动物实验技术 动物实验的基本操作

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2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
2、家兔的静脉注射： 耳缘静脉
Vein Artery
Vein
（五）胃内注入给药：
1、小鼠和大鼠： 方法：
先用左手固定小鼠或大鼠，使其成垂 直立位。右手将灌胃针从鼠的右口角插 入口中，再沿咽后壁慢慢插入食道，灌 胃针插入时应无阻力。如感到有阻力或 动物挣扎，应停止进针，拔出重新插入。
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大小鼠胃内注入给药
无菌及悉生动物为非常规动物仅在特殊课题 需要时才选用。
为了使自己的实验结果精确可靠，易重复性 和可比性，最好选标准化的实验动物在标准 条件下进行实验
五、选用解剖、生理特点符合实验目的要求的动物： 很多实验动物具有某些解剖生理特点，为实验所
要观察的器官或组织等提供了很多便利条件
动物的生理状态: 如怀孕哺乳等对实验结果影响很大，因此，实验不宜
大鼠腹腔注射
（四）静脉注射： 1、 小鼠和大鼠的静脉注射：
部位：尾静脉下1/4处皮肤薄，常在此处进针。
鼠尾静脉有三根，尾部背侧一根，尾部两侧各
一根。尾部两侧的静脉比较容易固定，多在此处取
血。尾部背侧的静脉位置容易移动，不采用。
collection in adult mice (average 20 g):
七、处死（安乐死）
安死术(eutanasia):指公众认可的、以人道主义的方法处死实验动物的 过程，使动物达到没有惊恐或焦虑而安静地、无痛苦地死亡。 安乐死方法的的标准是: 1、对动物：保证实验动物中枢神经系统立即达到失去痛觉的早期抑 制作用, 使动物不产生疼痛、惊恐、挣扎、叫喊以及不适的其他表现; 2、对操作人员：安全、容易操作且道德能为操作人员所接受 3、对环境：无污染或无有影响; 4、其后研究工作：不引起会干涉其后研究工作的组织病理学变化。 美国《实验动物管理与使用指南》规定: 1、动物安乐死应由经过训练的人员根据有关 机构的政策和适用法律 来实施。 2、方法的选择取决于动物的种类与研究的课题需要。经批准的方法 应遵循美国兽医协会安乐死小组的规定。
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家兔采血步骤
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心脏取血
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六 麻醉
（一）麻醉药分类： 1、挥发性麻醉剂： 2、非挥发性麻醉剂： （二）麻醉方法： 1、全身麻醉 （1）吸入法：（2）腹腔和静脉给药麻醉法： 小/大鼠常采用腹腔注射非挥发性麻醉药，家兔常采用
静脉注射非挥发性麻醉药。 2、局部麻醉:采用盐酸普鲁卡因皮下注射麻醉。
犬具有发达的血液循环和神经系统以及基本 上和人相似的消化过程，在毒理方面的反应和人 比较接近，适于作实验外科学，营养学、药理学、 毒理学、生理学和行为等研究。
猫也具有发达的神经系统和循环系统，血 管坚韧，血压稳定，适宜作神经和循环方面的研 究。
两栖类蛙的大脑很不发达，和人类相差甚远， 就不能选它来作高级神经活动的实验，但是如果 要作一个简单的神经反射弧的实验，选用蛙就很 合适，因为最简单的反射中枢位于脊髓，蛙的脊 髓已发展到合乎实验要求的程度，而且越简单的 分析时越明确，高等动物的反射弧复杂，反而难 于分析。
第七章 动物实验的基本技术
一、动物实验的常规操作技术 二、实验动物选择原则 三、做好动物实验的条件
第一节 动物实验的常规操作技术
编号、抓取、固定、给药、采血、麻醉、处 死等
一、动物的编号
The marks on the animal’s right ear denote units or ones: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 0. The marks on the left ear denote tens: 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90.
二、预试验： 通过自己直接观察和了解某种动物品种品系是
否适合本课题研究。 动物预试验的作用在于：
⑴初步观察动物是否适宜于本项目的研究； ⑵熟悉动物的生物学特性及饲养管理； ⑶检查与动物实验配套的实验条件、方法是否初步 到位。
三、相似的的原则： 选用与人的机能、代谢、结构及疾病特点相
似的实验动物。 医学科学研究的根本目的是要解决人类疾病
安乐死的方法：
（一）小鼠和大鼠 1、断颈髓法：右手抓住鼠尾，让其向前爬，左手拇指和食指用力向前
下方按住鼠头，将颈椎拉断。 2、化学致死法： （1）吸入过量乙醚，氯仿致死。 （2）皮下注射士的宁处死：小鼠为每千克体重用药0.76-2.0毫克，
大鼠为每千克体重用药3.0-3.5毫克。 （3）静脉注射氯化钾：大鼠每只注射25%的氯化钾溶液0.6毫升。 (二)家兔： 1、空气栓塞法：兔耳缘静脉内注射空气，每只用量为20-40毫升。 2、化学致死法：皮下注射士的宁，家兔用量为每千克体重用药0.5-5
的预防和治疗问题，因此，在实际可能的条件 下，尽量选择那些机能、代谢、结构和人类相 似的实验动物作实验。
一般来说，实验动物愈高等，进化愈高， 其机能、代谢、结构愈复杂，反应就愈接近人 类，猴、狒狒、猩猩、长臂猿等灵长类动物是 最近似于人类的理想动物。 如：猕猴的生殖生理和人非常接近，月经周期 和人一样约28天左右，是研究人类避孕药的理 想动物； 猕猴也是制造和鉴定脊髓灰白质炎疫苗的唯一 实验动物。 但需特殊动物房和饲养，因此，在选择时不能 盲目追求。在无法得到猴的条件下可选用大小 鼠、犬等其它动物。
五 采血
（一）小鼠的采血： 1、尾静脉采血：
固定动物，用 手揉擦鼠尾，或把鼠 尾放入45-50℃的温 水中，使尾部血管充 血，剪去尾尖0.30.5厘米，让血液入 盛器，或用血红蛋白 吸管吸取。最后压迫 止血。
RAT collection of blood from tail vein
2、眼眶静脉丛采血
微生物学级别选择： 应根据其各级动物的特点、应用范围及课题的
水平的高低，选用相匹配的微生物学级别的实验动 物。
急性毒性试验、教学实习对动物要求不高； 致癌性，致畸性，慢性毒性试验，生化试验，免
疫学试验等，对精度要求较高，必须排除体内外 微生物、寄生虫及遗传上个体差异所带来的不利 影响。
SPF动物则是国际标准的实验动物，对于一些 具有国际交流意义的重大课题，最好选用SPF动物。
豚鼠的保定
豚鼠的 保定
（三）家兔的抓取固定： 抓取：一般用右手抓住家兔颈部的皮肤提起， 然后用左手托其臀部。不可抓双耳提腹。 固定：可放于兔盒内固定或置于手术台上固定。
handling
三、被毛去除方法：
（一）剪毛法： 用手术剪紧贴动物皮肤依次将所需剪毛部
位的被毛剪去。不可用手提起被毛，以免剪破 皮肤。 （二）拔毛法：
（三）腹腔注射
方法：左手抓住小鼠或大鼠，使其腹部向上，头处于低位，使内 脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入腹腔。 家兔在进行腹腔注射时，首先由助手固定兔子，另一人 持注射器从家兔下腹1/3 处，腹中线稍偏向两侧，垂直刺入腹 腔0.1-0.2ML/10g。 注射部位：小鼠在腹部两侧，大鼠在下腹两则，家兔在腹部下 1/3处，中线两侧1厘米左右。
Safe injection Total blood Safe bleed
volume IV volume
volume
Bleed-out volume
0.2 1.0---2.4 0.2---0.4 0.6—1.4
方法：先用酒精擦试，或用 45-50℃温水浸润鼠尾， 使之表皮软化，血管扩张。 然后用左手拇指和食指捏 住鼠尾两则，使尾静脉充 血，同时用中指从下托起 鼠尾，用无名指和小指夹 住鼠尾的末梢，右手持注 射器从尾下1/4处平行角 度刺入尾静脉。
The sample
（二）染料法：此法适用于大鼠和小鼠。 颜料：3%—5%苦味酸溶液（黄色），0.5%中性品红（红色），标记 时用毛笔沾取上述溶液，涂斑点于动物身体的不同部位，以示不同号码。
编号原则：先左后右，先上后下。
（三）挂牌法： 将所用号码写在金属牌上，再将金属牌固定于实验
动物的耳上。大动物如猫，狗可把金属牌挂在颈部皮 带圈上。 （四）耳号：