境三、仪器试剂培养皿及培养架、光照培养箱、超净工作台、高压灭菌锅、解剖刀、弯头镊子、剪子、100ml烧杯、培养皿(或不锈钢浅盘)、封口膜、棉线、橡皮筋、次氯酸钠(或HgCl2)、MS 培养基全部试剂、植物激素及生长调节物质、无水乙醇、工业酒精、胡萝卜四、实验步骤(1)用70~75%的酒精棉擦拭双手和操作台面,进行常规的无菌操作准备。
(2)将植物体用自来水冲洗后,用酒精棉擦拭欲取材部位表面, 或于70%酒精中浸沾数秒钟。
(3)将材料放入已灭菌的100ml烧杯(或试剂瓶)中,加入10%的次氯酸钠溶液,浸泡5分钟。
(4)弃次氯酸钠浸泡液,再加入10%的次氯酸钠溶液,浸泡10分钟。
(5)弃次氯酸钠浸泡液,用无菌水浸泡漂洗3~4次,每次1~2分钟,用无菌镊子搅动。
(6)将已灭菌的植物材料置于灼烧后冷却的金属盘中,按无菌操作要求剥去外皮,用解剖刀切成5mm厚的薄片,弃去两头的两片,取中间部分的薄片,用镊子将其接种在愈伤组织诱导培养基上,注意圆片的切口朝向培养基,每瓶4~6片,均匀分散,以绿豆为材料时,将绿豆纵切或横切,去皮后分别接种。
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植物组织培养基的配制与植物愈伤组织诱导一、实验目的;通过植物组织培养基和植物愈伤组织诱导实验的学习和训练,使学生了解植物组织培养的基本原理和操作技术,初步掌握MS固体培养基制备方法、外植体的常规灭菌技术以及愈伤组织诱导方法。
二、实验原理:根据植物细胞全能性原理,培养植物材料。
即在无菌条件下,将植物的器官或组织(如芽、茎尖、根尖或花药)放在人工培养基上进行培养,通过细胞分裂,形成一团薄壁细胞,即愈伤组织。
愈伤组织可以在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下进行再分化,重新产生出植物的各种器官和组织,进而发育成完整的植株。
三、实验容实验包括以下3部分容:实验1-1、植物组织培养基母液的配制和保存实验1-2、MS培养基的配制与灭菌实验1-3、胡萝卜愈伤组织的诱导实验1-1 植物组织培养基母液的配制和保存1、目的要求学习植物组织培养基母液的配制方法,为培养基的配制做准备。
2、基本原理植物培养基是植物离体培养的组织或细胞赖以生存的营养基质,是为离体培养材料提供近似活体生存的营养环境,主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节等物质。
在配制培养基前,为了使用方便和用量准确,常常将培养基成分首先配制成比实际培养基浓度大若干倍的母液,然后在配制培养基时,再根据所需浓度,按比例稀释。
本实验以MS培养基为例,学习培养基母液的配制。
MS培养基母液可分为:MS大量元素母液、MS微量元素母液、MS铁盐母液和MS有机化合物母液等。
另外,还要配制生长激素母液,在不同类型的培养基中使用。
3、实验仪器设备和试剂3.1仪器、用具分析天平、酸度计(或pH试纸)、冰箱、药匙、玻棒、称量纸、滴管、洗瓶、记号笔、烧杯(50ml、100ml、200ml)、容量瓶(100ml、500ml、1000ml)、磨口试剂瓶(100mL、200mL、500ml、1000ml)、量杯、量筒、移液抢、微波炉等。
3.2试剂(1)95%乙醇、1mol/L NaOH、1mol/L HCl。
(2)MS培养基成分:①大量元素(母液Ⅰ):NH4NO3、KNO3、CaCl2.2H2O、MgSO4.7H2O、KH2PO4;②微量元素(母液Ⅱ):KI、H3BO3、MnSO4.4H2O、ZnSO4.7H2O、Na2MoO4.2H2O、CuSO4.5H2O、CoCl2.6H2O;③铁盐(母液Ⅲ):FeSO4.7H2O、Na2.EDTA.2H2O;④有机成分(母液,维生素和氨基酸):肌醇、盐酸吡哆醇(维生素B6)、烟酸(V)、盐酸硫胺素(维生素B1)、甘氨酸;pp(3)植物生长调节物质:2,4-二氯苯氧乙酸(2,4-D)。
4、操作步骤(1)MS大量元素母液的配制按照培养基配方的用量,把各种化合物扩大10倍,按照表1中的次序分别准确称量后,分别用50ml 烧杯,加入蒸馏水30 ml溶解(可以加热至60℃~70℃,促其溶解)。
溶解后,按顺序倒入一大烧杯中(烧杯中事先加入约50ml的蒸馏水,目的避免由于盐浓度过高使钙离子与磷酸根离子、硫酸根离子形成不溶于水的沉淀),注意最后加入氯化钙溶液,混匀,用250mL容量瓶定容。
将配制好的母液倒入试剂瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。
表1 MS培养基大量元素母液(10倍)的配制剂量(2)微量元素母液的配制按照培养基配方的用量,将微量元素各种化合物(除去铁盐)扩大100倍(表2),用万分之一天平分别准确称取,可以混合溶解,最后定容。
将配制好的母液倒入试剂瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。
表2 MS培养基微量元素母液(100倍)的配制剂量*、**:因天平均存在误差,为减少误差带来的影响,建议称取0.25g,溶解并定容至10ml容量瓶中,然后移取10ml,加入混合液中。
(3)铁盐母液的配制常用的铁盐是FeSO4·7H2O和Na2-EDTA的螯合物,必须单独配成母液。
配制时,按照扩大后的用量(表3),分别称取FeSO4·7H2O和Na2-EDTA,分别溶解后,将FeSO4溶液缓缓倒入Na2-EDTA溶液(需加热溶解),搅拌均匀使其充分螯合,定容后贮放于棕色玻璃瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。
表3 MS培养基铁盐母液(100倍)的配制剂量(4)有机物母液的配制按照表4 中各成分浓度扩大后的用量,用感量0.0001g天平分别称量各有机物。
可以分别溶解定容,分别装入试剂瓶中,也可以混合溶解定容,装入同一试剂瓶中,写好标签,放入冰箱中保存。
一般有机物都溶于水,但叶酸(VBc)先用少量稀氨水或1mol/L NaOH溶液溶解;VH(生物素)先用1mol/L NaOH溶液溶解;VA、VD3、VB12应先用95%乙醇溶解,然后再用蒸馏水定容。
将配制好的母液倒入试剂瓶中,贴好标签,注明母液名称、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。
表4 MS培养基有机物母液(100倍)的配制剂量(5)激素母液的配制激素母液必须分别配制,浓度根据培养基配方的需要量灵活确定,一般是0.1~2mg/ml,根据需要确定配制的浓度。
称量激素要用感量为万分之一天平。
本实验选用激素2,4-二氯苯氧乙酸(2,4-D)。
2,4-D母液的配制方法为:准确称取10mg 2,4-D,称量后先用少量(1-3ml)95%乙醇完全溶解后,加蒸馏水定容至100ml,即得到0.1mg/ml的2,4-D贮备液,转入细口试剂瓶中,贴上标签,注明母液名称、浓度、配制日期、配制人,置于4℃冰箱中保存备用。
(6)在配制母液时注意事项:①培养基各试剂应使用分析纯。
②在称量时应防止药品间的污染,药匙、称量纸不能混用,每种试剂使用一把药匙,多出的试剂原则上不能再倒回原试剂瓶。
③母液配制好后,贴上标签,写清母液名称、试剂浓度或扩大倍数、配制日期,并存放在4℃冰箱中。
使用前,要进行检查,若发现试剂中有絮状沉淀、或长菌、或铁盐母液的颜色变为棕褐色,都不应再使用。
5、结果记录与分析(1)记录本小组配制的培养基母液种类、扩大倍数、母液配制体积、母液中各成分的称取量。
(2)仔细观察在配制母液过程中的现象与遇到的问题,如是否产生浑浊或沉淀,并分析出现混浊的原因。
6、思考题(1)配置大量元素母液、铁盐母液时,应注意些什么?(2)配置激素母液时,应注意些什么?实验1-2 植物组织培养基MS的配制与灭菌1、目的要求学习植物组织固体培养基的配制,学习高压灭菌器的使用,为外植体的接种与初代培养做准备。
2、基本原理在植物组织培养中,固体培养基是最常用的一种培养基类型。
由于培养基中含有植物细胞生长所必需的各类营养物质,主要包括水、大量元素、微量元素、铁盐、有机复合物、糖、凝固剂和植物生长调节物质,因此,培养基也是微生物繁殖的极好场所。
所以,必需对培养基进行灭菌处理,以确保无菌操作的顺利进行。
本实验以可用于胡萝卜等植物初代培养的培养基MS+1mg/L2-4D+3%蔗糖+1%琼脂,pH5.8。
配制1L为例,学习培养基的配制方法。
3、实验仪器和试剂(1)仪器、用具高压灭菌锅,超净工作台、分析天平(0.0001g)、pH计(或pH试纸)、微波炉、手术剪刀、解剖刀、镊子、药匙、玻棒、称量纸、洗瓶、记号笔、烧杯(1000ml )、量杯、量筒(1000ml ,100ml ,50ml)、耐热皮筋(或棉绳)、100 ml 三角瓶(每人按3-4瓶准备)、培养皿(每2人按1套准备)、封口膜、定性滤纸等。
(2)试剂① 95%乙醇、1mol/L NaOH 、1mol/L HCl 。
② MS 培养基各母液、2-4D 母液、蔗糖、琼脂。
4、操作步骤(1)器皿准备 清洗三角瓶、烧杯、量筒、量杯、镊子、手术刀、培养皿、打孔器等,烘干或自然晾干备用。
(2)计算母液使用量 根据下面公式量取母液:激素母液用量(mL )=———————————————————— 配制1000ml 培养基需要加入各母液的量分别为:大量元素母液:100ml 微量元素母液:10ml 铁盐母液:10ml有机物母液:10ml 激素母液:10ml(3)配制母液取用量(mL )=配制的培养基体积(mL ) 母液的扩大倍数 培养基配制量(L )*激素使用浓度(mg/L )激素母液浓度(mg/ml )称取适量的琼脂(常用量10g/L)置于1000ml大烧杯中,加蒸馏水500ml 左右,在微波炉中加热使之溶解,待琼脂完全溶化后,加入蔗糖(常用量30g/L),溶后,加入上述各种母液,最后,加蒸馏水定容到需配培养基的终体积。
每组配制MS固体培养基1000ml,培养基组成为:MS+1mg/L 2,4-D+3%蔗糖+1%琼脂(pH5.8)。
(4)pH值调节充分混合,待温度降至50℃~60℃时,用1mol/L NaOH溶液或1mol/L HCl溶液调pH值到5.8,注意用玻璃棒不断搅动。
(5)分装搅匀培养基并迅速分装在100mL的三角瓶中(温度低于40℃以下琼脂就会凝固),每瓶25mL-30 mL左右,1000mL培养基可以分装至30~40瓶,迅速盖上封口膜,用封口材料包上瓶口,扎口后,写上标记,注明配制者和配制日期,准备灭菌。
注意:分装时不要把培养基弄到管壁上,以免日后污染。
(6)灭菌培养基含有丰富的营养物质,有利于细菌和真菌繁殖,所以培养基配好后要及时灭菌,同时将接种用具,如镊子、解剖刀、蒸馏水、培养皿(装有滤纸)等进行灭菌。
使用高压锅灭菌要注意以下几点:①检查灭菌锅外层锅水位,水量过少时应加蒸馏水。
把分装好的培养基放入灭菌锅的消毒桶。
盖上锅盖,上好螺栓后接通电源加热。
②排放冷空气,关闭放气阀,当灭菌锅盖上的压力表指针移至0.1Mpa(121℃),控制压力表稳定在该压力下15分钟,即达到灭菌目的。
③灭菌后,先切断电源,让灭菌锅温度自然下降,待灭菌锅压力表指针降到0时,打开排气阀,旋松螺栓,开启锅盖,取出已灭菌的培养基,置于水平台子上,在室温下冷却,同时取出灭菌水、培养皿、镊子、解剖刀、滤纸等。
④灭菌后的培养基应在室温下放置2—3天,观察有无微生物生长,以确定培养基是否灭菌彻底。
经检查没有杂菌生长时方可使用。
要求:每人准备培养基3-4瓶。
5、结果记录与分析(1)仔细记录培养基制备中,各种母液、试剂称量的量。
(2)观察在配制培养基过程中的现象与遇到的问题,并加以解释。
6、思考题(1)培养基表达式:MS+1mg/L2-4D+2.5%蔗糖+1%琼脂,pH5.8,表达的含义是什么?实验1-3 胡萝卜愈伤组织的诱导1、实验目的(1)学习植物材料表面灭菌的常规方法;(2)了解接种的无菌操作技术;(3)学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。