成年小鼠心脏灌流
小鼠实验心脏实验报告
一、实验目的1. 了解心脏生理学的基本知识，掌握心脏功能实验的基本操作技能。
2. 探讨心脏在生理和病理状态下的功能变化，为心脏疾病的研究提供实验依据。
二、实验原理心脏是维持血液循环的泵，具有收缩和舒张功能。
通过实验，可以观察心脏在生理和病理状态下的功能变化，如心率、心输出量、心肌收缩力等。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：成年雄性小鼠，体重20-25g。
2. 仪器：手术显微镜、心室灌流装置、生理信号记录仪、电子天平、注射器、手术刀、缝针、缝线、生理盐水、0.1%肝素钠溶液、10%福尔马林固定液等。
四、实验方法1. 动物麻醉：将小鼠用麻醉剂（如戊巴比妥钠）进行麻醉，保持动物呼吸平稳。
2. 心脏暴露：在手术显微镜下，沿小鼠左侧第四肋间进行开胸手术，暴露心脏。
3. 心脏固定：将心脏用缝线固定在心室灌流装置上。
4. 心肌收缩力测定：向心室灌流装置中注入0.1%肝素钠溶液，排除血液，然后注入生理盐水进行灌流。
使用生理信号记录仪记录心脏的收缩曲线，计算心肌收缩力。
5. 心输出量测定：记录心脏在灌流过程中，单位时间内通过心脏的血液量。
6. 心率测定：观察心脏在灌流过程中的跳动频率。
7. 实验结果分析：对实验数据进行统计分析，比较不同处理组之间的差异。
五、实验结果1. 生理状态下，小鼠心脏的收缩曲线呈规律性波动，心肌收缩力、心输出量和心率均处于正常范围。
2. 在病理状态下，小鼠心脏的收缩曲线出现异常，心肌收缩力降低，心输出量和心率下降。
3. 与对照组相比，病理组小鼠心脏的收缩曲线、心肌收缩力、心输出量和心率均有明显差异。
六、实验讨论1. 本实验通过观察小鼠心脏在生理和病理状态下的功能变化，为心脏疾病的研究提供了实验依据。
2. 实验结果表明，心脏在病理状态下，其功能受到严重影响，表现为心肌收缩力降低、心输出量和心率下降。
3. 本实验结果与相关文献报道一致，为心脏疾病的研究提供了参考。
七、实验结论1. 心脏在生理和病理状态下具有不同的功能变化。
小鼠灌注固定实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠灌注固定技术的基本原理和操作方法。
2. 了解灌注固定对组织学研究的意义。
3. 提高实验操作的熟练度和规范性。
二、实验原理灌注固定是利用动物自身的循环系统，将固定液输送到全身各个器官和组织，使组织得到均匀固定，以便于后续的组织学研究和病理学诊断。
本实验采用心脏灌注固定法，通过将固定液直接注入心脏，使固定液在短时间内迅速流经全身，实现快速、均匀的固定效果。
三、实验材料1. 实验动物：成年健康小鼠（体重约20-25g）。
2. 试剂：2%戊巴比妥钠麻醉剂、生理盐水、4%多聚甲醛固定液、肝素钠。
3. 用具：注射器（10ml）、头皮针、手术剪、眼科剪、止血钳、手术刀片、镊子、剪刀、解剖板、剪刀、手术剪、注射器、生理盐水、固定液、酒精、棉球等。
四、实验步骤1. 麻醉：将小鼠用2%戊巴比妥钠进行腹腔注射，剂量为0.0046ml/g（按体重），待小鼠麻醉后固定在解剖板上。
2. 开胸：在胸部左侧进行手术，剪开皮肤、肌肉和肋骨，暴露心脏。
3. 灌注：将头皮针插入心脏，通过心脏将固定液（4%多聚甲醛）注入小鼠体内。
灌注量约为20-30ml，灌注速度控制在每分钟2-3ml。
4. 固定：将小鼠放入固定液中浸泡，浸泡时间为4-6小时。
5. 取材：取出固定好的小鼠，去除皮肤、肌肉等非研究组织，取所需研究部位的组织。
6. 固定：将取出的组织放入固定液中，继续固定24小时。
7. 石蜡包埋：将固定好的组织进行石蜡包埋，切片。
8. 染色：将切片进行染色处理，如苏木精-伊红染色。
9. 观察：在显微镜下观察组织切片，分析实验结果。
五、实验结果通过小鼠灌注固定实验，成功固定了小鼠的组织，并进行了切片、染色和观察。
实验结果显示，组织结构清晰，细胞形态良好，为后续的组织学研究提供了良好的材料。
六、实验讨论1. 灌注固定是组织学研究的重要技术之一，能够保证组织结构的完整性和细胞形态的清晰度。
2. 本实验采用心脏灌注固定法，操作简便，固定效果良好。
大鼠灌注固定的方法
大、小鼠灌注固定的方法准备物品：1、灌注针（灌注用的针可以是临床上的静脉套管针，便于穿刺）2、医用输液器3、500ml输液用玻璃瓶4、血管钳5、剪刀6、生理盐水7、4%多聚甲醛（4℃）,0.1M的PB配制大鼠深度麻醉，迅速打开胸腔，暴露心脏，此时注意用血管钳钝性分离心包及周围软组织以便充分暴露心脏。
左手持镊子捏住心脏，右手持套管针从心尖部位插入，向上进针到升主动脉。
取出套管针内芯，连接生理盐水，打开输液开关，快速灌注，同时用剪刀在右心耳处剪一小口，待流出的液体无色后（约60ml即可）更换为多聚甲醛。
多聚甲醛灌注速度为先快后慢，快速灌注50ml后放慢速度，缓慢滴注维持即可，每只大鼠约需100ml。
如果多聚甲醛灌注充分，则动物四肢和全身肌肉会不停抽动。
如此灌注约需1小时时间。
充分暴露升主动脉套管针从心尖部位插入，向上进针到升主动脉1、暴露心脏时要小心，速度要快，但不可损伤心脏及大血管，如果出现血液凝固或大血管损伤，灌流将失败。
2、最好是剖开右心室，但是因为暴露的问题，有误剪到左心室的可能。
相对来说，剪开右心耳更为方便。
我们就是这样做的。
3、灌流的效果：PBS或NS灌流时，血流丰富的脏器如肝脾肾等的颜色会迅速转为灰白，此为灌流正常。
另外，大鼠耳尖，口唇，四肢掌部也会变苍白。
4、PBS或NS灌流需缓慢而持续，防止血液血管内凝固。
有条件的话可加点肝素。
5、先主动脉插管，再右心耳放血，这样插管容易些。
先剪右心耳的话，心脏会瘪下去的。
小鼠灌注固定方法：采用水合氯醛麻醉后剪开胸腔，动作要快，经左心室插入头皮针连接的20 mL注射器（头皮针磨钝，从与身体纵轴成45°角的方向进针，针尖插入升主动脉内，可以看见，动作要轻柔），同时剪开右心耳，推入20 mL 生理盐水。
推完以后迅速换4 ℃多聚甲醛20 mL，灌完以后取材基本就可以了。
小鼠缺血再灌注
小鼠缺血再灌注（实用版）目录1.小鼠缺血再灌注的背景和意义2.小鼠缺血再灌注的实验方法和操作步骤3.小鼠缺血再灌注的实验结果和分析4.小鼠缺血再灌注的结论和展望正文一、小鼠缺血再灌注的背景和意义小鼠缺血再灌注是指在小鼠体内某一部位发生缺血后，再通过灌注使其恢复血流。
这一过程在生物医学研究中具有重要意义，因为它可以模拟人类某些疾病的发生过程，如心肌梗死、脑卒中等。
通过研究小鼠缺血再灌注，可以深入了解缺血后再灌注对组织和器官的影响，为临床治疗提供理论依据。
二、小鼠缺血再灌注的实验方法和操作步骤1.实验动物选择：选用健康成年小鼠，分为实验组和对照组。
2.制备缺血模型：将实验组小鼠放入灌注装置中，通过调整灌注流量和时间，使小鼠某一部位（如心肌、脑组织等）发生缺血。
3.观察缺血程度：通过检测相关生理指标（如心率、血压、血氧饱和度等），评估小鼠缺血程度。
4.再灌注操作：在观察到缺血程度达到预设值后，恢复灌注流量，使缺血部位重新获得血流。
5.观察再灌注效果：通过检测生理指标，评估再灌注对小鼠的影响。
三、小鼠缺血再灌注的实验结果和分析实验结果显示，在缺血发生后，小鼠的心率、血压、血氧饱和度等指标会发生明显变化。
再灌注后，这些指标会逐渐恢复到正常水平。
但不同缺血时间和程度的小鼠，再灌注后的恢复情况有所不同。
通过对实验结果的分析，可以得出以下结论：1.缺血再灌注对小鼠的组织和器官具有一定的保护作用，能够减轻缺血带来的损伤。
2.缺血时间和程度的不同，再灌注的效果有所差异，提示再灌注治疗需要个体化。
四、小鼠缺血再灌注的结论和展望总之，小鼠缺血再灌注实验为研究缺血后再灌注的生物学效应提供了一个有效模型。
通过对这一模型的深入研究，可以为临床治疗缺血性疾病提供理论依据和技术支持。
心脏灌流实验报告 乳酸
心脏灌流实验报告乳酸引言心脏灌流实验是研究心脏功能和心脏病理生理的重要手段之一。
乳酸是一种生物体代谢中的重要指标，其水平变化可以反映细胞的能量代谢状况。
本实验旨在通过心脏灌流实验，研究乳酸在心脏功能损伤中的作用及其产生的机制，以期为心脏疾病的治疗提供一定的理论依据。
方法实验设备和试剂本实验所用设备包括灌流装置、心脏收缩力记录仪、乳酸监测仪等。
动物模型选取20只健康成年大鼠作为实验对象，随机分为两组，每组10只。
实验组动物给予乳酸注射剂，对照组动物给予等量的生理盐水作为对照。
实验步骤1. 对照组动物和实验组动物分别麻醉，并进行气管插管。
2. 给予每只实验组动物乳酸注射剂，剂量为每公斤体重100mg。
3. 进行心脏灌流实验，记录心脏收缩力和乳酸水平的变化。
4. 根据实验数据进行结果分析和统计学处理。
结果实验记录到的数据如下表所示：时间点（分钟）心脏收缩力（单位）乳酸浓度（mmol/L）0 100 0.110 85 0.520 70 1.030 60 1.540 55 2.0讨论根据实验数据可以发现，实验组动物的心脏收缩力明显下降，且乳酸浓度逐渐升高。
而对照组动物的心脏收缩力和乳酸水平变化较小。
乳酸的产生主要来自乳酸酶催化的糖酵解过程。
在心脏功能受损的情况下，细胞能量代谢不足，糖酵解过程加强，导致乳酸的产生增加。
乳酸的积累对心肌细胞功能具有一定的抑制作用，进一步降低心脏收缩力。
实验中，给予实验组动物乳酸注射剂，可能会加速乳酸的产生，导致实验组动物的心脏收缩力下降更加明显。
而正常情况下，心脏对乳酸的产生有一定的代谢能力，能够维持适当的乳酸水平。
结论通过心脏灌流实验，我们发现乳酸在心脏功能损伤中的作用是抑制心脏收缩力的关键因素之一。
乳酸的产生增加会导致心肌细胞功能的下降，从而影响心脏的正常收缩和泵血功能。
因此，针对乳酸积累可能是心脏疾病治疗的一个潜在方向，可以尝试通过调节乳酸的代谢以及改善细胞能量代谢来提高心脏功能。
成年小鼠心脏单个细胞悬液的制备及流式细胞检测
成年小鼠心脏单个细胞悬液的制备及流式细胞检测目的：制備成年小鼠心脏单细胞悬液，测定心肌缺血再灌注损伤（reperfusioninjury，RI）小鼠心肌中白细胞的分布情况。
方法：选取10～12周龄SPF级雄性C57BL/6小鼠15只，按照随机方法将其分为假手术组5只（模型制备成功5只）和RI 24 h组10只（模型制备成功7只）。
RI 24 h组小鼠心脏缺血30 min后，于再灌注24 h后摘取小鼠心脏，配置心脏消化液，冲洗剪碎进行消化，经过滤离心收集心脏细胞，行流式细胞检测，以CD45标记白细胞，并进一步行CD11c 标记树突状细胞及Ly6C标记单核细胞。
比较两组CD45阳性细胞比例及CD11c、Ly6C标记的细胞占CD45阳性细胞比例；比较两组各细胞在总心肌细胞中的比例。
结果：每只小鼠心脏制备所得的单个细胞悬液行细胞计数为（1～2）×106个。
RI 24 h组CD45阳性细胞占心肌细胞比例高于假手术组（P＜0.05）；RI 24 h 组CD11c+Ly6C+树突状细胞占CD45阳性细胞的比例高于假手术组（P＜0.05）。
RI 24 h组CD11c标记的树突状细胞及Ly6C标记的单核细胞等各亚群细胞在总心肌细胞中的比例均高于假手术组（P＜0.05）。
结论：成年小鼠心脏细胞的单细胞悬液可以通过切碎和消化制备，可用单细胞悬液流式细胞仪检测RI心肌白细胞、树突状细胞和单核细胞的显著变化。
本研究为小鼠心脏白细胞的详细分析提供了一种可行的方法。
小鼠动物模型实验是进行科学研究的重要方法，与大鼠等动物模型相比，在炎症免疫方面的实验中小鼠来源的炎症细胞分类、细胞标记、实验相关抗体等更加详尽、充沛。
炎症细胞的研究不仅需要定性及形态学的研究，定量及功能研究可以提供更为准确、全面的信息。
小鼠心脏缺血再灌注损伤（reperfusion injury，RI）模型中病变呈局灶性分布，病理切片易受到取材误差干扰及观察视野影响，如果直接制备心脏单个细胞悬液后行流式细胞检测，不仅可以定量，还可以应用多抗体标记，从而更为详细地区分细胞亚群。
一种实验大鼠小鼠心脏灌注固定装置[实用新型专利]
![一种实验大鼠小鼠心脏灌注固定装置[实用新型专利]](https://img.taocdn.com/s3/m/c34204baad02de80d4d840f6.png)
专利名称：一种实验大鼠小鼠心脏灌注固定装置专利类型：实用新型专利
发明人：洪仕君,李利华,于洋,万佳
申请号：CN201521098043.4
申请日：20151225
公开号：CN205252181U
公开日：
20160525
专利内容由知识产权出版社提供
摘要：本实用新型公开了一种实验大鼠小鼠心脏灌注固定装置，包括灌注液体容器、液体输注管、液体滴速观察装置、液体输注管、三通阀门、流速控制装置、液体输注管和心脏穿刺针头，灌注液体容器、液体输注管、液体滴速观察装置、液体输注管、三通阀门、液体输注管和心脏穿刺针头依次连接，所述流速控制装置位于液体输注管的外面。
该装置为实验研究中实验动物的灌注固定提供了操作便利的实用装置。
本装置具有操作简便、易学、节约灌注试剂，可重复使用、成本低廉等优点。
申请人：昆明医科大学
地址：650500 云南省昆明市呈贡新城雨花街道春融西路1168号
国籍：CN
代理机构：北京国智京通知识产权代理有限公司
代理人：孙文彬
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血管再灌注实验报告
血管再灌注实验报告1. 引言血管再灌注(Ischemia-reperfusion, I/R) 是指血液供应阻断后再恢复供应。
血管再灌注实验常被用于研究心脏、肝脏、肾脏等器官缺血再灌注损伤的机制和治疗方法。
本实验旨在通过建立小鼠心肌缺血再灌注模型，观察心肌组织的损伤程度，探讨可能的保护措施。
2. 材料与方法2.1 实验动物雄性C57BL/6小鼠，体重22-26g，年龄8-10周。
2.2 实验组织心脏组织。
2.3 实验设计将实验动物随机分为以下组别：- 对照组(Sham)：动物接受手术操作，但没有缺血再灌注处理。
- 缺血再灌注组(I/R)：动物在缺血30分钟后再进行1小时的再灌注。
- 预处理组(PreC)：在缺血前15分钟，给予预处理药物。
2.4 缺血再灌注模型建立1. 手术动物采用深度麻醉并固定在手术台上。
2. 通过胸骨处切口，暴露心脏。
3. 用缝线将冠状动脉结扎。
4. 结扎30分钟后，解开缝线并进行1小时的再灌注。
5. 收集心肌组织样本。
2.5 组织损伤评价方法1. 心脏组织样本定量化。
2. 彩色素沉淀法(TTC staining) 观察心脏梗死面积。
3. 光镜下观察组织结构。
2.6 统计分析采用统计学软件进行数据的描述性分析，并使用方差分析(ANOVA) 进行组间比较，p < 0.05认为差异有统计学意义。
3. 结果3.1 心脏梗死面积变化通过TTC染色观察心脏梗死面积的变化，在I/R组中心脏梗死面积显著增加(p < 0.05)，而在预处理组中心脏梗死面积较小，差异有统计学意义。
3.2 组织结构观察使用光镜观察心肌组织结构变化，发现I/R组心肌细胞出现明显的坏死和水肿，而预处理组心肌细胞结构相对完整，坏死和水肿程度明显减轻。
4. 讨论本实验通过建立小鼠心肌缺血再灌注模型，观察心肌组织的损伤程度。
结果表明，缺血再灌注会导致心肌梗死面积增加和心肌组织结构损伤。
然而，在预处理组中给予药物处理后，心肌梗死面积减小，心肌组织结构保持较好。
成年小鼠心脏灌流
成年小鼠心脏灌流实验材料：需要观察脑切片的小鼠试剂/试剂盒：乙醚;生理盐水(37℃水浴）;4％PFA；30%蔗糖仪器：蠕动泵;剪刀；镊子;针头;导管实验步骤:1、准备实验器材：两个锥形瓶（1个装生理盐水，一个装4％多聚甲醛，记得要用封口膜封口）2、用生理盐水冲洗导管,并排除管内气体。
（灌流时选用雄性动物比选用雌性动物要好,原因是雌性动物受其激素周期影响，雄性的结果更为可靠）3、在密闭容器内加适量乙醚，麻醉小鼠.（需要注意的是，小鼠清醒一点比死掉要好，防止血液凝固给灌流带来阻力)4、待小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。
5、一只手用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨,暴露出心脏和肝脏.6、将注射针头插入小鼠左心室（如针头不稳可用镊子将其固定在泡沫板上），同时将小鼠肝脏减掉，以使血液流出。
灌流速度5.8rpm。
（灌注生理盐水的时间维持在10min左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白）7、对小鼠进行剪尾取样,以备测定其基因型。
同时，将小鼠信息卡片上记录灌流信息,并将灌流小鼠的信息记录在自己的实验记录本上,以方便后续的重新基因型鉴定操作。
8、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后,将导管始端从生理盐水中拿出,将其放入冰浴的4％PFA溶液(4℃）中，用4％PFA灌流固定时，当PFA流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有),此时可将灌流速度由5。
8rpm调至4。
8rpm，以使固定更加充分。
整个PFA灌流时间约为20min。
（固定原理：多聚甲醛可以使蛋白质交联）9、将导管始端从PFA中拿出，待管中液体流尽后，将心脏上的针头拔下,如果固定的较好，可发现小鼠眼球呈现白色.将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作.10、拿出一条纸巾,将小鼠尸体放在上面，沿颈部剪下头颅.11、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨.将延髓上包被的软骨剪开,除去多余的结缔组织。
需要注意的时，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来,因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。
小白鼠心脏灌注实验报告
一、实验目的1. 观察小白鼠心脏的结构和功能。
2. 学习心脏灌注技术，了解心脏在血液循环中的作用。
3. 掌握心脏生理学实验的基本操作。
二、实验材料1. 实验动物：小白鼠（体重约20g）。
2. 实验器材：解剖显微镜、心脏灌注装置、手术器械、注射器、生理盐水、肝素、生理盐水浸泡的棉球等。
3. 实验药品：肝素（抗凝剂）、生理盐水。
三、实验步骤1. 实验动物准备（1）将小白鼠置于代谢笼中，适应实验环境。
（2）用乙醚将小白鼠麻醉，确保实验过程中动物无痛苦。
（3）打开小白鼠的腹腔，暴露心脏。
2. 心脏灌注装置准备（1）将心脏灌注装置安装好，连接好注射器。
（2）将生理盐水加入注射器，加入肝素以防止血液凝固。
（3）将注射器的针头插入心脏的左心室。
3. 心脏灌注实验（1）将生理盐水缓慢注入心脏，观察心脏收缩和舒张情况。
（2）记录心脏收缩和舒张的时间，计算心率。
（3）观察心脏瓣膜的开闭情况，了解心脏的泵血功能。
4. 观察心脏结构（1）在灌注过程中，观察心脏的结构，包括心房、心室、瓣膜等。
（2）记录心脏各部分的大小、形状、位置等。
5. 实验数据整理（1）记录实验过程中观察到的现象和数据。
（2）对实验数据进行统计分析，得出结论。
四、实验结果与分析1. 实验现象（1）在心脏灌注过程中，观察到小白鼠心脏收缩和舒张明显，心率为每分钟约200次。
（2）心脏瓣膜在心脏收缩和舒张过程中开闭正常，泵血功能良好。
（3）心脏结构完整，心房、心室、瓣膜等部位大小、形状、位置符合正常情况。
2. 实验数据分析（1）根据实验数据，计算小白鼠的心率为每分钟约200次，与正常生理状态相符。
（2）心脏瓣膜的开闭情况良好，说明心脏泵血功能正常。
（3）心脏结构完整，各部分大小、形状、位置符合正常情况，说明实验动物心脏功能良好。
五、实验结论1. 本实验成功观察到了小白鼠心脏的结构和功能，了解了心脏在血液循环中的作用。
2. 通过心脏灌注实验，掌握了心脏生理学实验的基本操作。
小鼠心脏离体灌注缺血-再灌注模型
小鼠心脏离体灌注缺血-再灌注模型（2013/6/20 廖翔）一．材料1. 所需液体：K-H液（NaCl 118, NaHCO3 24, CaCl22.5, KCl 4.7, KH2PO4 1.2, MgSO4 1.2, Glucose 11, EDTA 0.5 （in mM））、低分子肝素溶液（500IU/ml）、戊巴比妥钠液、碳酸氢钠液、盐酸液。
2. 取鼠：标准C57小鼠（20-25g）。
3. 物品：∙手术剪、血管钳 1套，用于开腹、开胸∙眼科剪、眼科镊 1套，用于开胸后取心、剔除心缘纤维组织∙小圆培养皿 2个，培养皿内加4°K-H液，先后装取出的心∙1000ml烧杯 2个 +小转子，一个用于配制H-K液，一个装双蒸水，清洗灌注仪器∙500ml烧杯 1个，用作废液缸。
∙50ml烧杯 1个（用于少量的药物灌注）∙吸管 2个，分别滴加碳酸氢钠液、盐酸液∙持针器1把，夹持带针7号线∙尖镊2把，夹持主动脉∙大镊子1把，持物∙1mL注射器 2个，分别用于注射麻药、肝素∙5mL注射器 1个，用于加CaCl2液∙50mL注射器1个，用于加K-H液∙5mL注射器针头自制灌注针 1个（用于挂小鼠心脏，尖端磨平，距针尖2mm出磨出刻痕以便打结固定）∙6号线（用于固定心脏）、带针7号线（用于结扎LCD）∙氧气罐（95% O2 +5% CO2）∙20X20cm泡沫板1个+大头针4枚，用于固定麻醉后的小鼠∙泡沫盒1个，装冰块∙橡皮泥，用于固定挂心脏的自制注射器4. 仪器：手术显微镜、langendorff离体灌注装置（灌注系统、恒温装置、灌注泵）5. 另外准备手套、口罩、棉签等注：现在差的物品有：尖镊2把（夹持主动脉）二．操作方法：1、打开离体灌注装置，设备自检。
注意灌注压调零；配制K-H液，调pH为7.4左右（7.35-7.43），加入灌注装置恒温至37°，运行灌注泵，排空灌注系统的气泡。
加适量K-H液于小圆培养皿中放于冰块上（4°），打开显微镜，将需要使用的工具摆放到位。
小鼠心脏灌流笔记和技巧总结
小鼠心脏灌流实验是一种常用的实验方法，用于研究心脏生理和药理学方面的课题。
以下是关于小鼠心脏灌流实验的笔记和技巧总结：实验材料：小鼠：选用健康、成年、体重相近的小鼠，以便实验结果具有可比性。
灌流设备：包括灌流管、灌流泵、压力计、注射器等。
灌流管应选择内径适宜、耐压的玻璃管或塑料管。
灌流泵应能提供稳定的流量，以便控制灌流速度。
压力计用于监测灌流压力。
注射器用于添加试剂。
试剂：常用的试剂包括生理盐水、抗凝剂、酶抑制剂等。
生理盐水用于维持灌流液的渗透压和酸碱度。
抗凝剂用于防止血液凝固。
酶抑制剂用于抑制酶活性，保持细胞结构完整。
实验步骤：麻醉：采用腹腔注射或尾静脉注射麻醉剂，使小鼠麻醉。
注意控制麻醉深度，以免影响实验结果。
固定：将小鼠固定在实验台上，打开胸腔，暴露心脏。
灌流：将灌流管插入左心房，从右心室流出，用灌流泵进行灌流。
灌流速度应控制在适当的范围内，以保持心脏的正常功能。
收集样本：在灌流过程中，从灌流液中收集样本，用于检测心肌酶谱、代谢物等指标。
数据分析：对实验数据进行统计分析，比较不同处理组之间的差异。
实验技巧：保持恒温：在灌流过程中，保持恒温环境，以减少温度对实验结果的影响。
避免气泡产生：在灌流过程中，要避免气泡的产生，以免影响灌流效果。
及时更换灌流液：在灌流过程中，及时更换灌流液，以保持灌流液的成分和浓度恒定。
固定位置：在固定小鼠时，要确保心脏处于同一位置，以便比较不同处理组之间的差异。
记录详细信息：在实验过程中，应详细记录每个小鼠的体重、年龄、性别等信息，以便进行数据分析时进行比较。
注意事项：安全问题：在实验过程中，要采取必要的安全措施，如戴手套、穿实验服等，以避免交叉感染和意外伤害。
遵守伦理规范：在实验过程中，应遵守动物伦理规范，尽可能减少动物的痛苦和死亡。
避免误差：在实验过程中，要尽量避免误差的产生，如试剂误差、操作误差等。
如有必要，可以进行重复实验以验证结果的可靠性。
保护数据安全：实验数据是重要的科研资料，应妥善保存，避免丢失或损坏。
小鼠心脏灌流实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠心脏灌流实验的操作步骤。
2. 学习通过心脏灌流获得良好的形态学观察结果。
3. 探究心脏灌流在保存脑、肾、心脏和其他器官中的应用。
二、实验材料与仪器1. 实验动物：成年小鼠2. 仪器：解剖器械、23-G针头、注射管、解剖显微镜3. 药品：1PBS、4%PFA固定液、CO2气体4. 其他：标记玻璃瓶、冰块三、实验方法1. 处死小鼠：将小鼠放入袋中，用CO2气体处死，停止吸呼后，立刻背朝下放平小鼠。
2. 解剖：小心剖开胸腔，防止过多出血。
迅速切开肋骨，剪去横隔膜，暴露心脏。
3. 心脏灌流：a. 一支针管吸满1PBS，另一支吸4%PFA固定液，搁置待用。
b. 将吸有1PBS的针管刺入左心室，剖开右心室排液。
c. 缓慢但持续将1PBS灌入心脏，直至多数血液流出。
d. 拨去1PBS的针管，将吸有4%PFA固定液的针管插入左心室同一进针处。
e. 以20 ml 固定液缓慢灌流小鼠。
4. 器官采集：灌流后，剖下器官或组织，放入盛有4%PFA固定液的标记玻璃瓶中，于冰上保存。
四、实验结果1. 通过心脏灌流，成功置换了小鼠体内的血液，保证了器官的良好形态学观察结果。
2. 灌流过程中，观察到小鼠器官如肝脏、脾脏和肾脏逐渐转呈灰白色，表明灌流效果良好。
五、实验讨论1. 实验过程中，操作人员应熟练掌握解剖技巧，避免损伤心脏和相关血管。
2. 灌流过程中，应保持液体的恒定流速，避免过快或过慢，影响灌流效果。
3. 实验操作应在无菌条件下进行，以减少污染和交叉感染的风险。
4. 心脏灌流实验在保存器官、获得良好的形态学观察结果等方面具有重要意义。
六、实验结论本次实验成功完成了小鼠心脏灌流实验，验证了心脏灌流在保存器官、获得良好的形态学观察结果等方面的有效性。
实验过程中，操作人员应掌握相关技能，确保实验顺利进行。
七、实验建议1. 加强对实验操作人员的培训，提高其操作技能。
2. 优化实验流程，提高实验效率。
3. 探索心脏灌流在其他领域的应用。
心脏再灌流实验报告
一、实验目的1. 了解心脏再灌流的概念及其在临床治疗中的应用。
2. 观察再灌流对心脏功能的影响，分析再灌流对心肌细胞损伤的修复作用。
3. 掌握心脏再灌流实验的基本操作步骤和注意事项。
二、实验原理心脏再灌流是指在心脏缺血、缺氧状态下，通过血液流动恢复心脏供血、供氧的过程。
再灌流可以减轻心肌细胞损伤，恢复心脏功能。
本实验通过建立心脏缺血模型，观察再灌流对心肌细胞损伤的修复作用。
三、实验材料1. 实验动物：成年雄性大鼠，体重200-250g。
2. 实验仪器：手术显微镜、心脏灌流装置、离心泵、微量注射泵、多导生理记录仪、恒温箱、手术器械等。
3. 实验药品：生理盐水、氯化钠、氯化钾、氯化钙、葡萄糖、肾上腺素、乳酸、生理盐水等。
四、实验方法1. 动物分组：将实验动物随机分为对照组、缺血组、再灌流组，每组10只。
2. 建立心脏缺血模型：对缺血组动物进行开胸手术，暴露心脏，阻断冠状动脉血流，造成心脏缺血。
3. 再灌流处理：在阻断冠状动脉血流5分钟后，对再灌流组动物进行心脏再灌流，使用生理盐水灌流，维持心脏功能。
4. 心肌细胞损伤检测：在实验结束时，采集动物心脏组织，检测心肌细胞损伤程度。
5. 数据处理：采用统计学方法对实验数据进行处理和分析。
五、实验结果1. 缺血组动物心肌细胞损伤程度较对照组明显增加，再灌流组动物心肌细胞损伤程度较缺血组明显减轻。
2. 再灌流组动物心脏功能指标（如心率和血压）较缺血组明显改善。
六、实验讨论1. 心脏再灌流可以减轻心肌细胞损伤，恢复心脏功能。
实验结果显示，再灌流组动物心肌细胞损伤程度较缺血组明显减轻，心脏功能指标明显改善。
2. 再灌流过程中，维持心脏功能对于减轻心肌细胞损伤至关重要。
本实验中，通过使用生理盐水灌流，维持了心脏功能，有利于减轻心肌细胞损伤。
3. 本实验结果提示，心脏再灌流在临床治疗中具有重要的应用价值。
对于心脏缺血患者，及时进行再灌流可以减轻心肌细胞损伤，提高治愈率。
心脏灌流
1、灌流前的准备工作：输液器，瓶装生理盐水（常温），瓶装4%多聚甲醛（4摄氏度），50ML注射器针头（针尖剪掉并且磨平），针头套在输液器远端，血管钳一把，大剪刀一把，眼科剪一把；
2、大鼠麻醉后采取仰卧位，用血管钳从大鼠胸骨最下端提起皮肤，用大剪刀顺着方向从胸骨两边向上剪开肋骨及膈肌，完全暴露心脏；
3、左手持心脏，因为针尖已经磨钝，需右手拿眼科剪在左心室前剪一小口，但不要剪穿，因为剪穿后血液流出，心脏不充盈，反而不好操作；
4、右手持针头，顺着剪口插进心脏，向左上角插入，可明显感觉无阻力且有空间感，此时迅速打开输液器，使得盐水顺利进入左心室（如果动作缓慢，血液很有可能凝固堵住针头）；
5、右心耳剪口，使血液流出，灌注生理盐水时，盐水呈水柱状流下，如果流不畅可适当调整针头位置，防治组织堵住；
6、当肝脏发白后，换成4%多聚甲醛灌流，此时的液体要成水滴状流下，不可太快；
7、当大鼠身体僵硬后即可停止灌注。
一种小鼠心脏灌流装置[实用新型专利]
![一种小鼠心脏灌流装置[实用新型专利]](https://img.taocdn.com/s3/m/6cec5db977232f60dccca16b.png)
专利名称：一种小鼠心脏灌流装置专利类型：实用新型专利
发明人：叶嘉,赵天佑,郭海燕,杨明建申请号：CN201821378338.0
申请日：20180824
公开号：CN211460665U
公开日：
20200911
专利内容由知识产权出版社提供
摘要：本实用新型公开了一种小鼠心脏灌流装置，该灌流装置集注射推进与血液抽提于一体，利用活塞运动以及压强变化，实现生理溶液的注入与血液的抽取贮存，通过心脏的体循环系统，建立了生理溶液置换闭合环路。
推拉杆的抽拉，使生理溶液腔压缩，产生向左心室注射生理溶液的推力，于此同时，血液贮存腔扩张，产生从右心房抽取血液的吸力，从而将血液置换为生理溶液，减少血液对组织本身实验测定的影响，能更真实地反映测试组织本身对环境因素或者药物因素的反应。
并且，该灌流装置在将生理溶液灌入体循环的同时也采集了流出的血液，将血液全部回收，避免了血液对实验台的污染，操作方便。
申请人：邯郸学院
地址：056000 河北省邯郸市邯山区学院北路530号
国籍：CN
代理机构：石家庄开言知识产权代理事务所(普通合伙)
代理人：赵俊娇
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灌注取脑实验报告
一、实验目的1. 掌握动物解剖技术，熟悉小鼠心脏灌流及取脑的方法。
2. 了解脑组织在生理学、病理学等研究中的重要性。
3. 提高实验操作技能，培养严谨的科学态度。
二、实验原理灌注取脑实验是研究脑组织生理、生化及病理变化的重要方法。
通过心脏灌流，将生理盐水或特定试剂注入动物体内，达到清除脑组织中的血液、细胞等杂质，便于后续实验研究。
本实验采用小鼠作为实验动物，通过心脏灌流及取脑，获取脑组织样本。
三、实验材料1. 实验动物：成年小鼠2. 仪器：解剖显微镜、手术器械、灌流装置、剪刀、镊子、注射器、注射针、泡沫板、生理盐水、固定液等3. 药品：戊巴比妥钠、肾上腺素、生理盐水、固定液等四、实验步骤1. 麻醉：将小鼠放入戊巴比妥钠溶液中，待小鼠失去意识后，立即用针头固定在泡沫板上。
2. 解剖：扯起小鼠胸部皮肤，用剪刀剪开胸部肌肉，暴露心脏。
3. 心脏灌流：用注射针连接灌流装置，将生理盐水注入小鼠心脏，使血液流向脑部。
4. 取脑：待生理盐水灌流完成后，将小鼠头部朝下，用剪刀剪开颅骨，暴露脑组织。
5. 固定：将脑组织取出，放入固定液中固定，以便后续实验研究。
6. 清洗：将固定好的脑组织用生理盐水清洗，去除杂质。
7. 标本保存：将清洗后的脑组织放入装有固定液的容器中，密封保存。
五、实验结果与分析1. 实验结果：通过心脏灌流及取脑，成功获取了小鼠脑组织样本。
2. 结果分析：本次实验操作规范，脑组织样本质量良好，为后续实验研究提供了有力支持。
六、实验讨论1. 实验过程中，应注意操作规范，避免损伤脑组织。
2. 灌流速度不宜过快，以免损伤脑组织。
3. 固定液的选择对脑组织样本质量有重要影响，应选用合适的固定液。
4. 实验过程中，应注意动物福利，尽量避免动物痛苦。
七、实验总结本次实验成功进行了小鼠心脏灌流及取脑操作，掌握了动物解剖技术，为后续实验研究奠定了基础。
在实验过程中，我们应注重操作规范，确保实验结果的准确性。
同时，本次实验也使我们认识到动物福利的重要性，为今后实验研究提供了有益经验。
小鼠组织灌流实验报告
实验目的：本次实验旨在学习并掌握小鼠组织灌流技术，通过对小鼠心脏、脑和肾脏的灌流，观察和记录灌流过程中的生理变化，并分析灌流对组织形态学的影响。
实验材料：1. 实验动物：成年小鼠（体重20-25g）若干。
2. 仪器设备：解剖显微镜、手术器械、灌流装置、注射器、剪刀、镊子、生理盐水、4%多聚甲醛固定液、1%肝素钠溶液等。
3. 试剂：生理盐水、1%戊巴比妥钠溶液、0.01mol/L磷酸缓冲液（PB）、4%多聚甲醛溶液等。
实验方法：1. 动物麻醉：使用1%戊巴比妥钠溶液进行腹腔注射，剂量为0.1ml/10g体重，待小鼠麻醉后固定于解剖显微镜下。
2. 心脏灌流：a. 打开小鼠胸腔，暴露心脏。
b. 用剪刀剪开心包膜，暴露心脏表面。
c. 用针头刺入左心室，注入约20ml的生理盐水，观察心脏搏动和血液流动情况。
d. 拔去生理盐水的针头，插入4%多聚甲醛固定液的针头，缓慢灌流固定心脏，直至心脏颜色变白。
3. 脑组织灌流：a. 打开小鼠颅骨，暴露脑组织。
b. 用注射器从心脏注入约20ml的生理盐水，观察脑组织的血液流动情况。
c. 拔去生理盐水的注射器，插入4%多聚甲醛固定液的注射器，缓慢灌流固定脑组织，直至颜色变白。
4. 肾脏灌流：a. 打开小鼠腹腔，暴露肾脏。
b. 用注射器从心脏注入约20ml的生理盐水，观察肾脏的血液流动情况。
c. 拔去生理盐水的注射器，插入4%多聚甲醛固定液的注射器，缓慢灌流固定肾脏，直至颜色变白。
5. 组织固定：将灌流固定后的心脏、脑和肾脏取出，放入盛有4%多聚甲醛固定液的容器中，室温固定过夜。
实验结果：1. 心脏灌流过程中，心脏搏动减弱，血液流动变慢，最终心脏颜色变白。
2. 脑组织灌流过程中，脑组织血液流动变慢，最终颜色变白。
3. 肾脏灌流过程中，肾脏血液流动变慢，最终颜色变白。
实验分析：1. 心脏灌流可以观察到心脏搏动和血液流动的变化，有助于了解灌流对心脏功能的影响。
2. 脑组织灌流可以观察到脑组织的血液流动情况，有助于了解灌流对脑组织的影响。
小鼠心脏灌注原理
小鼠心脏灌注原理
小鼠心脏灌注是一种常用的实验技术，用于研究心脏的生理和病理过程。
它通过将液体药物或染料注入小鼠心脏，以模拟人类心脏的功能和疾病，从而帮助科学家更好地了解心脏的结构和功能。
小鼠心脏灌注的原理是将一种特定的液体通过导管或注射器注入到小鼠的心脏中。
这种液体可以是生理盐水、染料或药物溶液。
在实验进行之前，需要先将小鼠麻醉，然后进行剖腹手术，将心脏暴露出来。
在注射液体之前，需要先找到适当的注射位置。
一般来说，可以选择在主动脉或者心室的特定位置进行注射。
这个位置通常是在心脏的左侧，靠近心尖的地方。
当找到合适的位置后，可以使用注射器或导管将液体缓慢、均匀地注入心脏。
为了确保注射的准确性和稳定性，可以使用显微镜或其他放大设备进行观察和控制。
在注射液体的过程中，需要注意注射速度和注射压力，以避免对心脏造成损伤。
注射液体的速度通常是缓慢而稳定的，以确保液体能够充分地进入心脏血管系统。
注射完成后，可以通过观察心脏的颜色变化或染料在心脏中的分布情况来评估注射的效果。
这些观察结果可以提供关于心脏结构和功能的重要信息，有助于科学家研究心脏疾病的发生机制和治疗方法。
小鼠心脏灌注技术在科学研究中起着重要的作用。
通过模拟人类心脏的功能和疾病，科学家们可以更好地了解心脏的生理和病理过程，为心脏疾病的诊断和治疗提供更有效的方法和手段。
同时，小鼠心脏灌注技术也为药物研发和毒性测试提供了重要的工具和平台。
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成年小鼠心脏灌流
实验材料：需要观察脑切片的小鼠
试剂/试剂盒：乙醚；生理盐水（37℃水浴）；4%PFA；30%蔗糖
仪器：蠕动泵；剪刀；镊子；针头；导管
实验步骤：
1、准备实验器材：两个锥形瓶（1个装生理盐水，一个装4%多聚甲醛，记得要用封口膜封口）
2、用生理盐水冲洗导管，并排除管内气体。
（灌流时选用雄性动物比选用雌性动物要好，原因是雌性动物受其激素周期影响，雄性的结果更为可靠）
3、在密闭容器内加适量乙醚，麻醉小鼠。
（需要注意的是，小鼠清醒一点比死掉要好，防止血液凝固给灌流带来阻力）
4、待小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。
5、一只手用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。
6、将注射针头插入小鼠左心室（如针头不稳可用镊子将其固定在泡沫板上），同时将小鼠肝脏减掉，以使血液流出。
灌流速度5.8rpm。
（灌注生理盐水的时间维持在10min左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白）
7、对小鼠进行剪尾取样，以备测定其基因型。
同时，将小鼠信息卡片上记录灌流信息，并将灌流小鼠的信息记录在自己的实验记录本上，以方便后续的重新基因型鉴定操作。
8、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后，将导管始端从生理盐水中拿出，将其放入冰浴的4%PFA溶液（4℃）中，用4%PFA灌流固定时，当PFA流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有），此时可将灌流速度由5.8rpm调至4.8rpm，以使固定更加充分。
整个PFA灌流时间约为20min。
（固定原理：多聚甲醛可以使蛋白质交联）
9、将导管始端从PFA中拿出，待管中液体流尽后，将心脏上的针头拔下，如果固定的较好，可发现小鼠眼球呈现白色。
将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。
10、拿出一条纸巾，将小鼠尸体放在上面，沿颈部剪下头颅。
11、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。
将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。
需要注意的时，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。
12、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。
13、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。
14，将剥离出来的脑浸泡在4%PFA中，过夜固定。
15、将PFA液换为30%蔗糖进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。
此时可将脑取出进行冷冻切片。