小鼠脑出血模型建立

• 4．缝合 • a．用缝合针将 小鼠的头部皮肤 重新缝好，缝的 时候用方针，这 样不易松开。 • b．缝合完成后 将小鼠从鼠板上 取下，放回笼休 息。
•谢谢观赏
• 尾部取血 可采用针刺尾静脉和剪尾尖两种方法。 • （1）针刺尾静脉：先固定动物，用酒精棉球消毒 尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注 射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙 等方法进行止血。 • （2）剪尾尖：将动物固定或麻醉后，露出鼠尾， 将尾巴置于45℃～50℃热水中浸泡数分钟，使血 管扩张。擦干鼠尾后，将尾尖剪去1～2mm（小 鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩， 血即从断端流出。
动物实验基础
——基于水迷宫实验解析与探究
组长： 组员：
什么是动物实验？
• 动物实验（animal experiment），动物实 验指在实验室内，为了获得有关生物学、 医学等方面的新知识或解决具体问题而使 用动物 进行的科学研究。动物实验必须由 经过培训的、具备研究学位或专业Leabharlann Baidu术能 力的人员进行或在其指导下进行。
• 3．注射 a.将小鼠的尾部间断一截，用手指将血液挤出，并用装有 抗凝血剂的生理盐水溶液的1号注射器将血液收集，小鼠 血液量大致为2ml。 • b．将鼠板置于定位仪下，利用定位仪将1号试管的针管对 准小鼠头骨上的小孔。 • c．慢慢转动定位仪的旋钮，将针管插入小鼠颅腔内，插 入深度大约为1.5cm。 • d．推动1号试管的活塞，将小鼠血液缓慢注射进颅腔内， 推进大约2格的量（2ml）。 • e.注射完成后，等待大约5分钟后，旋动定位仪的旋钮将 针管抽出。
小鼠脑出血模型的建立
一．实验前准备
1．针头的处理 将1号注射器（规格0.5*16）针头由 尖磨平，这样方便在注射小鼠自身 血液时不会伤及大脑而且平头针管 也方便实验操作。
2．麻醉小鼠 用2号注射器将麻醉剂注射到 小鼠体内，麻醉剂注射时应选 择腹腔注射，将针管刺入小鼠 腹部皮肤后感觉针管无阻碍感 时方可推药。注意量不可过多， 否则会导致小鼠死亡。
Morris水迷宫
•
Morris水迷宫（Morris water maze, MWM）实 验是一种强迫实验动物 （大鼠、小鼠）游泳， 学习寻找隐藏在水中平 台的一种实验，主要用 于测试实验动物对空间 位置觉和方向觉（空间 定位）的学习记忆能力。
原理：
• 一种小鼠、大鼠能够学会在水箱内游泳并找到藏 在水下逃避平台的实验方法。 • 由于没有任何可接近的线索以标志平台的位置， 所以动物的有效定位能力需应用水箱外的结构作 为线索。 • 迷宫由圆形水池、自动摄像及分析系统两部分组 成，图像自动采集和处理系统主要由摄像机、计 算机、图像监视器组成，动物入水后启动监测装 置，记录动物运动轨迹，试验完毕自动分析报告 相关参数。
• 4. 腹腔注射
• 常用于大鼠或小鼠给药。用 左手捕捉固定动物，使腹部 向上，鼠头略低于尾部，右 手将注射针头自下腹部靠近 腹白线的两侧刺入皮下，使 针头向前推0.5～1.0cm，再 以45°角穿过腹肌，缓缓注 入药液。为避免伤及内脏， 可使动物处于头低位，使内 脏移向上腹 .
二、实验动物的取血方法
（二）注射给药
• 1. 皮下注射 • 皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织， 经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的 过程。 • 2. 皮内注射 • 是将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。 • 3. 肌肉注射 • 一般多选用臀部或股部肌肉发达、无大血 管通过的部位，注射时将针头迅速刺入肌 肉，回抽无回血，即可进行注射。
实验程序包括
• 1）定位航行实验 • 用于测量小鼠对水迷宫学习和记忆的获取 能力。 • （2）空间搜索实验 • 用于测量学会寻找平台后，对平台空间位 置记忆的保持能力。
实验动物的给药途径及取血方法
• （一）经口给药
• 一般当灌胃针插入小鼠 3～4cm，大鼠或豚鼠 4～6cm后可将药物注 入。常用的灌胃量小鼠 为0.2～1ml，大鼠1～ 4ml。
二．实验步骤
• 1．固定小鼠 • a．用绳子将已麻醉的小鼠俯卧（背朝上）固定在鼠板 上，绳子用活结，这样不易打滑。固定时要保持小鼠的 两只前脚和两只后脚分别在一条直线上。 • b．用棉花将小鼠的头微微垫高，这样方便切开皮肤。 2．钻孔 • a．将小鼠的头部顺着人字缝皮肤切开大约3~5cm，露 出小鼠的头骨。 • b．找到小鼠的人字缝在其右边1~2mm处做好钻孔的标 记。 • c．用钻孔器在记号处垂直钻孔，深度不宜太大。 • d．止血。