动物实验技术操作训练
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
实验动物饲养管理和操作技术培训的目标是什么
实验动物饲养管理和操作技术培训的目标是什么
实验动物饲养管理和操作技术培训的目标主要是培养参与实验工作的人员掌握科学的实验动物饲养管理知识和操作技术，以确保实验动物的福利和实验数据的可靠性。
具体目标包括：
1. 确保实验动物的福利：培训人员了解和遵循实验动物饲养管理的相关法律法规和伦理准则，掌握动物福利保护的基本原则，以提供适宜的饲养环境、合理的饲养条件和适当的护理，保障实验动物的健康和生理需求。
2. 提高实验数据的可靠性：培训人员熟悉实验动物饲养管理的标准操作规程，如实验动物的定量饲喂、日常观察、动物房环境的卫生消毒等，以确保实验结果的准确性和可重复性。
3. 实验工作的安全管理：培训人员了解实验动物饲养管理和操作技术的安全要求，掌握实验动物的安全操作技能和事故应急处理能力，以确保实验人员和实验动物的安全。
4. 提升饲养管理和操作技术水平：培训人员通过系统的理论学习和实践操作，掌握实验动物饲养管理和操作技术的基本知识和技能，提高饲养管理和操作的效率和质量。
总的目标是保障实验动物的福利和实验数据的可靠性，提高实验工作的安全管理水平，并为科学研究提供可靠的实验动物资源。
实验十二 家兔手术技术训练实验报告
实验十二家兔手术技术训练一．实验目的1．学习和掌握家兔的常用手术技术和麻醉技术；2．掌握家兔的气管插管术3．实践家兔的腹部手术技术，并找到输尿管4．学习家兔的开颅术。
二．实验原理1．麻醉在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。
麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛，保持安静，保证实验的顺利进行。
麻醉剂的种类繁多，作用原理不尽相同，在应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质慎重加以选择。
麻醉必须适度，过深或过浅均会给手术或实验带来不良影响。
麻醉的深浅可从呼吸，某些反射的消失，肌肉的紧张程度和瞳孔的大小加以判断。
常用刺激角膜以观察角膜反射。
适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。
本实验中家兔的麻醉采用耳缘静脉注射法。
兔耳的外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。
注射前需在注射部位剪毛，用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使其充血（亦可用动脉夹夹住），并用左手拇指和无名指固定兔耳。
用右手持注射器将针头顺血管方向刺入静脉，刺入后再将左手食指和中指移至针头处，协同拇指将针头固定于静脉内，便可缓缓注射。
如注射阻力过大或局部肿胀，说明针头未刺入血管，应拔出重新刺入。
首次注射应从静脉的远心端开始，以便进行反复注射。
2．动物的固定急性在体实验的手术过程中，必须将麻醉动物固定，以限制动物的活动，保证实验或手术的顺利进行。
实验中最常使用的动物固定方法有两种：背位固定法和腹位固定法，其中关键性的固定部位是头部和四肢。
本次家兔的实验使用背部固定法：（1）头部的固定因为无动物头夹，取线绳代替，即将线绳拉紧动物的门齿，固定于手术台前端的直棒上，以达到固定头部的目的。
（2）四肢的固定在头部固定之后，固定四肢。
四肢用绑带固定，先将绑带打结，再进动物前肢的腕关节和后肢踝关节，将绑带收紧，后肢的绑带可直接拉紧分别扎于手术台两侧的木钩上。
除特殊要求外，前肢的固定方法应为：将两前肢平放在胸部的两侧，再把捆绑前肢的两条绑带从动物背部交叉穿过，并压在对侧前肢的前臂上，最后拉紧绑带，固定于手术台两侧的木钩上。
实习二 动物实验的基本操作技术
实习二动物实验的基本操作技术一、实训目的：掌握常用实验动物的捉拿、保定方法，为临床诊疗工作打下基础。
二、器材准备：灌胃导管，一次性注射器，小鼠灌胃器，药勺，酒精棉球，脱脂棉，生理盐水，实验动物（家兔、小白鼠）三、方法步骤1、兔的捉拿和保定方法：连同耳部抓取兔颈背部毛皮一起提起，然后用另一只手托住兔臀部使其体重主要落在这只手上。
兔一般不咬人，但其爪锐利，当挣扎时，极易抓伤操作人员，故应防避其四肢的活动。
另外，不能只提兔双耳或双后腿，也不能仅抓腰、提背部皮毛，以避免造成耳、肾、颈椎的损伤或皮下出血．麻醉后的兔的保定一般采用盒式保定架或台式保定架，这类保定方法适用于采血、注射、外科手术等。
绑缚兔四肢时，应将粗棉带打成活结，不能系死结，以免在紧急情况下迅速松绑困难，造成动物四肢骨折或其它部位的损伤。
上图家兔抓取方法中，1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。
颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
附：毛巾保定法（1）将兔置于一条大毛巾的中央，用毛巾的一角确实地裹住兔的颈部和一条前腿，用毛巾的另一角再确定裹住兔。
只把头留在外面2.小鼠的捉拿、保定捉拿小鼠的方法是，从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起，放在笼盖（或表面粗糙的物体）上，轻轻向后拉鼠尾，在小鼠向前挣脱时，用左手（熟练者也可用同一只手）拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。
这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。
如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时，就必须要固定小鼠。
使小鼠呈仰卧位（必要时先进行麻醉），用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。
如若不麻醉，则将小鼠放人保定架里，固定好保定架的封口。
注意事项：抓取实验动物时注意安全，不要被动物咬伤。
兔实验技术操作
一、兔的抓取及保定1.准备的物品、器械：固定器2.简要：（1）徒手抓取（2）保定3.解说操作：3.1徒手抓取用一只手将颈部的被毛和皮肤一起抓住提起，另一只手托住臀部。
（如图1）。
也可一手抓住兔肩胛部的皮肤，另一手托住其臀部并将兔的头部放置于臂弯中，再用前臂支撑兔体。
3.2 保定3.2.1将兔放在操作台上，用一只手抓住颈背部皮肤（包括兔耳），另一只手压住腰部（或后肢）加以保定，可用于肌肉注射、灌胃等操作。
3.2.2 将兔放在操作台上，用左手抓住颈背部皮肤，使兔下半身固定在操作者左臂下方，用右手环抱兔前肢，适用于孕兔灌胃等操作。
如图2。
3.2.3盒式保定法：将兔放入兔保定盒内，盖上盖，使兔头露在盒外，便可进行采血或注射给药等操作。
3.2.4保定板保定：将兔仰卧或俯卧在保定板上，用布带保定，四肢和头部也用布带保定，即可进行心电图检查、注射给药、采血等操作。
4.注意事项4.1 盖兔盒时必须要轻，不能用力压，否则兔脊椎骨很容易骨折，造成下肢瘫痪。
4.2 将家兔放回兔笼时，先将臀部及后肢放入笼内。
4.3 抓取时禁止抓提兔耳。
4.4 抓取要稳、准、柔、快，不可过分用力抓捏腰腹部。
二、兔的采血方法1.准备的物品、器械：注射器、采血管、止血带、酒精棉球、干棉球、保定架等2.简要：耳静脉采血、耳动脉采血、后肢静脉采血、心脏采血3.解说操作3.1耳缘静脉或耳动脉采血3.1.1 将兔保定于保定器内，用酒精棉球擦拭消毒。
3.1.2助手固定兔耳，并压迫耳缘静脉根部，使血管充盈；操作者手持注射器，针头沿耳缘静脉平行刺入血管，慢慢抽取血液。
3.1.3 助手固定兔耳，操作者手持注射器，在耳中央动脉末端，使针头沿血管平行方向刺入动脉，血液即可流入注射器内。
3.1.4 采血完毕后立即用消毒干棉球压迫止血。
3.2后肢静脉采血3.2.1 兔固定于兔保定架上，剪去胫部被毛，股部扎上止血带，使胫外侧皮下静脉充盈。
3.2.2 固定静脉，用左手两指固定好静脉，右手取带有针头的注射器内皮下静脉平行方向刺入血管，抽一下针栓，如血进入注射器，表示针头已刺入血管，即可取血。
机能学实验-动物实验技术操作训练
通过参与实验，培养学生对科学研究的兴趣和热情，激发他们的创新思维。
实验步骤简介
1
步骤一
准备实验材料和设备，确保实验环境的安全和准备工作的完善。
2
步骤二
对选择的动物进行充分的饲养和观察，了解其生理特征和行为习性。
3
步骤三
进行实验操作训练，掌握实验过程和技术要点。
动物选择与养护
选择合适的实验动物
实验技术
掌握实验中常用的技术设备 和仪器的使用，如显微镜、 离心机、试管架等。
安全操作
了解实验中的安全操作规程 和注意事项，保证实验操作 的安全和无风险。
实验数据收集与分析
数据收集 数据分析
记录观察结果和实验数据，整理和归纳数据， 准确采集实验结果。
运用统计方法和数据分析工具，对实验数据进 行处理和解读，得出科学结论。
风险与伦理考虑
安全风险
评估实验过程中的各项风险，并采取相应的安全措施，确保实验操作的无风险。
伦理问题
遵循科学伦理原则，对动物福利和实验过程中可能涉及的伦理问题进行综合考虑。
结论与展望
总结实验结果和研究成果，讨论实验的局限性和改进之处，并展望未来的研究方向和应用价值。
机能学实验-动物实验技 术操作训练
介绍机能学实验的重要性，以及动物实验技术操作训练的目的和益处，让学 生了解实验的基本概念和技能。
实验目的
1 深入理解机能学
通过动物实验，学会运用实验技术来验证和应用机能学的理论知识。
2 提升实验操作技能
通过实践，培养学生的实验操作能力，并增强他们的实践能力和综合素质。
根据实验需求和研究目的，选 择适合实验的动物种类，如实 验鼠。
科学养护动物
小白鼠的基本操作技术实验报告
小白鼠的基本操作技术实验报告小白鼠是实验室中常用的实验动物，因其生殖周期短、繁殖能力强、易于饲养等特点，被广泛应用于医学、生物学、药理学等领域的研究中。
在进行小白鼠实验时，基本操作技术是非常重要的，本文将从小白鼠的饲养、标记、注射、取样等方面介绍小白鼠的基本操作技术。
一、小白鼠的饲养小白鼠的饲养是实验的基础，只有健康的小白鼠才能进行实验。
小白鼠的饲养需要注意以下几点：1. 饲料：小白鼠的饲料应该是高质量的，含有足够的营养成分。
一般来说，实验室中使用的饲料是专门为小白鼠设计的，可以满足小白鼠的营养需求。
2. 饮水：小白鼠需要充足的饮水，因此需要给小白鼠提供干净的饮水。
实验室中一般使用自来水或者经过过滤的水作为小白鼠的饮水。
3. 温度和湿度：小白鼠需要适宜的温度和湿度，一般来说，小白鼠的饲养环境温度应该在20-26℃之间，湿度应该在40-60%之间。
4. 环境卫生：小白鼠的饲养环境需要保持干净卫生，定期更换饲料和饮水，清理笼子和废弃物等。
二、小白鼠的标记在进行小白鼠实验时，需要对小白鼠进行标记，以便于对不同小白鼠进行区分。
小白鼠的标记方法有以下几种：1. 耳标：耳标是最常用的小白鼠标记方法之一，可以通过在小白鼠的耳朵上打孔或者剪下一小块耳朵来进行标记。
2. 尾标：尾标是另一种常用的小白鼠标记方法，可以通过在小白鼠的尾巴上打结或者剪下一小段尾巴来进行标记。
3. 毛发染色：可以通过染色剂将小白鼠的毛发染成不同的颜色来进行标记。
三、小白鼠的注射在进行小白鼠实验时，需要对小白鼠进行注射，以便于给小白鼠注入药物或者其他物质。
小白鼠的注射方法有以下几种：1. 腹腔注射：腹腔注射是一种常用的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的腹部注射药物或者其他物质。
2. 尾静脉注射：尾静脉注射是另一种常用的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的尾部注射药物或者其他物质。
3. 皮下注射：皮下注射是一种比较简单的小白鼠注射方法，可以通过在小白鼠的皮下注射药物或者其他物质。
动物实验常用操作技术
动物实验常用操作技术动物实验常用操作技术是指在动物实验过程中常用的一些操作技术，用于进行动物实验的各项实验操作。
这些操作技术的选择和使用对于实验结果的准确性和可靠性有着重要的影响。
在动物实验中，常用的操作技术主要包括动物麻醉、注射、剖检、培养和观察等。
一、动物麻醉技术动物麻醉技术是在动物实验中常用的首要操作技术之一、麻醉技术的运用可以使实验动物保持在一定的安静状态下，减轻动物实验过程中的痛苦和压力，同时还可以提高实验的可靠性和准确性。
常用的动物麻醉技术主要有局部麻醉、全身麻醉和麻醉复苏等技术。
局部麻醉常用的方法有局麻药物的表面涂擦、注射、浸渍和包扎等方式；全身麻醉常用的方法有麻醉药物的口服、皮下、肌肉注射、静脉注射等方式；麻醉复苏技术包括将动物由麻醉状态逐渐恢复到清醒状态，并监测复苏过程中的生理指标。
二、动物注射技术动物注射技术是在动物实验中常用的操作技术之一、注射技术的运用可以向实验动物的体内引入药物、疫苗或其他试剂，观察其对动物的作用和效果。
常用的动物注射技术主要有皮下注射、肌肉注射、静脉注射和腹腔注射等。
皮下注射一般是将药物或试剂注射到动物的皮下组织中；肌肉注射是将药物或试剂注射到动物的肌肉组织中；静脉注射是将药物或试剂注射到动物的血管中；腹腔注射是将药物或试剂注射到动物的腹腔腔隙中。
三、动物剖检技术动物剖检技术是在动物实验中常用的操作技术之一、剖检技术的运用可以观察动物内部器官的结构和病变，对实验结果的解释和分析起到关键的作用。
常用的动物剖检技术主要包括尸体解剖和活体解剖两种。
尸体解剖是在动物死亡后对尸体进行的解剖，以观察其内部器官的结构和异常情况；活体解剖是在动物存活的情况下进行的解剖，以观察其内部器官的运动和功能情况。
四、动物培养技术动物培养技术是在动物实验中常用的操作技术之一、培养技术的运用可以在体外条件下维持动物细胞和组织的生长和繁殖，为研究动物细胞和组织的生物学特性提供便利。
常用的动物培养技术主要有细胞培养和组织培养两种。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
机能学实验动物实验技术操作训练
因腹壁与腹腔内脏紧贴，作腹壁切口时一定提起腹壁，以免伤及腹腔内脏。
01
分离输尿管时，注意分清输精管，输精管为围绕输尿管横向走行的白色管，与膀胱无联系。
02
分离输尿管时不要伤及周围血管，以防出血模糊手术野。分离应尽量干净，以便剪口和插管时看得清楚。
03
插管时不要插入肌层与粘膜之间，插入方向应与输尿管方向一致，勿使输尿管扭结。
4
(4)麻醉效果
麻醉过量 实验动物会出现两种情况，一是呼吸、心搏骤停或间断等情况：二是动物全身皮肤色表紫，呼吸运动浅而慢。要密切观察动物生命体征的变化，做好实施各项抢救工作的准备。
麻醉过浅 动物可能出现挣扎、尖叫等表现，需要及时地追加麻醉药物，但一次追加不宜超过总量1／3，并密切观察动物是否已达到麻醉的基本状态。
3.颈总动脉插管术(视频)
A
分离动脉时不要损伤动脉的小分支，以免造成出血。
B
颈总动脉剪口不宜过大或过小，过大易于使颈总动脉插断，过小导管不易插入。
C
动脉导管的插入端要光滑，不能过尖，以防刺破动脉壁，引起大出血。
D
未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
(2)注意事项
膀胱插管术(视频)
膀胱插管操作要点： 在耻骨联合上方备皮，做一3~5cm的切口，沿腹白线打开腹腔，暴露膀胱，将膀胱向下方翻开，可见白色输尿管。 结扎尿道口。 膀胱底部剪一小口，插入导管，与切口处的膀胱壁结扎固定。
1.家兔的捉拿
可损伤两肾 可造成皮下出血 可损伤两耳
图2 错误捉拿法
家兔的称重
注意点： 调零 切勿使劲按压称面 将家兔放在婴儿秤上，待家兔安静的时候观察体重并记录。
1
2
二、家兔的麻醉
大小鼠实验动物的一般操作技术
大小鼠实验动物的一般操作技术实验动物是科学研究中常用的一种工具，其中大小鼠是最常用的实验动物之一、这些实验动物的使用需要遵循一定的操作技术。
下面将介绍关于大小鼠一般操作技术的一些要点。
一、动物选择与检查1.动物选择：选择健康、品种纯正、年龄适宜但无疾病的大小鼠进行实验，确保实验结果的可靠性。
2.动物检查：在实验开始前，对实验动物进行全面检查，包括观察其活动能力、呼吸、食欲、毛色等，确保动物在实验中的正常状态。
二、鼠舍准备1.鼠舍清洁：清洁鼠舍是保证实验动物健康的重要环节。
鼠舍每日清理，彻底清除鼠粪、鼠尿和残留的饲料等。
2.鼠舍温度和湿度：保持鼠舍的适宜温度和湿度，避免温度过高或过低，影响实验结果。
三、动物饲养1.饲料提供：根据实验需要，提供适宜的饲料，保证实验动物获得足够的营养。
2.饮水供应：提供清洁的饮用水，确保实验动物的水源充足。
3.养殖密度：根据动物种类和实验要求，合理控制养殖密度，避免拥挤引发的争斗和伤害。
四、动物标识和记录1.动物标识：为每只实验动物标记唯一的标识符，以便鉴别和跟踪。
2.动物记录：详细记录每只实验动物的基本信息，包括性别、年龄、体重、出生日期等，以及实验中的相关数据，确保数据的可靠性和准确性。
五、实验操作1.动物处理：根据实验需求，对实验动物进行相应的处理，包括剂量给药、手术操作等。
2.实验观察：对实验动物进行观察，记录与实验目的相关的表现、行为等数据。
3.安全措施：在进行实验操作时，确保实验人员和实验动物的安全，遵守相关的安全操作规程。
六、动物福利1.人道处理：在实验过程中，必须对待实验动物给予必要的照顾，确保其生理和心理福利。
2.道德原则：根据相关伦理和法律规定，遵循实验动物使用和保护的道德准则，最大限度地减少实验动物的痛苦和压力。
总结：大小鼠的操作技术是实验过程中至关重要的一部分。
合理的操作技术可以确保实验动物的健康与福利，同时保证实验结果的准确性和可靠性。
在进行大小鼠实验前，研究人员需要了解并严格遵守相关的操作规程和伦理法规，以确保实验的成功进行。
实验动物的一般操作技术(兔,豚鼠)
实验动物的标记方法：实验动物常需要编号标记以示区别。
编号的方法很多，根据动物的种类、数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
兔：挂牌法刺纹法剪毛法染色法豚鼠：挂牌法刺纹法染色法剪耳法挂牌法：该法适用于狗等大型动物。
打号法：该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。
刺纹法：该法适用于大小鼠、豚鼠等。
用7号或者8号针头蘸碳素墨水在动物耳朵、前后肢、尾巴等部位刺入皮下，留下黑色标记，在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。
此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
剪耳法：此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
化学药品涂染动物被毛法（染色法）：常用的染料：苦味酸酒精饱合溶液（黄色）；5%中性红或品红溶液（红色）；小鼠和大鼠用得多。
实验动物随机分组方法：各组非处理因素齐同，防止非处理因素干扰处理因素的效应。
1.将动物按性别，用感应量为0.1g的天平称重，编号，按体重从大到小排序。
2.按实验设计要求进行分组。
常见的实验设计方案是配伍设计、完全随机分组设计和随机区组设计。
随机方法有：随机数字表和随机分组表。
常用“Z”字型分组法。
3.各组之间尽量齐同，同组、同性别动物体重变异系数小于10%。
不同组间同性别动物体重变异系数小于5%。
4.如对性别无特殊要求，宜选用雌雄动物各半，单独分组后雌雄合并。
（常采用每组20只，雌雄各10只）实验动物染毒途径和方法：根据实验目的/实验动物种类，最关键是要参照人接触受试物途径。
例：经口药品、保健品、食品————采用经口染毒静脉药品——————————采用静脉、腹腔染毒农药、化妆品————————经皮染毒易挥发物质—————————经呼吸道染毒1. 经口染毒：喂饲:将受试物掺入动物饲料或饮水中供实验动物自行摄入。
优点：符合人类接触受试物的实际情况；但缺点多：适口性差的受试物，实验动物拒食；易挥发和水解的受试物不适用。
家兔手术技术训练生理实验报告
实验十家兔手术技术训练一、实验目的1．了解急性整体动物实验的流程；2．学习和掌握家兔的常用手术技术和麻醉技术；3．掌握家兔的气管插管术；4．实践家兔的腹部手术技术；5．学习家兔的开颅术。
二、实验原理急性动物实验中常以血压、呼吸等为指标，以静脉注射、放血等为实验方法。
需要暴露气管、颈总动脉，颈外静脉，股动脉，股静脉，并做相应的插管，以及分离迷走神经，减压神经及股神经等。
手术主要在颈部和腹部进行。
在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。
麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛，保持安静，保证实验的顺利进行。
麻醉剂的种类繁多，作用原理不尽相同，在应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质慎重加以选择。
麻醉必须适度，过深或过浅均会给手术或实验带来不良影响。
麻醉的深浅可从呼吸，某些反射的消失，肌肉的紧张程度和瞳孔的大小加以判断。
常用刺激角膜以观察角膜反射。
适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。
因为实验时，容易损伤喉返神经，造成皮下水肿，动物呼吸困难甚至窒息，所以一旦开始实验要尽快实行气管插管术。
暴露气管后在气管中段，于两软骨环之间，剪开气管口径之半，在向头端作一小纵切口呈倒“T”形。
用镊子夹住T形切口的一角，将适当口径的气管套管由切口向心端插入气管腔内，用粗线扎紧，再将结扎线固定于“Y”形气管插管分叉处，以防气管套管脱出。
做切口前，应注意切口的大小和解剖结构，一般以少切断神经和血管为原则，同时应尽可能地使切口与各层组织的纤维方向一致。
切口的大小，既要便于手术操作，但也不可过大。
做切口时，先用左手拇指和食指、中指将预定切口上端两侧的皮肤固定，右手持手术刀，用执弓式或执笔式，以适当的力量，一次全线切开皮肤和皮下组织，直至肌层。
手术过程中，要随时注意止血，以免造成血肉模糊，难以分辨血管和神经，延误手术时间。
微小血管出血，可用湿热生理盐水纱布按压止血；较大血管出血，需先找到出血点，用止血钳夹住，而后用线结扎；大血管破损，应准确、快速止血，否则失血过多，影响实验。
兔实验技术操作范文
兔实验技术操作范文兔实验是一种常见的动物实验方法，用于研究和测试各种药物、疾病和生理功能。
兔实验通常涉及到一系列技术操作，下面将详细介绍与兔实验相关的常见技术操作。
1.兔的选择和准备在进行兔实验之前，需要从健康、年龄相近的群体中选择合适的兔子。
通常选择体重在2-5千克之间的成年兔子。
选择前要确保兔子没有明显的疾病或病史。
2.麻醉和镇痛为了进行各种操作，需要先给兔子进行麻醉。
常见的麻醉方法包括静脉注射麻醉剂或通过鼻腔给予麻醉气体。
麻醉后需要给兔子提供适当的镇痛措施，以减轻术后疼痛和不适。
3.手术操作根据实验的需求，可能需要进行不同类型的手术操作。
常见的手术操作包括心脏手术、神经外科手术和腹腔手术等。
手术过程中需要注意操作的精细性和无菌操作，以防止感染和并发症。
4.体液采集在实验的不同阶段，可能需要采集兔子的血液、尿液或其他体液样品。
血液采集可以通过耳静脉抽血或心脏穿刺等方法进行。
尿液采集可以通过膀胱刺穿或膀胱导管等方法进行。
在进行体液采集前，需要采取适当的准备措施和无菌操作。
5.药物给药在兔实验中，常常需要通过不同途径给予药物。
常用的给药途径包括静脉注射、皮下注射、肌肉注射和口服给药等。
给药前需要准确计量药物剂量，并在给药后观察兔子的反应和药效。
6.观察和数据记录在实验进行过程中，需要及时记录和观察兔子的生理指标和行为变化。
比如体温、心率、呼吸等生理指标的监测，以及食欲、活动能力和行为反应的观察。
这些数据的记录对于实验结果的分析和解读非常重要。
7.实验结束和人道处置实验结束后，需要进行人道处置以减少兔子的痛苦和疾病传播。
常见的处理方式包括使用麻醉药物进行安乐死，避免引起痛苦；或将兔子交给专业的动物福利机构，进行后续的照顾和饲养。
总结起来，兔实验涉及到兔的选择和准备、麻醉和镇痛、手术操作、体液采集、药物给药、观察和数据记录以及实验结束和人道处置等一系列技术操作。
在进行兔实验时，应始终注重动物福利和伦理原则，确保操作的准确性和可靠性，以取得有意义的实验结果。
动物实验基本操作技术手册
动物实验是一项敏感和复杂的工作，必须在合乎伦理的前提下进行，且需要遵循相关法规和指南。
以下是一个基本的动物实验操作技术手册大纲，但请注意，实施动物实验前，确保已经获得了合适的伦理批准和遵循当地法规。
1. 实验前准备：-获取伦理委员会的批准。
-确保实验室和设备符合标准。
-训练实验人员，确保其了解实验目的和操作流程。
2. 动物选择和养护：-选择适当的实验动物种类。
-确保动物的健康状况和遗传背景。
-提供适当的饲料、水和住房条件。
3. 实验设计：-制定明确的实验计划和协议。
-随机分组和安排实验。
-控制实验变量，确保结果的可靠性。
4. 麻醉和手术技术：-使用适当的麻醉剂和疼痛缓解措施。
-实施外科手术时，保持严格的无菌操作。
-确保手术室环境符合标准。
5. 实验操作和数据收集：-严格遵循实验方案的步骤。
-使用精确的测量工具。
-记录和存储实验数据。
6. 动物监测：-定期监测实验动物的生理指标。
-观察动物行为和外观。
-确保动物福祉和及时干预。
7. 实验结束和处理：-完成实验后，安全地结束动物的参与。
-对实验动物进行适当的处置或重返饲养环境。
-清理和消毒实验设备和环境。
8. 数据分析和报告：-使用统计工具对数据进行分析。
-撰写实验报告，详细描述实验设计、方法和结果。
-提交实验结果给相关的科研机构或期刊。
9. 废弃物处理：-安全处理动物实验产生的废弃物。
-符合相关环境法规，确保废弃物不对环境造成污染。
10. 纪录保存和档案管理：-确保实验记录和数据的安全存储。
-遵循机构和法规的档案保存要求。
11. 反馈和改进：-定期进行实验室审核和评估。
-根据实验结果和经验，改进实验设计和操作流程。
请注意，这只是一个基本的手册大纲，具体的操作流程和技术要求可能根据实验的具体内容和动物种类而有所不同。
在进行任何动物实验之前，请确保阅读并遵循相关法规和伦理指南，以确保实验的合法性和伦理性。
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五、颈部手术
1.气管插管术(视频)
图7 切皮运刀方法 用手术刀时，先用手或器械使两侧组织牵拉紧张 情况下，以刀刃作垂直的轻巧的切开，不要作刮削的 动作。
甲状软骨
倒“T”形切口
“Y”形气管插管
结扎线头
结扎线
图8
气管插管示意图
(2)气管插管术操作要点：
①颈部正中切开皮肤，钝性分离暴露气管、穿线备用。 ②于气管中段第三或第四软骨环上向头端作一纵向倒“T” 形切口。 ③将气管导管由切口向胸部方向插入气管腔内。 ④在气管软骨环之间进行结扎，并将棉线固定于插管分 叉处。
(3)耳缘静脉注射要点：
①充分暴露耳背外缘耳缘静脉。 ②左食指、中指轻夹耳根部使静脉充盈。
③注射点的选择。
④从远心端以30℃角度进针刺入静脉后顺血管平行方向 深入1cm。 ⑤左手拇指、食指在刺入部位将针头与兔耳固定。 ⑥注意注入速度和密切观察家兔的反应。
⑦注射完后注意止血。
(4)麻醉效果 动物呼吸平稳深慢
③动脉导管的插入端要光滑，不能过尖，以防刺破动
脉壁，引起大出血。 ④未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
六、腹部手术 1.膀胱插管术(视频)
(1)膀胱插管操作要点：
①在耻骨联合上方备皮，做一3~5cm的切口，沿腹白线 打开腹腔，暴露膀胱，将膀胱向下方翻开，可见白色输尿 管。 ②结扎尿道口。 ③膀胱底部剪一小口，插入导管，与切口处的膀胱壁 结扎固定。
[实验对象]
健康家兔,雌雄不拘,体重2.0～2.5Kg
[实验内容]
1.家兔的捉拿、麻醉与固定 2.颈总动脉、神经分离术 3.气管插管 4.动脉插管 5.膀胱插管 6.输尿管插管
[实验器材和药品]
1.器材： 兔手术台、哺乳类手术器械一套、三通、 动脉夹、动脉插管、气管插管、输尿管插管、 膀胱插管、纱布、棉线、注射器、绑腿带、污 物杯。
角膜反射迟钝或消失
肢体肌肉松弛 皮肤夹捏反射消失
(5) 麻醉意外
①麻醉过量 实验动物会出现两种情况，一是呼吸、心 搏骤停或间断等情况：二是动物全身皮肤色表紫，呼吸运动
浅而慢。要密切观察动物生命体征的变化，做好实施各项抢
救工作的准备。 ②麻醉过浅 动物可能出现挣扎、尖叫等表现，需要
及时地追加麻醉药物，但一次追加不宜超过总量1／3，并密 切观察动物是否已达到麻醉的基本状态。
图3 家兔耳缘静脉(红色箭头)
4.家兔耳缘静脉注射方法 (1)助手按下图的方式将家兔固定 助手的一侧上肢弯 曲与同侧的躯干夹住家 兔的后半部位，同时该 侧的手托住家兔的腹部， 另一只向上抓住家兔的 颈背部。 图4 家兔耳缘静脉麻醉前固定
(2)注射方法(视频) 静脉穿刺意外(视频)
图5 家兔耳缘静脉注射方法
(3)注意事项
①颈部皮肤切口，皮下组织和颈前肌肉群的分离均在一 定要沿正中线进行。 ②分离肌肉时，要顺着肌肉的走向钝性分离，而且动作
须轻柔，止血钳插入不宜过深，以防损伤深层的食管和血
管。 ③插管之前先用蘸有生理盐水的棉球，挤尽水分后进行 清理气管内的血液和分泌物，以保证气道通畅。 ④插管时动作轻柔，若见插管内有血，应取出插管擦净
①于气管一侧小心分离颈总动脉约3cm穿两线备用。 ②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。 ③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心 一侧剪开管壁的1/3。 ④插管前导管和压力换能器的肝素化。 ⑤插管后结扎固定。
(2)注意事项
①分离动脉时不要损伤动脉的小分支，以免造成出血。 ②颈总动脉剪口不宜过大或过小，过大易于使颈总动 脉插断，过小导管不易插入。
2.药品： 25%氨基甲酸乙酯溶液(乌拉坦)
[实验方法]
一、家兔的捉拿与称重 1.家兔的捉拿
右手抓住家兔颈背部皮肤， 轻轻将家兔提起，迅速以左 手托住其臀部，使家兔体重 主要落左掌心上，以免损伤 动物颈部。 注意点： 家兔一般不咬人，但脚 爪锐利，在挣扎易抓伤捕捉 者，所以捕捉时要特别注意 其四肢。
第四次实验
动物实验的基本操作训练
Basic Operation in Animal Experiment
教师：金寰、田虹
[实验目的]
1.学习捉拿家兔的正确方法和固定。
2.掌握常用手术器械的正确使用方法。
3.学习动物实验的基本操作技术，包括麻 醉、切口与止血、气管插管术、神经分离术、 颈动脉插管术、输尿管插管术、膀胱插管术。
三、固定方法
1.仰卧固定
头部用一根粗棉线拉住 兔的两只门齿后栓在兔板的 铁柱或固定于钩上。两前肢 平直放在胸腰部两侧,用粗棉 绳的一端缚扎腕关节以上部 位,缚绳从背后左右交叉穿过, 压在对侧前肢的前臂上,再紧 扎于兔板两侧的木钩上,两后 肢左右分开, 缚绳扎踝关节 以上部位,另一端分别固定于 兔板后两侧的木钩上,
③待输尿管充盈后，在结扎处前方的管壁上剪一楔形 小口（小于管径1/2），从此孔向肾脏方向插管，固定。
(2)输尿管插管应注意：
①因腹壁与腹腔内脏紧贴，作腹壁切口时一定提起腹壁， 以免伤及腹腔内脏。
②分离输尿管时，注意分清输精管，输精管为围绕输尿 管横向走行的白色管，与膀胱无联系。
③分离输尿管时不要伤及周围血管，以防出血模糊手术 野。分离应尽量干净，以便剪口和插管时看得清楚。 ④插管时不要插入肌层与粘膜之间，插入方向应与输尿 管方向一致，勿使输尿管扭结。 ⑤输尿管插管易引起输尿管出血，血凝块阻塞导管，可 用肝素生理盐水冲洗，保持输尿管通畅。
图1
正确捉拿家兔
可损伤两肾
可造成皮下出血
可损伤两耳
图2
错误捉拿法
2.家兔的称重
将家兔放在婴儿秤上，待家兔安静的时候 观察体重并记录。 注意点： (1)调零 (2)切勿使劲按压称面
二、家兔的麻醉
1. 药品:25%氨基甲酸乙酯(又名:乌拉坦)
2. 参考剂量:1g∕kg ，相当于4ml∕kg
3. 给药途径:耳缘静脉
(2)注意事项
①因腹壁与腹腔内脏紧贴，作腹壁切口时一定 提起腹壁，以免伤及腹腔内脏。
②动作轻柔，以免引起损伤性尿闭。
③注意膀胱插管不要插入过深。
2.输尿管插管术(视频) (1)输尿管插管操作要点：
①在耻骨联合上方备皮，做一3~5cm的切口，沿腹白线 打开腹腔，暴露膀胱，将膀胱向下方翻开，可见白色输尿 管。 ②游离输尿管，下方穿2根线，在入膀胱处用一细线结 扎输尿管，另一细线打松结备用。
图6
家兔仰卧固定法
2.注意事项
(1)活结的打法；
(2)颈部必须放正拉直，且不要超过铁杆；
(3)缚绳要紧扎于兔板两侧的木钩上，防止家
兔挣扎时挣脱缚绳；
(4)拉出舌头，用温热盐水纱布或棉球压迫止血。 2.钳夹止血法 对准出血点迅速、准确钳夹，一般 细小血管用此法。 3.结扎止血法 较大的血管出血，用血管钳夹住出 血点，结扎止血。
友情提示： 1.请不要向水槽内倾倒固体垃圾（如兔毛、 血凝块、纸巾、棉线及棉球等）； 2.请勿使用外带U盘等拷贝设备及擅改电脑 设置(如桌面主题等); 3.请勿进行与实验无关的活动。
Copyright 2008 wust
下次实验
家兔呼吸运动的调节及胸内负压的测定
地点：第二实验室
血液，再进行插管。
2.颈部神经分离术(视频) 迷走神经
减压神经 交感神经 颈总动脉
（最粗、明亮）
（较细）
（最细、常与 交感神经贴在 一起）
图7 血管神经鞘示意图
(2)神经分离术操作要点：
①暴露神经的手法。 ②仔细辨认神经，用玻璃分针轻轻分离神经。 ③分离神经的先后顺序。
3.颈总动脉插管术(视频) (1)颈总动脉插管术操作要点：