机能学实验 动物实验技术操作训练讲解
机能兔子实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解兔子生理机能的基本结构和功能。
2. 观察并分析兔子的心脏、肺脏、肝脏等主要器官的生理活动。
3. 掌握兔子生理机能实验的基本操作技能。
二、实验原理兔子作为一种实验动物，其生理机能与人类有许多相似之处。
通过兔子生理机能实验，可以了解兔子各器官系统的生理功能，为医学研究提供实验依据。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康成年兔子（体重2-2.5kg）3只。
2. 实验器材：手术器械、解剖显微镜、生理盐水、肝素、乌拉坦、注射器、气管插管、动脉插管、动脉夹、玻璃分针、止血钳、皮钳、绳子、毛剪、镊子等。
3. 实验试剂：20%的乌拉坦、肝素、生理盐水、肾上腺素、复方氯化铵、谷氨酸钠等。
四、实验方法与步骤1. 家兔称重，并注射20%的乌拉坦进行麻醉。
2. 家兔固定在解剖台上，备皮，消毒。
3. 暴露气管，插管，连接记录系统。
4. 暴露心脏，观察心脏的结构和功能，记录心率、血压等指标。
5. 暴露肺脏，观察肺脏的结构和功能，记录呼吸频率、潮气量等指标。
6. 暴露肝脏，观察肝脏的结构和功能，记录肝功能指标。
7. 暴露十二指肠，基底部荷包缝合，十二指肠插管（朝向肠腔）。
8. 观察家兔正常生理指标，停止吸入麻醉。
9. 分为甲、乙、丙三组，分别进行以下实验：- 甲组：注射复方氯化铵，观察肝性脑病的发生。
- 乙组：注射复方氯化铵，同时耳缘静脉给予谷氨酸钠进行治疗。
- 丙组：不结扎肝脏，观察肝性脑病的发生。
10. 动态观察家兔各项指标的变化，记录实验数据。
五、实验结果与分析1. 心脏：兔子心脏呈椭圆形，分为四个腔室，即左右心房和左右心室。
心脏跳动时，心房先收缩，心室后收缩，从而推动血液在体内循环。
实验中观察到兔子心率约为每分钟120-150次，血压约为100-150mmHg。
2. 肺脏：兔子肺脏呈粉红色，分为左右两个肺叶。
肺脏是呼吸系统的重要组成部分，负责氧气的吸入和二氧化碳的排出。
实验中观察到兔子呼吸频率约为每分钟30-40次，潮气量约为50-60ml。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
《机能实验学》手术操作(专科)课件(1)
的1/5，且须经一定时间后才能补充。
6、因麻醉药的作用，可使动物体温缓
慢下降，所以，特别是寒冷季节应注意动
物保温。
.
20
【兔仰卧位固定法】P47
--四肢及两只上门牙固定
将缚绳打活结→绑在兔前肢腕关节上部和后肢踝关节
上部→将两后肢分开拉直，用缚绳缠绕固定于手术台
后缘的钩上→将两前肢平直放在两侧，绑两前肢的左
于喉头下方至胸骨
上缘之间作颈正中
切口4-5cm。
.
22
【颈部手术】P62
切口方法及注意事项：
＆根据实验需要确定切口的位置和大小
必要时要作出标志。切口大小以便于手
术操作为宜。
＆用拇指和食指绷紧皮肤，另一手持手
术刀以适当力量一次切开皮肤及皮下组
织，直到肌层。肌层可用组织剪先剪一
小口，再顺肌纤维用组织钳钝性分离。
两环，中指放在无名指的前
外方剪柄上，食指轻压在剪
柄和刀口交界的轴节处。
.
4
动物实验常用的手术器械及使用方法
P60
﹠止血钳
除用于止血外，有齿的用于
提捏皮肤，无齿的分离皮下
组织。蚊式止血钳适于分离
小血管及小神经周围的结缔
组织。执钳方法与持剪方法
相同。关闭止血钳时，两手
动作相同，但打开止血钳时
则是用拇指和食指持住止血
上和向下剪开腹壁3～5cm → 用手将膀胱翻
至体外→在膀胱底部左右侧仔细辨认输尿管
（注意围绕输尿管横向走行的白色管，为输精
管，与膀胱无联系；输尿管略呈粉红色，自膀
胱底部向腹腔深部延伸）→
.
32
【膀胱插管】P65
在输尿管下方穿线→ 将膀胱上翻→结扎尿
实习二 动物实验的基本操作技术
实习二动物实验的基本操作技术一、实训目的：掌握常用实验动物的捉拿、保定方法，为临床诊疗工作打下基础。
二、器材准备：灌胃导管，一次性注射器，小鼠灌胃器，药勺，酒精棉球，脱脂棉，生理盐水，实验动物（家兔、小白鼠）三、方法步骤1、兔的捉拿和保定方法：连同耳部抓取兔颈背部毛皮一起提起，然后用另一只手托住兔臀部使其体重主要落在这只手上。
兔一般不咬人，但其爪锐利，当挣扎时，极易抓伤操作人员，故应防避其四肢的活动。
另外，不能只提兔双耳或双后腿，也不能仅抓腰、提背部皮毛，以避免造成耳、肾、颈椎的损伤或皮下出血．麻醉后的兔的保定一般采用盒式保定架或台式保定架，这类保定方法适用于采血、注射、外科手术等。
绑缚兔四肢时，应将粗棉带打成活结，不能系死结，以免在紧急情况下迅速松绑困难，造成动物四肢骨折或其它部位的损伤。
上图家兔抓取方法中，1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。
颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
附：毛巾保定法（1）将兔置于一条大毛巾的中央，用毛巾的一角确实地裹住兔的颈部和一条前腿，用毛巾的另一角再确定裹住兔。
只把头留在外面2.小鼠的捉拿、保定捉拿小鼠的方法是，从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起，放在笼盖（或表面粗糙的物体）上，轻轻向后拉鼠尾，在小鼠向前挣脱时，用左手（熟练者也可用同一只手）拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。
这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。
如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时，就必须要固定小鼠。
使小鼠呈仰卧位（必要时先进行麻醉），用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。
如若不麻醉，则将小鼠放人保定架里，固定好保定架的封口。
注意事项：抓取实验动物时注意安全，不要被动物咬伤。
小鼠灌胃机能实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本实验旨在了解和掌握小鼠灌胃的基本操作技术，观察灌胃对小鼠生理机能的影响，评估灌胃给药的可行性及其对实验结果的干扰。
二、实验材料与器材1. 实验动物：健康昆明小鼠10只，体重20-25g。
2. 实验器材：鼠笼、电子天平、注射器、灌胃针、生理盐水、消毒液、棉球、酒精、剪刀、镊子、记录纸、笔等。
三、实验方法1. 动物分组与编号：将10只小鼠随机分为两组，每组5只，分别标记为A组和B 组。
2. 灌胃操作：- A组：给予生理盐水灌胃，作为对照组。
- B组：给予一定剂量的实验药物灌胃，作为实验组。
- 灌胃剂量：根据小鼠体重和药物浓度计算，每组小鼠灌胃剂量相同。
- 灌胃方法：采用灌胃针，将针头从小鼠口角插入，缓慢注入胃内，注意避免损伤口腔和食管。
3. 灌胃后观察：- 观察小鼠灌胃后的精神状态、活动情况、呼吸频率等生理指标。
- 记录小鼠灌胃后的体重变化，评估灌胃对小鼠生理机能的影响。
4. 数据处理：- 对灌胃前后的生理指标和体重变化进行统计分析，比较A组和B组之间的差异。
四、实验结果1. 灌胃后小鼠生理指标变化：- A组（生理盐水组）小鼠灌胃后，精神状态、活动情况、呼吸频率等生理指标无明显变化。
- B组（实验药物组）小鼠灌胃后，部分小鼠出现精神萎靡、活动减少、呼吸加快等不良反应，但均在灌胃后24小时内恢复正常。
2. 灌胃后小鼠体重变化：- A组小鼠灌胃后体重无明显变化。
- B组小鼠灌胃后体重略有下降，但下降幅度不大，均在灌胃后24小时内恢复正常。
五、讨论与分析1. 本实验结果表明，灌胃是小鼠给药的一种有效方法，操作简便，对小鼠生理机能的影响较小。
2. 灌胃给药后，部分小鼠出现的不良反应可能是由于药物刺激或灌胃操作引起的，但这些不良反应在短时间内均可恢复。
3. 灌胃给药对小鼠体重的影响较小，且在短时间内可恢复正常，因此不会对实验结果产生显著干扰。
六、结论本实验结果表明，灌胃是小鼠给药的一种有效方法，对小鼠生理机能的影响较小，可广泛应用于动物实验中。
理学小学期 药理实验动物基本知识及基本操作实验方法
（五）动物被毛的去除法
? 拔毛法 ? 剪毛法 ? 剃毛法 ? 脱毛法
三、实验动物的麻醉
? 常用麻醉药
? 氨基甲酸乙酯（乌拉坦） ? 氯醛糖 ? 巴比妥类 ? 乙醚 ? 局部麻醉药
三、实验动物的麻醉
? 常用麻醉方法
? 全身麻醉
? 吸入麻醉 ? 注射麻醉
? 局部麻醉
三、实验动物的麻醉
? 麻醉操作要求
手术器械，按实验步骤进行实验。 4.认真观察和记录实验结果，并加上必要的标记、文字说明；实验过程中还
要思考出现了什么样的结果，为什么会有这些结果，有什么意义。若出 现非可预期结果，还应分析其原因，尽可能地及时解决。 5.试验中要有耐心，必须等前一项实验基本恢复正常后，才能进行下一项实 验，注意观察实验的全过程。
? 配制方法见表2。
BL-420 生物机能实验系 统概述
青海大学农牧学院 机能学实验室
BL-420 生物机能实验系统
? BL-420 生物机能实验系统是配置在微机上的 4 通道生物信号采集、放大、显示、记录与处 理系统。它由以下三个主要部分构成，参见图 1-1 。
（1 ）、IBM 兼容微机； （2 ）、BL-420 系统硬件； （3 ）、BL-420F 生物信号显示与处理软件。
? 对于存贮在计算机内部的实验数据，生 物机能实验系统软件可以随时将其调出 进行观察和分析，还可以将重要的实验 波形和分析数据进行打印。
结果异常或失败的原因； – 结论：将实验结果进行归纳总结，应带有提示性质。
实验动物基本知识及基本 操作、实验方法
— 熟练的操作技术是实验成功的基础
青海大学农牧学院 机能学实验室
一、 实验动物（experimental animal）
机能实验学：机能实验学理论
（2）自发高血压肥胖大鼠SHR/N-CP （spontaneous hypertensive rat）用于研究Ⅱ型糖尿病；自发糖尿病大鼠 “BB”Wistar用于研究Ⅰ型糖尿病；盐敏感大鼠Ds用于高盐
对生理因素的影响。
3.药物学研究
（ 1 ）药物毒理学试验 急性、亚急性、慢性毒性试验、生殖毒性试验和药物依 赖试验等。
1.无菌动物：体内外均无任何寄生物的动物。 2.悉生动物：将已知菌植入无菌动物体内的动物， 即动物机体内带有已知微生物。 四级动物
一、常用实验动物的种类和特点
青蛙和蟾蜍（frog & hoptoad）
（一）生物学特性 两栖类变温动物，有两个心房、一个心室，房室区分不明显。
蟾蜍背部有许多突起毒腺，分泌毒素。 （二）在生物科学研究中的应用
1.药物对心脏的灌流实验。 2.药物对神经、肌肉、神经-肌接头的影响。 常用于： 蛙心灌流 坐骨神经-腓肠肌标本 坐骨神经-缝匠肌标本 备注：①蟾蜍雌性背呈灰黑色，雄性呈褐色，前肢二、三趾背面 皮肤上均有1块黑色；②把青蛙后肢提起，其前肢呈环抱状为雄 性，呈伸直状为雌性。
小白鼠（mouse）
医学实验中用途最广泛和最常用的动物。
机能实验的基本知识操作技术
第二章动物实验的基本知识和操作技术第一节实验动物药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。
常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。
（一）、实验动物的选择原则1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的；3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物；4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物；5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验用的动物应具备质量合格证。
（二）、常用实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。
2、小白鼠是实验室最常用的一种动物。
易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、大白鼠与小白鼠相似。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。
大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
4、豚鼠是实验室常用动物之一。
对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。
此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
动物实验基本操作方法(2010讲课稿文字页)
动物实验的基本操作方法第一节实验动物的抓取、固定、编号、标记方法抓取固定动物是建立在对各种动物的一般习性有所了解的基础之上的，以免被动物咬伤、抓伤，或造成动物的伤亡和应激反应，使动物安静、顺利地进行各项实验。
一、小鼠抓取与固定（一）抓取：用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央提起或用两手捧起(对于幼年的小鼠)。
（二）固定1、徒手固定（1）提起小鼠放在饲养盒盖子上，轻轻向后拉住。
（2）左手环指、小指背轻压鼠背后，拇指和食指抓住颈、背部中央皮肤并绷紧。
（3）翻转抓住颈背部的左手，右手拉住鼠尾，再用左手的小指、环压住尾根及后腿，使整个小鼠呈一条直线。
2、固定板固定：适用于心脏采血或外科手术（1）将小鼠麻醉后，用细绳捆住小鼠四肢。
（2）准备一个15-20cm，边缘钉有5个钉子的方木板。
（3）将四肢用细绳固定在木板两侧的钉子上，在上颚切齿处用细绳固定在木板前方的钉子上。
3、固定器固定：适用于尾静脉注射或取尾血用特制的不锈钢或玻璃小鼠固定器让小鼠钻进去并露出尾巴固定好。
二、大鼠的抓取与固定（一）抓取：周龄较小的大鼠，可以像小鼠一样抓住尾部提起；周龄较大的大鼠需捉提尾根部。
注意：大鼠易怒，抓取时不要长时间将大鼠悬在空中，以防激怒大鼠。
（二）固定1、徒手固定（1）对体重较小的大鼠可用拇指、食指捏住大鼠耳部及颈部皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心，调整好大鼠在手中的姿势即可（有点类似于小鼠）。
（2）周龄较大的大鼠可张开左手虎口，迅速将拇、食指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，然后调整左手拇指的位置，紧抵在下颌骨上即可。
注意：为防大鼠咬伤，抓取固定时最好戴帆布防护手套或用旧浴巾、毛巾叠厚层将大鼠罩住。
2（3）、固定板（器）固定与小鼠同，只是固定板（器）大些。
亦可以可乐瓶剪去盲端代替（腹腔注射）。
三、豚鼠的抓取与固定（一）抓取抓取幼龄豚鼠时，用两手捧起。
成熟豚鼠先用右手掌迅速扣住背部，抓住其肩胛上方，以拇指、示指捏住颈部，其余手指握持躯干，即可轻轻提起。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
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(2)神经分离术操作要点：
①暴露神经的手法。 ②仔细辨认神经，用玻璃分针轻轻分离神经。 ③分离神经的先后顺序。
3.颈总动脉插管术 (视频) (1)颈总动脉插管术操作要点：
①于气管一侧小心分离颈总动脉约 3cm穿两线备用。
②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。
③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心 一侧剪开管壁的1/3。
(3)耳缘静脉注射要点：
①充分暴露耳背外缘耳缘静脉。 ②左食指、中指轻夹耳根部使静脉充盈。 ③注射点的选择。 ④从远心端以30℃角度进针刺入静脉后顺血管平行方向 深入1cm。 ⑤左手拇指、食指在刺入部位将针头与兔耳固定。 ⑥注意注入速度和密切观察家兔的反应。 ⑦注射完后注意止血。
(4)麻醉效果 动物呼吸平稳深慢 角膜反射迟钝或消失 肢体肌肉松弛 皮肤夹捏反射消失
三、固定方法 1.仰卧固定
头部用一根粗棉线拉住 兔的两只门齿后栓在兔板的 铁柱或固定于钩上。两前肢 平直放在胸腰部两侧,用粗棉 绳的一端缚扎腕关节以上部 位,缚绳从背后左右交叉穿过, 压在对侧前肢的前臂上,再紧 扎于兔板两侧的木钩上,两后 肢左右分开, 缚绳扎踝关节 以上部位,另一端分别固定于 兔板后两侧的木钩上,
(5) 麻醉意外
①麻醉过量 实验动物会出现两种情况，一是呼吸、心 搏骤停或间断等情况：二是动物全身皮肤色表紫，呼吸运动 浅而慢。要密切观察动物生命体征的变化，做好实施各项抢 救工作的准备。
②麻醉过浅 动物可能出现挣扎、尖叫等表现，需要 及时地追加麻醉药物，但一次追加不宜超过总量 1／3，并密 切观察动物是否已达到麻醉的基本状态。
3.结扎止血法 较大的血管出血，用血管钳夹住出 血点，结扎止血 。
五、颈部手术
1.气管插管术 (视频)
图7 切皮运刀方法 用手术刀时，先用手或器械使两侧组织牵拉紧张 情况下，以刀刃作垂直的轻巧的切开，不要作刮削的 动作。
甲状软骨
倒“T”形切口
“Y”形气管插管 结扎线头
结扎线
图8 气管插管示意图
(2)气管插管术操作要点：
2.输尿管插管术 (视频)
第四次实验 动物实验的基本操作训练
Basic Operation in Animal Experiment
教师：金寰、田虹
[ 实验目的]
1.学习捉拿家兔的正确方法和固定。
2.掌握常用手术器械的正确使用方法。
3.学习动物实验的基本操作技术，包括麻 醉、切口与止血、气管插管术、神经分离术、 颈动脉插管术、输尿管插管术、膀胱插管术。
③插管之前先用蘸有生理盐水的棉球，挤尽水分后进行 清理气管内的血液和分泌物，以保证气道通畅。
④插管时动作轻柔，若见插管内有血，应取出插管擦净 血液，再进行插管。
2.颈部神经分离术 (视频) 迷走神经 减压神经
交感神经 颈总动脉
图7 血管神经鞘示意图
（最粗、明亮）
（较细）
（最细、常与 交感神经贴在 一起）
(1)膀胱插管操作要点：
①在耻骨联合上方备皮，做一3~5cm的切口，沿腹白线 打开腹腔，暴露膀胱，将膀胱向下方翻开，可见白色输尿 管。
②结扎尿道口。
③膀胱底部剪一小口，插入导管，与切口处的膀胱壁 结扎固定。
(2)注意事项
①因腹壁与腹腔内脏紧贴，作腹壁切口时一定 提起腹壁，以免伤及腹腔内脏。
②动作轻柔，以免引起损伤性尿闭。 ③注意膀胱插管不要插入过深。
[ 实验对象]
健康家兔,雌雄不拘,体重2.0～2.5Kg
[ 实验内容]
1.家兔的捉拿、麻醉与固定 2.颈总动脉、神经分离术 3.气管插管 4.动脉插管 5.膀胱插管 6.输尿管插管
[ 实验器材和药品]
1.器材： 兔手术台、哺乳类手术器械一套、三通、
动脉夹、动脉插管、气管插管、输尿管插管、 膀胱插管、纱布、棉线、注射器、绑腿带、污 物杯。
图3 家兔耳缘静脉 (红色箭头)
4.家兔耳缘静脉注射方法 (1)助手按下图的方式将家兔固定
助手的一侧上肢弯 曲与同侧的躯干夹住家 兔的后半部位，同时该 侧的手托住家兔的腹部， 另一只向上抓住家兔的 )注射方法 (视频) 静脉穿刺意外(视频)
图5 家兔耳缘静脉注射方法
可损伤两肾
可造成皮下出血
图2 错误捉拿法
可损伤两耳
2.家兔的称重
将家兔放在婴儿秤上，待家兔安静的时候 观察体重并记录。
注意点： (1)调零 (2) 切勿使劲按压称面
二、家兔的麻醉
1. 药品:25%氨基甲酸乙酯 (又名:乌拉坦) 2. 参考剂量:1g∕kg ，相当于4ml∕kg 3. 给药途径 :耳缘静脉
①颈部正中切开皮肤，钝性分离暴露气管、穿线备用。
②于气管中段第三或第四软骨环上向头端作一纵向倒“ T” 形切口。
③将气管导管由切口向胸部方向插入气管腔内。
④在气管软骨环之间进行结扎，并将棉线固定于插管分 叉处。
(3)注意事项
①颈部皮肤切口，皮下组织和颈前肌肉群的分离均在一 定要沿正中线进行。
②分离肌肉时，要顺着肌肉的走向钝性分离，而且动作 须轻柔，止血钳插入不宜过深，以防损伤深层的食管和血 管。
图6 家兔仰卧固定法
2.注意事项
(1)活结的打法； (2)颈部必须放正拉直，且不要超过铁杆； (3)缚绳要紧扎于兔板两侧的木钩上，防止家 兔挣扎时挣脱缚绳； (4)拉出舌头，以免阻塞呼吸道。
四、止血
1.压迫止血法 用温热盐水纱布或棉球压迫止血。
2.钳夹止血法 对准出血点迅速、准确钳夹，一般 细小血管用此法。
2.药品： 25% 氨基甲酸乙酯溶液 (乌拉坦)
[ 实验方法]
一、家兔的捉拿与称重
1.家兔的捉拿
右手抓住家兔颈背部皮肤，
轻轻将家兔提起，迅速以左 手托住其臀部，使家兔体重
主要落左掌心上，以免损伤 动物颈部。
图1 正确捉拿家兔
注意点： 家兔一般不咬人，但脚
爪锐利，在挣扎易抓伤捕捉 者，所以捕捉时要特别注意 其四肢。
④插管前导管和压力换能器的肝素化 。
⑤插管后结扎固定。
(2)注意事项
①分离动脉时不要损伤动脉的小分支，以免造成出血。 ②颈总动脉剪口不宜过大或过小，过大易于使颈总动 脉插断，过小导管不易插入。 ③动脉导管的插入端要光滑，不能过尖，以防刺破动 脉壁，引起大出血。 ④未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
六、腹部手术 1.膀胱插管术 (视频)